[6]-Gingerol ułatwia wydzielanie CXCL8 i wytwarzanie ROS w pierwotnych ludzkich neutrofilach poprzez celowanie w kanał TRPV1, część 2

2.6. Wpływ [6]-Gingerolu na wydzielanie CXCL8 po stymulacji fMLF

Poprzedni wynik skłonił do postawienia pytania, czy zmieniona ekspresja białka na powierzchni neutrofili wpływa na ogólne reakcje tych komórek na dobrze znane cząsteczki aktywujące, takie jak fMLF.

Gdy izolowane neutrofile były wstępnie inkubowane z [6]-gingerolem w stężeniu 50 nM przez 2 godziny i stymulowane różnymi stężeniami fMLF przez dodatkowe 4 godziny, wzrost wydzielania CXCL8 po późniejszej stymulacji fMLF w stężenia 0,3 nM (22 procent, p {{1{28}}}}.{30}}8), 0,5 nM (32 procent, p = 0,05), i 1 nM (33 procent, p=0, 03) wykazano w porównaniu z samą stymulacją fMLF (Figura 6). Również wstępna inkubacja neutrofili przez 2 godziny z 50 nM [6]-gingerolem sprzyjała przesunięciu wartości EC50 z 0,66 do 0,49, co wskazuje na zwiększoną reakcję komórek na fMLF. W przeciwieństwie do tego, wstępna inkubacja neutrofilów z samym 50 nM [6]-gingerolem przez 2 godziny nie indukowała wydzielania CXCL8 (CXCL8 niewykrywalny, dane nie pokazane).

Neutrofile są jedną z najważniejszych komórek w układzie odpornościowym człowieka. Pełnią kluczowe funkcje odpornościowe i mogą skutecznie chronić nas przed różnymi zarazkami, wirusami, bakteriami i innymi patogenami, poprawiając w ten sposób naszą odporność.

Główną funkcją neutrofili jest szybkie wejście do miejsca uszkodzenia w przypadku zakażenia lub uszkodzenia w celu fagocytowania i trawienia patogenów, komórek martwiczych i kompleksów immunologicznych itp. oraz uwalniania szeregu substancji przeciwbakteryjnych i mediatorów stanu zapalnego, takich jak dopełniacz, interferon, czynniki komórkowe itp., aktywując w ten sposób i kierując inne komórki odpornościowe do walki z patogenami i naprawy uszkodzonych tkanek. Ponadto neutrofile mogą również uczestniczyć w produkcji autoprzeciwciał i naprawie tkanek w organizmie.

Dlatego neutrofile są ściśle związane z odpornością organizmu. Niska liczba neutrofili może sprawić, że organizm będzie podatny na infekcje lub choroby autoimmunologiczne, podczas gdy wysoka liczba może prowadzić do nadmiernego stanu zapalnego lub braku równowagi układu odpornościowego. Dlatego utrzymanie prawidłowej liczby neutrofili jest bardzo ważne dla utrzymania odporności człowieka.

Ćwicząc, zdrowo się odżywiając, wysypiając się itp., możemy poprawić naszą odporność, walczyć z różnymi patogenami, zmniejszyć stany zapalne i chronić nasze zdrowie. Jednocześnie, gdy wystąpi choroba, możemy również utrzymać prawidłową liczbę neutrofili, wzmocnić odporność i promować powrót do zdrowia poprzez aktywne leczenie i unikanie niepotrzebnego nadużywania leków.

Krótko mówiąc, neutrofile są ważną częścią układu odpornościowego naszego organizmu. Utrzymanie prawidłowej liczby neutrofili może wzmocnić naszą odporność i chronić nasze zdrowie. Dlatego zachowujmy pozytywne nastawienie do życia, dbajmy o zdrowie, skutecznie wzmacniajmy odporność i cieszmy się zdrowym i szczęśliwym życiem. Z tego punktu widzenia musimy zwrócić uwagę na poprawę naszej odporności. Cistanche może znacznie poprawić odporność, ponieważ popiół mięsny zawiera różnorodne biologicznie aktywne składniki, takie jak polisacharydy, dwa grzyby, Huang Li itp. Składniki te mogą stymulować mięso Wszystkie rodzaje komórek układu odpornościowego zwiększają swoją aktywność immunologiczną.

