Przeciwutleniacze i enzymy hydrolizujące skrobię Właściwości hamujące żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy odpornych na strigę

Po więcej informacji skontaktuj się:tina.xiang@wecistanche.com

Abstrakcyjny: Większość korzyści zdrowotnych wynikających ze zbóż przypisuje się ich związkom bioaktywnym. W badaniu tym oceniano poziomy związków bioaktywnych iprzeciwutleniaczi hydrolizowaniu skrobienzymyhamujące właściwości sześciu żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy odpornych na strzygę (o kodzie AS1828-1, 4, 6,8, 9, 11) in vitro. Mieszańce kukurydzy hodowano w Międzynarodowym Instytucie Rolnictwa Tropikalnego (ITA) w Nigerii. Związki bioaktywne (fenole ogółem, garbniki,flawonoidyi fitynianów, przeciwutleniaczy (DPPH" i zdolności wychwytywania ABTS i mocy redukującej) oraz hydrolizowania skrobienzymyAktywności hamujące (-amylazę i x-glukozydazę) mieszańców kukurydzy określono metodą spektrofotometrii. W tym samym czasie karotenoidy oznaczono ilościowo przy użyciu systemu HPLC z odwróconą fazą. Zakresy związków bioaktywnych wynosiły:11.25-14.14 mg GAE/g (całkowita zawartość fenoli),3.62-4.67 mg QE/g (całkowita ilość flawonoidów), 3.{{1{ {34}}}}0,29 mg/g (garbniki),3,66-40,31 procent (fityniany),8.92-12,11 ug/g (całkowita liczba ksantofilów),2.{{19 }}.89 ug/g (całkowita karoten) i 3.17-3.77 ug/g (całkowita prowitamina A karotenoidy). 07-26.35 mg/mL)i ABTS*(2.{{30}}.68 TEACmmol/g), zredukowane Fe3 plus do Fe2 plus (0.25±0.64-0 0,43±0,01 mg GAE/g) i hamowała -amylazę i -glukozydazę, z zakresami IC50 odpowiednio 26.28-52.55 mg/ml i 47.72-63.98 mg/ml. Spośród sześciu klonów mieszańców kukurydzy AS1828-9 miał najwyższy (p<0.05)levels of="" tannins="" and="" phytate="" and="" the="" strongest="">przeciwutleniaczi aktywności hamujące enzymy hydrolizujące skrobię. Zaobserwowano istotne korelacje między całkowitymi fenolami a następującymi: ABTS*(p<0.01, r="0.757)," dpph"sc50=""><0.01,r=-0.867), reducing=""><0.05,r=0.633), α-amylase=""><0.01,r=-0.836) and="" α-glucosidase=""><0.05, r="-0.582).Hence," the="" striga-resistant="" yellow-orange="" maize="" hybrids(especially="" as1828-9)="" may="" be="" beneficial="" for="" alleviating="" oxidative="" stress="" and="" postprandial="">

Słowa kluczowe: fenole ogółem; całkowite flawonoidy; garbniki; karotenoidy; kwas fitynowy; test hamowania alfa-glukozydazy; test hamowania alfa-amylazy

1. Wstęp

Zapewnienie wysokowydajnych, pożywnych i zdrowych upraw żywności ma zasadnicze znaczenie dla sprostania wyzwaniom związanym z niedożywieniem i chorobami z nim związanymi. W związku z tym w programach badawczych dotyczących hodowli roślin zastosowano różne podejścia systematyczne, takie jak hodowla odpornych na choroby zszywek o ulepszonej jakości odżywczej, aby zaspokoić potrzeby żywieniowe szybko rosnącej światowej populacji. Stało się to bardziej konieczne, biorąc pod uwagę drastyczne zmniejszenie ilości i jakości globalnej podaży żywności spowodowane zanieczyszczeniem środowiska, globalnym ociepleniem i rozwojem

nowe źródła biopaliw [1]. Wykazano, że w Afryce Subsaharyjskiej kukurydza (Zea mays L.) przyczynia się do bezpieczeństwa żywnościowego i zmniejszenia ubóstwa wśród rodzin o niskich dochodach [2].