Kliknij dodatek cistanche deserticola

2.7. Wpływ [6]-Gingerolu na produkcję ROS

Następnie przeanalizowaliśmy, czy inkubacja neutrofili z [6]-gingerolem wpływa na wytwarzanie przez nie reaktywnych form tlenu po 2-godzinnym okresie inkubacji z [6]-gingerolem i po późniejszej stymulacji 1 nM fMLF.

Analizy nie wykazały statystycznie istotnego wpływu 2-godzinnej inkubacji neutrofili z 50 nM [6]-gingerolem (ryc. 7A). Jednak wstępna inkubacja neutrofili przez 2 godziny z 50 nM [6]-gingerolu, a następnie stymulacja komórek 1 nM fMLF zwiększyła wytwarzanie ROS o 27,8% ± 2,2% (Figura 7B).

2.8. Farmakologiczne hamowanie TRPV1 odwraca efekty wywołane [6]-Gingerolem

Aby zweryfikować udział TRPV1 w indukowanym [6]-gingerolem wzroście wydzielania CXCL8 i produkcji ROS po stymulacji fMLF, zastosowano specyficzny inhibitor TRPV1 trans-tertbutylocykloheksanol (BCH). [5a] Wiązanie BCH z TRPV1 przerywa jego interakcję z [6]-gingerolem i tym samym powinien hamować efekty wywołane przez [6]-gingerol, co pozwoliłoby na stwierdzenie, że obserwowane efekty są zależne od TRPV1.

W tym podejściu ludzkie neutrofile inkubowano z [6]-gingerolem przez 2 godziny lub z [6]-gingerolem i BCH przez 2 godziny, a następnie stymulowano 1 nM fMLF. Mogliśmy wykazać, że wzrost produkcji CXCL8 indukowany przez wstępną inkubację neutrofili z 50 nM [6]-gingerolem i późniejszą stymulację 1 nM fMLF nie mógł zostać wykryty, gdy komórki były wstępnie inkubowane z kombinacją [6] - gingerol i 100 μM BCH (ryc. 8A), potwierdzając udział TRPV1 w efektach indukowanych [6]-gingerolem. W przypadku produkcji ROS wstępna inkubacja neutrofili z kombinacją [6]-gingerolu i BCH prowadziła do jeszcze niższych wartości niż kontrola rozpuszczalnika (Figura 8B).

3. Dyskusja

Chociaż właściwości chemosensoryczne niektórych kanałów TRP zostały dobrze opisane, ich funkcja w tkankach innych niż sensoryczne jest znacznie mniej jasna. Jeśli chodzi o ich ogólny profil ekspresji w tkankach niesensorycznych, takich jak leukocyty krwi, w przeszłości przeprowadzono tylko kilka badań. W 2011 Wenning i wsp. [24] przeanalizowali ekspresję RNA członków rodzin TRPC, TRPM i TRPV w pierwotnych ludzkich limfocytach T CD4 plus za pomocą RT-PCR. Odkryli spójną ekspresję TRPC1, TRPC3, TRPV1, TRPM2 i TRPM7.

Ponadto wykazano, że TRPC3 moduluje zależną od Ca2 plus proliferację pierwotnych komórek T CD4 plus. Jeśli chodzi o profil ekspresji, zgłoszone wyniki [24] są zgodne z naszymi danymi, z wyjątkiem TRPC3, który w niniejszej pracy został wykryty tylko z częstotliwością 80 procent. W ludzkich neutrofilach Heiner i wsp. [11] przeanalizowali wzór ekspresji transkryptów specyficznych dla TRP za pomocą RT-PCR. Wykazali specyficzne transkrypty dla LTRPC2 (TRPM2), TRPV1, białka podobnego do receptora waniloidowego 1 (TRPV2), nabłonkowego Ca2 plus kanał 1 (TRPV5), nabłonkowego Ca2 plus kanał 2 (TRPV6) i TRPC6, co jest całkowicie zgodne z naszymi wyniki.

Jednak do tej pory, zgodnie z naszą wiedzą, nie przeanalizowano żadnych kompleksowych danych ilościowych dotyczących ekspresji RNA wszystkich 27 członków nadrodziny ludzkiego TRP dla pięciu najważniejszych typów komórek leukocytów krwi. Uzyskane wyniki pozwalają nam stwierdzić, że ekspresja kanału TRP nie jest zależna od linii. W związku z tym można postawić hipotezę, że ekspresja kanałów TRP jest regulowana, a nie indywidualnie. Jakie okoliczności wpływają na ekspresję każdego kanału TRP w każdym typie komórek w określonym momencie, można jedynie spekulować, ale oprócz ogólnych aspektów fizjologicznych mogą one również obejmować indywidualne nawyki żywieniowe i stan odżywienia.

Na przykład wykazano, że wysoki poziom glukozy zwiększa ekspresję TRPC1, TRPC3, TRPC5, TRPC6, TRPM6 i TRPM7 w ludzkich monocytach.[25] Warto zauważyć, że nie mogliśmy w ogóle wykryć TRPC3 i TRPC5 w monocytach, co można wyjaśnić analizując komórki od różnych dawców, wspierając wysoce indywidualną regulację ekspresji kanału TRP.

Natomiast stymulacja neutrofilów ligandem TRPV1 [6]-gingerolem w stężeniu 50 nM przez 2 h nie wykazała istotnego wpływu na ekspresję RNA i białek powierzchniowych. Ten ostatni wynik może nasuwać wniosek, że inkubacja nie prowadzi do internalizacji receptora. Jest to zgodne z odkryciem, że kapsaicyna wywołuje internalizację TRPV1 tylko przy wyższych stężeniach (EC50: 500 nM) w komórkach TRPV1 plus HEK293.[26]

Inkubacja neutrofilów z [6]-gingerolem w stężeniu 50 nM przez 2 h doprowadziła do istotnych zmian w ekspresji białek innych niż TRPV1 na powierzchni, tj. do zwiększenia ekspresji receptora fMLF FPR1, CD11b i CD66b. To odkrycie było interesujące, ponieważ wcześniej wykazano, że pobudzanie neutrofili powoduje podwyższoną ekspresję powierzchniową receptora fMLF FPR1, CD11b, CD35 i CD66b. Odwrotnie, ekspresja CD62L została zmniejszona poprzez złuszczanie enzymatyczne w pierwotnych neutrofilach.[28] Torowanie to proces, w którym neutrofile przechodzą ze stanu spoczynku do stanu „gotowości do działania”, charakteryzującego się zdolnością do silniejszej odpowiedzi na bodźce aktywujące, bez cech pełnej aktywacji, np. wytwarzania ROS.[16b] Czy obserwowane zmiany fenotypowe można przypisać primingowi neutrofili pozostaje w tym momencie nieuchwytny.