Żółto-pomarańczowe genotypy kukurydzy są dobrze znane ze swoich doskonałych właściwości odżywczych i prozdrowotnych dzięki zawartym w nich związkom bioaktywnym, w tym karotenoidom, związkom polifenolowym, kwasowi fitynowemu [3-5] i tokoferolom [6]. Jednak perspektywa bezpieczeństwa żywnościowego i lepszego odżywiania poprzez zwiększoną produkcję kukurydzy w Afryce Subsaharyjskiej jest zagrożona przez pasożytniczą roślinę korzeniową, Striga hermonthica (Del.)Benth, która powoduje straty w plonach sięgające 100 procent w przypadku silnej inwazji z powodu utraty wody i składników odżywczych poprzez pasożytnictwo [7,8]. W konsekwencji S. hermonthica stanowi abiotyczne ograniczenie w produkcji kukurydzy w Afryce Subsaharyjskiej, wynikające ze zmiany paradygmatu z tradycyjnego systemu uprawy zbóż, który obejmował wydłużone okresy odłogowania. Taki tradycyjny system uprawy zbóż sprawiał, że poziom banku nasion strzygi w glebie był tolerowany przez rośliny9]. Aby złagodzić straty w plonie i jakości kukurydzy spowodowane inwazją S.hermonthica, najlepszą metodą zwalczania jest sadzenie genotypów kukurydzy odpornych na strzygę. Strategia ta jest łatwa do dostosowania, zwłaszcza w połączeniu z innymi praktykami zarządzania [10].

Nasze ostatnie badania wykazały, że żółto-pomarańczowe hybrydy kukurydzy odporne na strzygę zawierają karotenoidy, polifenole i kwas fitynowy [3]. Wiadomo, że te bioaktywne związki działają jako przeciwutleniacze i hamują hiperglikemię poposiłkową, oprócz innych korzyści zdrowotnych [4,5,11,12]. Spośród związków bioaktywnych w ziarnie kukurydzy pomarańczowej stwierdzono, że aktywność przeciwutleniająca [13,14] i hamująca enzymy trawienne [15] zależy od związków fenolowych, które występują głównie w postaci związanej. Ponadto wiadomo, że związki fenolowe wykazują kilka innych bioaktywności, takich jak hamowanie oksydazy ksantynowej i enzymów konwertujących angiotensynę 1-, które są zaangażowane odpowiednio w patogenezę dny moczanowej i nadciśnienia zależnego od reniny [11] oraz właściwości przeciwzapalne, przeciwdrobnoustrojowe, przeciwnowotworowe, przeciwalzheimerowskie i przeciwalergiczne wśród innych aktywności biologicznych[16]. Stąd związki fenolowe ze źródeł dietetycznych cieszą się dużym zainteresowaniem zarówno naukowców, jak i konsumentów ze względu na ich korzyści dla zdrowia człowieka [16].

Celem tego badania była ocena poziomów związków bioaktywnych oraz właściwości hamujących enzymy antyoksydacyjne i hydrolizujące skrobię sześciu żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy odpornych na strzygę in vitro. W badaniu przetestowano również powiązania między składnikami bioaktywnymi, aprzeciwutleniaczoraz działanie hamujące enzymy hydrolizujące skrobię sześciu żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy, odpornych na strzygę.

2. Wyniki i dyskusja

2.1. Składniki bioaktywne w sześciu żółto-pomarańczowych hybrydach kukurydzy odpornych na strzygi

Bioaktywne składniki określone w sześciu rurociągach Odporne na strzygę żółto-pomarańczowe hybrydy kukurydzy (AS1828-1(AS1), AS1828-4(AS4), AS1828-6(AS6), AS{{ 8}} (AS8), AS1828-9(AS9), AS1828-11(AS11))w tym badaniu obejmowały fenole ogółem,flawonoidy, garbniki, karotenoidy i kwas fitynowy. Poziomy całkowitych związków fenolowych, całkowitych flawonoidów, garbników i kwasu fitynowego przedstawiono w Tabeli 1. Całkowita zawartość związków fenolowych wahała się od 11,25 do 14,14 mg GAE/g odpowiednio w AS4 i AS9; całkowite flawonoidy wahały się od 3,62 do 4,67 mg QE/g odpowiednio w AS11 i AS6; zawartość garbników wahała się od 3,64 do 6,29 mg/g odpowiednio w AS1 i AS9; zawartość kwasu fitynowego wahała się od 3,66% w AS6 do 4,47% w AS1.

Zatem AS9 zawierał najwyższą (p<0.05)total phenolics="" and="" tannin="" levels,="" while="" as6="" had="" the="" highest="" total="" flavonoids="" content.="" the="" total="" phenolic="" concentrations="" detected="" in="" the="" striga-resistant="" yellow-orange="" maize="" hybrids="" are="" higher="" than="" the="" values="" previously="" reported="" in="" yellow="" maize="" hybrids,="" including="" 2.15="" mg="" gae/g[15]and="" 2.08="" mg="" gae/g[17].="" similarly,="" the="" levels="" of="" total="" flavonoids="" detected="" in="" the="" striga-resistant="" yellow-orange="" maize="" hybrids="" in="" this="" study="" are="" higher="" than="" the="" 0.93±="" 0.03="" mg="" oqe/g="" recently="" reported="" in="" provitamin="" a="" yellow="" maize="" flour="" [17].="" although="" the="" tannin="" levels="" are="" within="" the="" range(2.1-7.3="" mg/g)previously="" reported="" in="" striga-resistant="" yellow-orange="" maize="" hybrids="" [3],="" the="" values="">

stosunkowo wyższy niż zakres skondensowanych tanin (33,70 do 158,55 mg/100g, co odpowiada 0,34 do 1,59 mg/g) w genotypach kukurydzy pigmentowej [13].

Wyższe poziomy całkowitych związków fenolowych, całkowitych flawonoidów i garbników obserwowane w sześciu rurociągach żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy odpornych na strzygę, w porównaniu z wartościami w istniejącej literaturze dla tych polifenoli w nieodpornych na strzygę genotypach żółtej kukurydzy, mogą być powiązane z możliwymi różnice w ich składzie genetycznym [3]. Powszechnie wiadomo, że biosynteza polifenoli i innych metabolitów wtórnych roślin nasila się w obecności stresorów jako mechanizmu obrony komórkowej i/lub adaptacji rośliny, aby wytrzymać niekorzystne warunki [16,18]. Ponadto kiełkowanie nasion Striga jest stymulowane przez produkcję strigolaktonów (hormonów roślinnych) w korzeniach rośliny kukurydzy, które roślina uwalnia pod wpływem stresu [19]. Tak więc możliwe jest, że cecha odporności na S. hermonthica mogła zwiększyć biosyntezę związków polifenolowych w kukurydzy, aby wytrzymać pasożyta. Potwierdza to wcześniejsze doniesienie, że odporność poprzyczepieniu na S. hermonthica polegała na pogrubieniu ściany komórkowej roślin i nagromadzeniu wielu małych wakuoli i złogów fenolowych, które są gęsto wybarwione w obrębie komórki roślinnej [20].

Związki fenolowe wyróżniają się aktywnością przeciwutleniającą dzięki właściwościom redoks, które umożliwiają im działanie jako wygaszacze tlenu singletowego, donory wodoru i reduktory [21]. Ponadto doniesiono, że związki fenolowe inaktywują enzymy trawienne, w tym lipazę trzustkową, -amylazę i a-glukozydazę poprzez niespecyficzne wiązanie z poszczególnymi enzymami [22]. Jak wcześniej donosili Villiger i wsp. [23], związki fenolowe wykazują wysokie powinowactwo do białek poprzez wiązania wodorowe i hydrofobowe, zwiększając ich zdolność do hamowania enzymów, takich jak -amylaza i -glukozydaza, poprzez denaturację białka.

The phytic acid contents were comparable (p>0.05)wśród sześciu rurociągów żółto-pomarańczowe hybrydy kukurydzy odporne na strzygę. Ten zakres jest zgodny z naszym poprzednim raportem na temat zawartości kwasu fitynowego w żółto-pomarańczowych hybrydach kukurydzy odpornych na strigę [3]. Kwas fitynowy posiada działanie antyoksydacyjne, oprócz działania hamującego rozwój kamieni nerkowych [24], a także właściwości przeciwnowotworowe [25]. Właściwości przeciwutleniające składników bioaktywnych, zwłaszcza składników fenolowych (flawonoidów i garbników) w żółto-pomarańczowych hybrydach kukurydzy odpornych na strigę, mogą również zapobiegać i/lub spowalniać degradację oksydacyjną niektórych endogennych składników odżywczych w kukurydzy, które są bardzo podatne na utleniające, takie jak nienasycone kwasy tłuszczowe i witaminy [16]. Ponadto bioaktywne składniki w hybrydach kukurydzy żółto-pomarańczowej odpornej na strzygę mogą zmniejszać tempo powstawania niektórych toksycznych produktów utleniania, utrzymując w ten sposób jakość odżywczą i wydłużając okres przydatności do spożycia produktów spożywczych z nich wytworzonych [26].

The carotenoid content in the Striga-resistant yellow-orange maize hybrids is presented in Table 2. Total β-carotene (9-cis-β-carotene + 13-cis-β-carotene + all-trans-β-carotene) ranged from 2.42 to 2.89ug/g; total xanthophylls (lutein+zeaxanthin) ranged from8.92 to 12.11l ug/g; and total provitamin A carotenoids(β-cryptoxanthin+β-carotene+α-carotene） ranged from 3.17 to 3.77 μg/g,in AS6 and AS9,respectively. There were no significant differences(p>0.05) w zawartości karotenoidów żółto-pomarańczowej odpornej na strzygi

mieszańce kukurydzy. Zakresy karotenoidów uzyskane w tym badaniu potwierdzają te wcześniej opisane przez Alamu i wsp. dla biofortyfikowanych mieszańców żółtej kukurydzy prowitaminą A [27]. Co więcej, suma ksantofili miała wyższą wartość niż suma karotenoidów prowitaminy A w żółto-pomarańczowych hybrydach kukurydzy odpornych na strigę, co potwierdza ustalenia Ortiza i in. [28].