Jednak zwiększona ekspresja powierzchniowa FPR1 może prowadzić do zwiększonej odpowiedzi neutrofili na jego ligand, fMLF, najważniejszy i najlepiej zbadany aktywator neutrofili. Stymulacja neutrofilów za pomocą fMLF prowadzi, między innymi, do uwolnienia chemokin, przy czym CXCL8 (IL{3}}) ma kluczowe znaczenie dla tej odpowiedzi. CXCL8 działa jako chemoatraktant na inne komórki, kierując je w ten sposób do miejsca infekcji. Rzeczywiście, wstępna inkubacja ludzkich neutrofili z [6]-gingerolem, a następnie stymulacja fMLF doprowadziła do zwiększonego wydzielania chemokiny CXCL8. Jednak efekt ten można było zaobserwować tylko w zakresie stężeń 0,3–1 nM fMLF. Powodem tego może być to, że wyższe stężenia fMLF indukują odczulanie lub internalizację receptora,

co zniosłoby wywołany [6]-gingerolem wzrost ekspresji FPR1.[29] Zwiększoną odpowiedź wobec fMLF wykazano również dla wytwarzania ROS po wstępnej inkubacji komórek z [6]-gingerolem i późniejszej stymulacji 1 nM fMLF. Farmakologiczne hamowanie TRPV1 przez trans-test-butylocykloheksanol doprowadziło do jeszcze niższych poziomów ROS niż w grupie kontrolnej, co może wskazywać na ogólny częściowy udział TRPV1 w produkcji ROS w ludzkich neutrofilach, jak wykazano dla neuronów zwoju korzenia grzbietowego myszy. ]

Sama 2-godzinna inkubacja wstępna nie zwiększyła produkcji ROS, co również wskazuje na zwiększoną reaktywność komórek, ale nie zapoczątkowała produkcji ROS przez [6]-gingerol. Ponadto badanie przesiewowe cytokin i chemokin ujawniło jedynie dość małą liczbę transkryptów regulowanych przez inkubację neutrofili z [6]-gingerolem, z nawet niezmienionym poziomem transkryptu TRPV1 i białka powierzchniowego. Oznacza to, że obserwowane zmiany funkcjonalne i fenotypowe zachodzą przy braku syntezy de novo.

O nieco niespójnych wcześniejszych ustaleniach, nasze wyniki potwierdzają funkcjonalną ekspresję TRPV1 w ludzkich neutrofilach. Jednak Schepetkin i wsp. [22] wykazali hamujący wpływ acetonu geranylu za pośrednictwem TRPV na migrację neutrofilów w kierunku fMLF oraz indukowaną przez CXCL8- wewnątrzkomórkową mobilizację Ca2 plus, w przeciwieństwie do naszych wyników, które wskazują na stymulujący wpływ na TRPV1 po późniejszej aktywacji . Oprócz tego, że są to różne związki, jednym z powodów tej rozbieżności mogą być różne stosowane stężenia związków, ponieważ Schepetkin i wsp. [22] zastosowaliśmy stężenie 50 μM acetonu geranylu, podczas gdy w naszej pracy zastosowaliśmy tylko 50 nM [6]-gingerolu. To stężenie zostało wybrane na podstawie naszej poprzedniej pracy, która wykazała maksymalne stężenie w osoczu wynoszące 42,0 ± 16,3 nmol L-1 po 30 minutach od spożycia herbaty imbirowej i malejące stężenia w ciągu kolejnych 2 godzin. Jednak herbata imbirowa została spożyta w ciągu 20 minut, co może nie odpowiadać zwykłemu zachowaniu konsumpcyjnemu. Dlatego założyliśmy, że stężenie 50 nM [6]-gingerolu w osoczu jest osiągalne poprzez spożycie, podczas gdy prawdopodobieństwo wystąpienia wyższych stężeń jest niewielkie.[9]