Karotenoidy mogły uzupełniać działanie hamujące enzymów przeciwutleniających i hydrolizujących skrobię związków fenolowych w żółto-pomarańczowych hybrydach kukurydzy odpornych na Striga, zgodnie z ich zgłoszonymi bioaktywnościami. Na przykład doniesiono, że karotenoidy wykazują aktywność przeciwutleniającą jako główny mechanizm leżący u podstaw ich korzyści zdrowotnych [29]. Nadają również działanie ochronne przed niezakaźnymi chorobami przewlekłymi, takimi jak rak [30] i choroby sercowo-naczyniowe [31]. Stwierdzono również, że -kryptoksantyna znacząco zmniejsza ryzyko cukrzycy typu 2 (T2D) i łagodzi insulinooporność [32, 33].

2.2. Aktywność przeciwutleniająca żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy z sześcioma rurociągami, odpornymi na strzygi

Aktywność przeciwutleniająca żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy odpornych na strzygę (Tabela 3) ujawniła, że ​​wszystkie sześć klonów potoku wykazywało aktywność przeciwutleniającą, wymiatając wolne rodniki (stopień ABTS plus i DPPH*) oraz redukując jony żelaza (Fe3 plus) do jonów żelaza (Fe2 plus ). Aktywność antyoksydacyjna była bardzo zróżnicowana (p<0.05) among="" the="" hybrids,="" with="" as9="" having="" the="" strongest=""><0.05) free="" radicals="" scavenging="" abilities(7.28="" teac="" mmol/g="" and="" sc50,="" 9.07±="" 0.27="" mg/ml="" for="" abts+="" and="" dpph,="" respectively)and="" ferric-reducing="" power="" (0.43="" mg="" gae/g).="" it="" is="" pertinent="" to="" recall="" that="" as9-9="" also="" had="" the="" highest="" level="" of="" total="" phenolics="" and="" tannins,="" as="" presented="" earlier="" in="" table="" 1.="" the="" dpph°scavenging="" abilities="" of="" the="" striga-resistant="" yellow-orange="" maize="" hybrids="" obtained="" in="" this="" study="" (sc50:="" 9.07="" to="" 26.35="" mg/ml)="" are="" more="" potent="" than="" those="" reported="" by="" rodriguez-salinas="" et="" al.="" [13]="" for="" pigmented="" maize="" genotypes(ic50:="" 31="" to="" 52="" mg/ml)="" since="" a="" lower="" sc50="" or="" ic50="" is="" indicative="" of="" a="" stronger="" activity="" [34].="" however,="" vitamin="" c,="" a="" standard="" antioxidant="" with="" a="" lower="" sc50(4.63±0.28="" mg/ml),="" had="" a="" stronger="" dpph*scavenging="" activity="" than="" all="" of="" the="" six="" striga-resistant="" yellow-orange="" maize="" hybrids.="" similarly,="" the="" abts·+="" scavenging="" activity="" of="" the="" striga-resistant="" yellow-orange="" maize="" hybrids="" (2.65-7.68="" teac="" mmol/g)is="" higher="" than="" the="" value="" (294.81±="" 2.23="" umol="" teac/g)reported="" by="" irondi="" et="" al.[17]="" for="" provitamin="" a="" yellow="" maize="" flour.="" the="" stronger="" antioxidant="" activity="" of="" the="" striga-resistant="" yellow-orange="" maize="" hybrids="" over="" the="" non-striga-resistant="" pigmented="" maize="" genotypes="" may="" be="" attributed="" to="" the="" increased="" deposition="" of="" polyphenolic="" compounds="" in="" their="" defense="" against="" s.="" hermonthica="" [20],="" which="" may="" have,="" consequently,="" enhanced="" the="" antioxidant="" capacity="" of="" the="" striga-resistant="" yellow-orange="" maize="">

Zdolność wymiatania wolnych rodników i moc redukcji żelaza odpornych na strzygi żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy sugeruje, że mogą one być korzystne w ochronie organizmu przed atakami oksydacyjnymi wywoływanymi przez wolne rodniki i reaktywne formy tlenu. Tak więc żółto-pomarańczowe hybrydy kukurydzy odporne na strzygę mogą mieć działanie ochronne przed oksydacyjnym uszkodzeniem biocząsteczek w organizmie, w tym kwasów nukleinowych, białek, lipidów i węglowodanów [35] oraz przewlekłymi chorobami związanymi ze stresem oksydacyjnym [36]. .

2.3. Działania hamujące enzymy hydrolizujące skrobię sześciu żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy żółto-pomarańczowej, odpornych na biofortyfikację, odpornych na strzygi

Aktywność hamująca enzymy hydrolizujące skrobię (-amylazę i -glukozydazę) sześciu żółto-pomarańczowych hybryd żółto-pomarańczowych rurociągów, wyrażona jako IC50 (stężenie ekstraktu hamujące aktywność enzymu o 50%), przedstawiono w Tabeli 4. wartości żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy opornych na Striga na -amylazie i -glukozydazie wahały się od 26,28 do 52,55 mg/ml i 47,72 do 63,98 mg/ml odpowiednio w AS9 i AS4. Tak więc, spośród sześciu żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy odpornych na strzygę, AS9 z najniższymi wartościami IC50 zarówno dla -amylazy, jak i -glukozydazy, wykazał się najsilniejszymi (p<0.05)inhibitory activity="" on="" these="" two="" enzymes.="" interestingly,="" there="" was="" no="" significant="" (p="">0.05) różnica w wartościach IC50 AS9 i akarbozy (standardowy lek przeciwcukrzycowy) w stosunku do amylazy, co wskazuje, że zdolności hamujące amylazę AS9 i akarbozy były porównywalne. Jednakże, z wyjątkiem zdolności AS9 do hamowania a-amylazy, która była porównywalna z akarbozą, aktywności hamujące akarbozy i -glukozydazy były silniejsze niż w przypadku żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy opornych na Striga. Fabila-Garcia et al. [15]. Ich odkrycia wykazały, że ekstrakt z żółtej kukurydzy miał najwyższą aktywność hamującą glukozydazę, wyrażoną jako procent (69,8%) wśród genotypów kukurydzy. Ponadto Irondi i in. [17] niedawno donieśli o wartości IC50 o-amylazy i -glukozydazy odpowiednio 237,12±2,60 i 157,18±1,05 ug/ml, dla prowitaminy A żółtej mąki kukurydzianej. W porównaniu z ekstraktem z jedwabiu kukurydzianego, który według doniesień [37] hamuje a-amylazę i -glukozydazę ze średnimi wartościami IC50 wynoszącymi odpowiednio 218,4 i 221,4 ug/ml, sześć żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy odpornych na strzygę miało słabsze działanie hamujące na c-amylazie i x-glukozydazie.

Zarówno c-amylaza, jak i o-glukozydaza biorą udział w trawieniu węglowodanów w diecie. Podczas gdy -amylaza w jelicie cienkim hydrolizuje wiązania skrobi -1,4 w celu uwolnienia oligosacharydów i disacharydów, -glukozydaza w rąbku szczoteczkowym jelita cienkiego kończy trawienie poprzez dalszą hydrolizę oligosacharydów i disacharydów z wytworzeniem wchłanialnych monosacharydów, w tym glukozy i fruktoza [38]. Dlatego też hamowanie tych dwóch enzymów trawiennych jest dobrze ugruntowanym podejściem terapeutycznym do łagodzenia hiperglikemii poposiłkowej w leczeniu T2D i kluczowym mechanizmem działania

wielu leków przeciwcukrzycowych [39], w tym leków, produktów naturalnych i żywności funkcjonalnej. Ponadto, żółto-pomarańczowe hybrydy kukurydzy oporne na Strigę miały bardziej znaczący wpływ hamujący na amylazę niż na -glukozydazę. Ten wzorzec hamowania enzymów hydrolizujących skrobię ma korzystne implikacje terapeutyczne i zgadza się ze wzorcem opisanym w poprzednich badaniach [17,A0]. Tak więc, sześć żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy odpornych na strzygę, zwłaszcza AS9, może mieć pewne korzyści w kontrolowaniu hiperglikemii poposiłkowej.

2.4. Korelacje między składnikami bioaktywnymi, przeciwutleniaczami i enzymami hydrolizującymi skrobię Aktywność hamująca sześciu żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy odpornych na strzygi

Wśród składników bioaktywnych całkowite związki fenolowe istotnie korelowały z ABTS· plus (p<><0.01,r=-0.867), reducing=""><0.05,r=0.633), α-amylase="" ic50=""><0.01,r=-0.836)and α-glucosidase="" ic50=""><0.05,r=-0.582) (table="" 5).="" as="" earlier="" stated,="" lower="" dpph"="" scs0="" and="" enzyme="" ics0="" values="" are="" indicative="" of="" stronger="" scavenging="" and="" inhibitory="" activities="" of="" a="" given="" sample="" on="" dpph*="" and="" enzymes,="" respectively="" [34].="" thus,="" when="" taken="" together,="" the="" negative="" correlations="" between="" total="" phenolics="" and="" dpph·sc50,="" α-amylase="" ic50="" and="" α-glucosidase="" ic50,="" as="" well="" as="" the="" positive="" correlations="" between="" total="" phenolics="" and="" abts="" scavenging="" ability="" and="" reducing="" power,="" suggest="" that="" phenolic="" compounds="" may="" have="" contributed="" majorly="" to="" the="" observed="" antioxidant="" and="" starch-hydrolyzing="" enzymes="" inhibitory="" activities="" of="" the="" striga-resistant="" yellow-orange="" maize="">

3. Materiały i metody

3.1. Chemikalia i odczynniki

Trolox, kwercetyna, kwas L-askorbinowy, kwas galusowy, ABTS (2,2'-azyno-bis-(3-etylobenztiazolina-6-kwas sulfonowy)), DPPH(2,2-difenyl) -2-pikrylohydrazyl), -glukozydazę z Bacillus stearothermophillus, p-nitrofenyloglukopiranozyd (PNPG), -amylazę, skrobię rozpuszczalną i akarbozę zakupiono z Sigma (St. Louis). Zastosowano klasy analityczne wszystkich innych chemikaliów i rozpuszczalników.