Hamujące działanie acetonu geranylu przypisywano desensytyzacji krzyżowej, co prowadziłoby do zmniejszonych odpowiedzi na bodźce aktywujące i można założyć, że efekt ten występuje tylko przy wyższych stężeniach ligandu TRPV1 w zakresie μM, co prowadzi do wyższych wewnątrzkomórkowych stężeń Ca2plus. W tym kontekście warto wspomnieć, że analizy zależności stężenie-odpowiedź w naszej poprzedniej pracy dotyczące wydzielania cytokin w limfocytach T wykazały wartość IC50 wynoszącą 82,2 μM dla [6]-gingerolu.[9] To, wraz z obserwowanym efektem hamującym 50 μM acetonu geranylu, wzmocniłoby przypuszczenie, że wysokie stężenia ligandów TRPV1 działają raczej intuicyjnie, podczas gdy niższe stężenia wzmacniają funkcje komórek odpornościowych. Stężenia [6]-gingerolu poniżej 50 nM nie zostały uwzględnione w badaniu. Dlatego pozostaje pytanie, czy niższe stężenia ujawniłyby znaczące, biologicznie istotne skutki. Niemniej jednak przedstawione badanie pokazuje, że stężenie [6]-gingerolu, osiągnięte w osoczu krwi po nawykowym spożywaniu herbaty imbirowej, jest wystarczające do ułatwienia wydzielania CXCL8, jak również produkcji RFT w ludzkich neutrofilach.

Nasze odkrycia pokazują, że w stężeniach istotnych pod względem odżywczym sensorycznie aktywny składnik żywności może wpływać na ogólne odpowiedzi komórkowe w tkankach innych niż sensoryczne, takich jak leukocyty krwi, za pośrednictwem kanału TRPV1. Zaobserwowane modyfikacje funkcji neutrofili, wraz z ekstensywną ekspresją kanałów TRP w leukocytach krwi jako potencjalnych strukturach docelowych, podkreślają znaczenie oceny potencjału bioaktywnego składników żywności, ze szczególnym uwzględnieniem stężeń możliwych do osiągnięcia dzięki powszechnym nawykom żywieniowym.

4. Sekcja Eksperymentalna

Izolacja leukocytów: Komercyjne próbki krwi od anonimowych zdrowych dawców otrzymano z SonnenGesundheitszentrum/Transfusionsmedizin, (tłumaczenie angielskie: Sun Health Center/Transfusion Medicine) Monachium (Niemcy). Neutrofile, komórki NK, komórki B i komórki T wyizolowano przy użyciu odpowiednich zestawów do izolacji krwi pełnej MACSxpress (Miltenyi Biotec, Bergisch Gladbach, Niemcy) zgodnie z protokołem producenta. Następnie pozostałe erytrocyty zostały wyczerpane przy użyciu zestawu MACSxpress Erythrocyte Depletion Kit (Miltenyi Biotec). Do izolacji monocytów użyto mikrokuleczek StraightFrom Whole Blood CD14 Micro Beads, zestawu do kolumn z pełną krwią i roztworu do lizy krwinek czerwonych (Miltenyi Biotec).

Izolacja RNA, odwrotna transkrypcja i ilościowa PCR w czasie rzeczywistym: RNA z leukocytów izolowano przy użyciu odczynnika QIAzol Lysis Reagent (Qiagen, Hilden, Niemcy) po traktowaniu DNazą przy użyciu zestawu DNazy wolnego od RNazy (Qiagen) zgodnie z protokołem producenta. Integralność RNA określono za pomocą zestawu RNA 6000 Nano Kit (Agilent Technologies, Waldbronn, Niemcy) przy użyciu Bioanalyzer 2100 (Agilent Technologies). RNA transkrybowano na cDNA przy użyciu zestawu iScript gDNA Clear cDNA Synthesis Kit (Bio-Rad Laboratories GmbH, Feldkirchen, Niemcy). Do qPCR 50 ng cDNA i SsoAdvanced Universal SYBR Green Supermix (BioRad Laboratories GmbH) zmieszano z określonymi parami starterów.