3.2. Pobieranie próbek

Suche próbki nasion sześciu żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy odpornych na strzygę (o kodzie AS1828-1,4,6,8,9,11), wszystkie wyhodowane w Saminaka (8 stopni 39'E, 10 stopień 34' N; wysokość 760 m; opady roczne 1149 mm; temperatura 18.1-37.3 stopnia; typ gleby, Dystric Nitosols) i Zaria (7 stopni 45' E, 11 stopni 8'N ; wysokość 622 m; roczne opady 1076 mm; średnia temperatura 13.9-35,5 stopnia; typ gleby, żelazowe gleby płowe) zostały zebrane z Programu Ulepszania Kukurydzy Międzynarodowego Instytutu Rolnictwa Tropikalnego (IITA), Ibadan, Nigeria. Hybrydy posadzono w maju na dwa sezony, w losowym układzie kompletnych bloków, w trzech powtórzeniach, podczas pory deszczowej. Próbki zmielono na mąkę (o rozmiarze sita 0,50 mm) za pomocą Perten Laboratory Hammer Mill (3102, USA) i zapakowano hermetycznie w nieprzezroczyste torebki na próbki do dalszych analiz laboratoryjnych.

3.3. Przygotowanie 1 ekstraktu próbek

Aby przygotować ekstrakt z mąki hybrydowej żółto-pomarańczowej kukurydzy odpornej na Striga, 1 g mąki moczono w 10 ml metanolu w zakrytej 50 ml probówce wirówkowej przez noc (12 h) z przerywanym wytrząsaniem. Następnie mieszaninę wirowano przy 3000 rpm przez 10 min, a następnie zbierano supernatant (ekstrakt metanolowy) i przechowywano w -4oC do czasu analizy [41].

3.4.Określanie całkowitej zawartości fenoli

Metoda Folina-Ciocalteu opisana przez Singletona i in. [42] przyjęto do określenia całkowitej zawartości fenoli w ekstrakcie mąki hybryd kukurydzy żółto-pomarańczowej odpornej na strzygę, porcję (300 µl) ekstraktu dozowano do probówki (w trzech egzemplarzach). Następnie dodano 1,5 ml odczynnika Folin-Ciocalteu (zapasowy odczynnik Folin-Ciocalteu rozcieńczony 10 razy wodą destylowaną) i 1,2 ml roztworu Na2CO3 (7,5 procent w/v) i mieszaninę inkubowano w ciemności przez 30 min w temperatura pokojowa. Następnie odczytano absorbancję przy 765 nm względem ślepej próby. Całkowitą zawartość fenoli obliczono stosując krzywą kalibracji kwasu galusowego i wyrażono jako równoważnik kwasu galusowego (GAE) w próbce mg/g.

3.5. Oznaczanie całkowitej zawartości flawonoidów

Protokół opisany przez Kale i in. [43] zastosowano do określenia całkowitej zawartości flawonoidów w ekstrakcie z mąki hybrydowej żółto-pomarańczowej kukurydzy odpornej na strzygę. W skrócie, 0,5 ml ekstraktu dozowano do probówek; następnie dodano 1,5 ml metanolu, 0,1 ml chlorku glinu (10%), 0,1 ml 1 M octanu potasu i 2,8 ml wody destylowanej. Mieszaninę reakcyjną worteksowano i inkubowano w temperaturze pokojowej przez 30 min, po czym odczytano absorbancję przy 514 nm. Całkowitą zawartość flawonoidów w ekstraktach wyrażono jako równoważnik kwercetyny (QE) w mg/g próbki.