Odpowiednie startery zostały zweryfikowane za pomocą produktów PCR do sekwencjonowania pochodzących z eksperymentów qRT-PCR z użyciem RNA z ludzkiego mózgu lub jąder (z panelu FirstChoice Human Total RNA Survey Panel, Thermo Fisher Scientific) odpowiednio dla TRPM4, TRPM5 i TRPV5. Starter i odpowiednie sekwencje produktów podano w Tabeli S1, Informacja uzupełniająca. ACTB, B2M, HMBS i HPRT1 zastosowano jako geny odniesienia, a odpowiednie startery zakupiono od Bio-Rad Laboratories. Jako ogólne kontrole PCR zastosowano kontrolę RT, kontrolę PCR, kontrolę gDNA i kontrolę jakości RNA (Bio-Rad Laboratories). Reakcje PCR przeprowadzono na CFX 96 Real-Time System (Bio-Rad Laboratories) stosując następujące warunki PCR: 95 stopni przez 1 min, następnie 45 cykli 95 stopni przez 15 s i 60 stopni przez 1 min. Częstotliwości, które wskazywały, ilu dawców zbadało transkrypt, można było wykryć, a wartości Δct obliczono za pomocą programu Microsoft Excel.

Inkubacja neutrofili: Po wyizolowaniu z krwi zdrowych dawców, neutrofile zawieszono w RPMI 164{8}} (Gibco, Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Niemcy) niezawierającym dalszych suplementów o gęstości komórek 1 × 1{18 }}6 ml-1. Dodano odpowiednio [6]-gingerol (Sigma, czystość większa niż lub równa 98 procent) lub DMSO w końcowym stężeniu 50 nM lub 0,02 procent. Następnie komórki inkubowano w 37 stopniach i 5 procentach CO2 przez 2 godziny i zastosowano bezpośrednio do dalszych analiz lub odwirowano przy 300 x g przez 10 minut w temperaturze pokojowej, przemyto RPMI 1640 (Gibco) i dalej inkubowano z fMLF (Alomone Labs, Jerozolima, Izrael) przez 4 godziny lub DMSO (0,02 procent) odpowiednio jako kontrola rozpuszczalnika.

Barwienie immunologiczne: W celu barwienia immunologicznego 105 neutrofili, traktowanych lub nietraktowanych, odwirowano przy 300 x g przez 10 minut. Supernatant odessano i komórki ponownie zawieszono w buforze PBS. Przeciwciała dodawano zgodnie z zaleceniami producenta, zawiesiny mieszano i inkubowano w 4 stopniach przez 10 min w ciemności. Następnie komórki przemyto przy użyciu 1 ml buforu PBS i ponownie zawieszono w 500 μl buforu PBS do analizy przy użyciu analizatora MACSQuant Analyzer 16 (Miltenyi Biotec). Zastosowano przeciwciała: CD15-VioBlue (stężenie końcowe: 2,5 ug mL-1), CD62LVioGreen (stężenie końcowe: 7,5 ug mL-1), CD11b-APC (stężenie końcowe: 2 ug mL-1), CD66b- APC/Vio770 (stężenie końcowe: 1 ug ml-1), przeciwciało receptora fMLP-FITC (stężenie końcowe: 20 ug ml-1) (Miltenyi Biotec), anty-TRPV1-FITC (stężenie końcowe: 25 ug ml-1) -1) (Alomone Labs), Królicza IgG Isotype Control-FITC (końcowe stężenie: 25 μg ml-1) (Thermo Fisher Scientific). Żywotność komórek oceniano stosując barwienie jodkiem propidyny (Miltenyi Biotec). Średnie wartości intensywności fluorescencji (MFI) i odpowiadające im wartości uzyskano za pomocą oprogramowania Flowlogic 7.3 (minivan Technologies, Mentone, Victoria, Australia).