3.6. Oznaczanie zawartości Tan1niny

Zawartość taniny w ekstraktach mącznych mieszańców żółto-pomarańczowej kukurydzy odpornej na Strigę oznaczono ilościowo metodą kolorymetryczną opisaną wcześniej przez Joslyna [44], z niewielką modyfikacją. Porcję próbki (0,5 g) zdyspergowano w 5 ml 1% HCl w metanolu i pozostawiono na 15 min. Następnie mieszaninę wirowano przy 3{{10}}00 obr./min przez 10 min. Porcję 0,1 ml supernatantu dozowano do probówki zawierającej 7,5 ml wody destylowanej, po czym dodano 0,5 ml odczynnika Folina-Dennisa i 1 ml roztworu Na2CO3 (35%) i objętość uzupełniono do 10 ml z 0,9 ml wody destylowanej Po zmieszaniu mieszaninę reakcyjną inkubowano przez 30 min w temperaturze pokojowej i odczytano absorbancję przy 760 nm. Zawartość taniny, wyrażoną jako równoważnik kwasu garbnikowego (TAE) w mg/g próbki, obliczono z krzywej standardowej kwasu garbnikowego.

3.7. Kwantyfikacja zawartości karotenoidów w próbce

Zawartość karotenoidów w mące mieszańców kukurydzy żółto-pomarańczowej odpornej na Striga oznaczono stosując metodę opisaną przez Howe'a i Tanumihardjo [45]. Karotenoidy wyekstrahowano z mąki przez zmieszanie 0,6 g próbki z 6 ml etanolu (zawierającego 0,1% butylowanego hydroksytoluenu). Mieszaninę umieszczono w łaźni wodnej o temperaturze 85 stopni na 5 min. Następnie zakłócający olej w mieszaninie zmydlano wodorotlenkiem potasu (80 procent wag./obj.) w temperaturze 85 stopni w łaźni wodnej przez 5 minut. Zawiesinę następnie wymieszano przy użyciu maszyny wirowej i ponownie umieszczono w łaźni wodnej na kolejne 5 min. Natychmiast przeniesiono go do łaźni lodowej i dodano 3 ml zimnej dejonizowanej wody. Zawartość karotenoidów z mieszaniny rozdzielono trzykrotnie z 3 ml n-heksanu przez odwirowanie przy 1000 obr/min przez 10 sekund. Górną warstwę mieszaniny dozowano do 50 ml probówki koncentratora. Połączoną frakcję heksanową przemyto trzykrotnie wodą dejonizowaną, zworteksowano i wirowano przez 10 s przy 1000 obr./min. Frakcję n-heksanową suszono przy użyciu zatężacza TurboVap (LIV) pod gazowym azotem przez 25 min. Wysuszony ekstrakt rekonstytuowano metanolem/dichlorometanem (1 ml, 50:50 obj./obj.) i 100 µl alikwot wstrzyknięto do układu HPLC w celu ilościowego oznaczenia karotenoidów. System HPLC (Water Corporation, Milford, MA, USA) składał się z kolumny ochronnej, kolumny karotenoidowej C30 YMC （4,6 x 250 mm, 3 μM）, dwuskładnikowej pompy HPLC （Waters 626）, autosamplera (Waters 717) oraz detektor z matrycą fotodiodową (Waters 2996). System działał z oprogramowaniem Empower 1 (Waters Corporation). Faza ruchoma składała się z rozpuszczalnika A zawierającego metanol:woda (92:8 obj./obj.) z 10 mmol/l octanu amonu i rozpuszczalnika B zawierającego 100% eteru tert-butylowo-metylowego. Elucję gradientową prowadzono przy szybkości przepływu 1 ml/min w następujących warunkach: 29 min gradientu liniowego od 83 procent do 59 procent A; 6 minut gradientu liniowego od 59 procent do 30 procent A; 1 minuta utrzymywania 30 procent A;4 min gradientu liniowego od 30 procent do 83 procent A i 4-min utrzymywanie na poziomie 83 procent . Chromatogramy karotenoidów generowano przy 450 nm, a specyficzne karotenoidy identyfikowano i oznaczano ilościowo przy użyciu metody wzorców zewnętrznych w oparciu o krzywą kalibracji z czystych wzorców i porównanie widma absorpcyjnego i koelucji ze wzorcowymi karotenoidami.

3.8. Oznaczanie zawartości kwasu fitowego

Do oznaczenia zawartości kwasu fitynowego w mąkach wykorzystano metodę Wheelera i Ferrela [46]. Ekstrakcję przeprowadzono przez mechaniczne wytrząsanie mieszaniny 1 g mąki i 25 ml 3% kwasu trichlorooctowego (TCA) przez 1 godzinę i zawiesinę wirowano przez 15 min przy 3500obrotach na minutę. Próbkę 10 ml supernatantu zmieszano z 4 ml roztworu chlorku żelazowego i mieszaninę ogrzewano we wrzącej łaźni wodnej przez 45 min. Otrzymaną zawiesinę odwirowano przy 3500 obr./min przez 15 min i supernatant ostrożnie zdekantowano. Następnie osad przemyto dwukrotnie dyspergując w 25 ml 3% TCA, ogrzewając we wrzącej łaźni wodnej przez 10 min i odwirowując przy 3500 obr./min przez 10 min. Objętość osadu uzupełniono do 30 ml wodą destylowaną i mieszaninę ogrzewano we wrzącej łaźni wodnej przez 30 min. Gorącą zawiesinę przesączono za pomocą bibuły filtracyjnej Whatmana (nr 2), a osad przemyto 60 ml gorącej wody destylowanej w celu zapewnienia całkowitej filtracji. Następnie osad zatrzymany na bibule filtracyjnej rozpuszczono w 40 ml gorącego 3,2 M HNO3 w 100 ml kolbie miarowej. Porcję 0,5 ml przeniesiono do probówki wirówkowej i rozcieńczono 7 ml wody destylowanej, po czym dodano 2 ml 1,5 M KSCN i objętość doprowadzono do 10 ml 0,5 ml wody destylowanej. Odczytano absorbancję (w ciągu 1 min) przy 480 nm. Zawartość kwasu fitynowego w mące obliczono stosując stosunek atomowy Fe/P wynoszący 4:6.