Pomiar ROS: Reaktywne formy tlenu wykrywano przy użyciu odczynnika CellROX Green (Thermo Fisher Scientific) zgodnie z instrukcjami producenta. W skrócie, neutrofile traktowano 50 nM [6]-gingerolem przez 2 godziny lub 50 nM [6]-gingerolem przez 2 godziny, a następnie 1 nM fMLF przez 4 godziny lub odpowiednimi kontrolami rozpuszczalnika. Odczynnik CellROX dodano do komórek w końcowym stężeniu 5 µM 30 min przed końcem okresu inkubacji i mieszaninę dalej inkubowano przez 30 min w 37 stopniach i 5% CO2. Następnie pożywkę usunięto, a komórki przemyto trzykrotnie PBS i zanalizowano przy użyciu analizatora MACSQuant Analyzer 16 (Miltenyi Biotec). Średnie wartości intensywności fluorescencji (MFI) uzyskano stosując oprogramowanie Flowlogic 7.3 (minivan Technologies).

Spektrofluorymetria: W celu pomiaru wewnątrzkomórkowego stężenia Ca2 plus neutrofile zawieszono w RPMI 1640 (Gibco) o gęstości komórek 1 x 106 ml-1. Komórki załadowano Fura{5}} AM (Promocell, Heidelberg, Niemcy) przez 45 minut w 37 stopniach i 5% CO2, przemyto i ponownie zawieszono w RPMI 1640 (Gibco). Fluorescencję komórek oceniano przy użyciu spektrofluorometru SAFAS Xenius XC (SAFAS, Monako) przy następujących długościach fal: wzbudzenie 340 nm/emisja 510 nm i wzbudzenie 380 nm/emisja 510 nm. Fura-2 M jest barwnikiem ratiometrycznym, który można wzbudzić przy długości fali 340 nm dla postaci związanej z wapniem i 380 nm dla postaci niezwiązanej. Wzrost wewnątrzkomórkowego stężenia wapnia prowadzi do zwiększonej fluorescencji postaci związanej z wapniem i zmniejszenia fluorescencji formy niezwiązanej. Stosunek 340/380, który wykorzystano do uwzględnienia nierównego obciążenia komórkowego barwnikiem, obliczono przy użyciu programu Microsoft Excel. Stosunek 340/380 dla komórek traktowanych jonoforem jonomycyną po 2 godzinach ustawiono na 100 procent i stosunek komórek traktowanych 50 nM [6]-gingerolem i kontrolą rozpuszczalnika odniesiono do tego.

Test immunoenzymatyczny: Stężenia CXCL8 w supernatantach pochodzących z eksperymentów inkubacyjnych (część 4.3) określono metodą Sandwich ELISA (DuoSet, R&D Systems, bio-techne, Minneapolis, MN, USA) zgodnie z protokołem producenta.

Analizy statystyczne: Wszystkie eksperymenty przeprowadzono przy użyciu komórek od co najmniej trzech niezależnych dawców. O ile nie zaznaczono inaczej, dane przedstawiono jako średnią ± odchylenie standardowe (SD) obliczone przez GraphPad Prism 9.0. W celu analizy statystycznie istotnych różnic wykonano dwie próbki testów t-Studenta lub, w przypadku porównania więcej niż dwóch zmiennych, przeprowadzono jednoczynnikową ANOVA, a następnie test porównań wielokrotnych Tukeya jako test post hoc. Odpowiedni zastosowany test wskazano w odpowiedniej legendzie figury. Wartość p mniejszą lub równą 0,05 uznano za istotną statystycznie.

Informacje pomocnicze

Dodatkowe informacje są dostępne w Wiley Online Library lub u autora.

Podziękowanie

Oświadczenie o dostępności danych zostało dodane 20 lutego 2023 r.

Konflikt interesów

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Autorskie Wkłady

GA, DK i VS wymyślili i zaplanowali eksperymenty; GA i KK przeprowadzili eksperymenty; VS nadzorował projekt; GA napisał pierwszą wersję manuskryptu. Wszyscy autorzy dokonali przeglądu ostatecznej wersji manuskryptu.

Oświadczenie o dostępności danych

Dane są dostępne na żądanie autorów.

Słowa kluczowe

żywność, imbir, układ odpornościowy, immunomodulacja, leukocyty polimorfojądrowe (PMN).

Odniesienie

[1] DE Clapham, Nature 2003, 426, 517.

[2] MJ Caterina, MA Schumacher, M. Tominaga, TA Rosen, JD Levine, D. Julius, Nature 1997, 389, 816.

[3] VN Dedov, VH Tran, CC Duke, M. Connor, MJ Christie, S. Mandadi, BD Roufogalis, br. J. Pharmacol. 2002, 137, 793.

[4] CM Hochkogler, B. Lieder, P. Rust, D. Berry, SM Meier, M. Pignitter, A. Riva, A. Leitinger, A. Bruk, S. Wagner, J. Hans, S. Widder, JP Ley, GE Krammer, V. Somoza, Mol. Nutr. Żywność Rez. 2017, 61, 1600731.

[5] a) B. Rohm, AK Holik, N. Kretschy, MM Somoza, JP Ley, S. Widder, GE Krammer, D. Marko, V. Somoza, J. Cell. Biochem. 2015, 116, 1153; b) B. Lieder, M. Zaunschirm, AK Holik, JP Ley, J. Hans, GE Krammer, V. Somoza, Front. Farmakol. 2017, 8, 316.

[6] J. Walker, JP Ley, J. Schwerzler, B. Lieder, L. Beltran, PM Ziemba, H. Hatt, J. Hans, S. Widder, GE Krammer, V. Somoza, Mol. Nutr. Żywność Rez. 2017, 61, 1600474. [7] HS Kim, HJ Kwon, GE Kim, MH Cho, SY Yoon, AJ Davies, SB Oh, H. Lee, YK Cho, CH Joo, SW Kwon, SC Kim, YK Kim, Karcynogeneza 2014, 35, 1652.

[8] a) S. Bertin, Y. Aoki-Nonaka, PR de Jong, LL Nohara, H. Xu, SR Stanwood, S. Srikanth, J. Lee, K. To, L. Abramson, T. Yu, T Han, R. Touma, X. Li, JM González-Navajas, S. Herdman, M. Corr, G. Fu, H. Dong, Y. Gwack, A. Franco, WA Jefferies, E. Raz, Nat. immunol. 2014, 15, 1055; b) R. Samivel, DW Kim, HR Son, YH Rhee, EH Kim, JH Kim, JS Bae, YJ Chung, PS Chung, E. Raz, JH Mo, OncoTargets Ther. 2016, 7, 148; c) RK Majhi, SS Sahoo, M. Yadav, BM Pratheek, S. Chattopadhyay, C. Goswami, FEBS J. 2015, 282, 2661.

[9] C. Schoenknecht, G. Andersen, I. Schmidts, P. Schieberle, J. Agric. Chemia spożywcza. 2016, 64, 2269.

[10] SA Köse, M. Nazıroglu, ˘ Free Radic. Rez. 2015, 49, 338.

[11] I. Heiner, J. Eisfeld, CR Halaszovich, E. Wehage, E. Jüngling, C. Zitt, A. Lückhoff, Biochem. J. 2003, 371, 1045.

[12] E. Kołaczkowska, P. Kubes, Nat. Wielebny Immunol. 2013, 13, 159.

[13] GM Bokoch, Krew 1995, 86, 1649.

[14] WL Lee, RE Harrison, S. Grinstein, Microbes Infect. 2003, 5, 1299.

[15] a) M. Faurschou, N. Borregaard, Microbes Infect. 2003, 5, 1317; b) P. Lacy, G. Eitzen, Przód. Biologia. 2008, 13, 5559.

[16] a) S. Dupré-Crochet, M. Erard, O. Nüe, J. Leukoc. Biol. 2013, 94, 657; b) J. El-Benna, PM Dang, MA Gougerot-Pocidalo, Semin. immunopatol. 2008, 30, 279; c) GT Nguyen, ER Green, J. Mecsas, Front Cell Infect. Mikrobiol. 2017, 7, 373.

For more information:1950477648nn@gmail.com