3.9. 2,2-Azynobis(3-etylo-benzotiazolinowy-6-kwas rodnikowy) kationu rodnikowego (ABTS· plus) ScaOenging Test/

Zdolność ekstraktów mącznych hybryd żółto-pomarańczowej kukurydzy odpornej na Strigę do zmiatania ABTS” zbadano stosując procedurę opisaną przez Reet al. [47]. Odczynnik roboczy ABTS* plus przygotowano przez dokładne zmieszanie równych objętości roztworów wodnych ABTS plus (7 milimoli/l) i K2S2Os (2,45 milimola/l) i inkubacja mieszaniny

w ciemnej szafie w temperaturze pokojowej przez 16 godzin. Następnie absorbancję odczynnika doprowadzono do 0,70±0.02 etanolem (95%) przy 734 nm. Następnie do probówki dozowano 0,2 ml ekstraktu i 2,0 ml odczynnika ABTS*, dobrze wymieszano i inkubowano w temperaturze pokojowej przez 15 min w ciemności. Na koniec absorbancję odczytano w spektrofotometrze UV-Visible (Milton Roy Company, USA) przy 734 nm. Zdolność wyciągów z mąki do wychwytywania ABTSe ​​plus obliczono później z krzywej standardowej Trolox i wyrażono jako równoważną zdolność antyoksydacyjną Trolox (TEAC).

3.10. Test usuwania rodników 2,2-difenyl-2-pikrylohydrazylowych (DPPH")

Protokół przedstawiony przez Cervato i in. [48] ​​został wykorzystany do określenia zdolności ekstraktów mącznych do zmiatania DPPH", stosując witaminę C (kwas askorbinowy) jako przeciwutleniacz referencyjny. W skrócie, mieszanina reakcyjna zawierająca 1.0 mL różnych stężeń (8, 16 , 24, 32 mg/mL） ekstraktu （lub witaminy C） i 3.0 ml roztworu DPPH （60 μM） inkubowano w temperaturze pokojowej w ciemności przez 30 min. odczytano przy 517 nm i obliczono „zdolność do zmiatania DPPH (procent) ekstraktów i wyrażono jako stężenie ekstraktu, które zmiatało 50% DPPH” (SC50).

3.11. Test redukcji mocy

Zdolność ekstraktów mącznych do redukcji Fe3plus do Fe2plus zbadano stosując protokół opisany przez Oyaizu [49]. W skrócie, mieszaninę ekstraktu (2,5 ml), 200 mM buforu fosforanu sodu (pH 6,6) (2,5 ml) i 1% żelazicyjanku potasu (2,5 ml) inkubowano w temperaturze 50 stopni przez 20 min. , po czym dodano 2,5 ml 10% kwasu trichlorooctowego. Następnie mieszaninę wirowano przy 650 x g przez 10 min. Porcję 2,5 ml supernatantu dozowano do probówki, dodano 2,5 ml wody destylowanej i 1 ml 0,1% chlorku żelazowego, dokładnie wymieszano i odczytano absorbancję przy 700 nm. Na koniec obliczono siłę redukującą ekstraktów i wyrażono w miligramach równoważnika kwasu galusowego na gram próbki.

3.12. Test hamowania alfa-amylazy

Test hamowania alfa-amylazy przeprowadzono stosując procedurę opisaną przez Kwon et al. [50]. W tym teście zastosowano amylazę z trzustki wieprzowej (EC3.2.1.1) i rozpuszczalną skrobię (substrat). Różne rozcieńczenia ekstraktów mąki, łącznie 500μl i 500μl 00,02 M buforu fosforanu sodu (pH 6,9 z 0,006 M NaCl) zawierającym 0,5 mg/ml roztworu amylazy zmieszano i inkubowano w 37°C przez 10 min. Następnie dodano 500 µl 1% roztworu skrobi w 0,02 M buforze fosforanu sodu i mieszaninę reakcyjną inkubowano w 37°C przez 15 min. Następnie, katalizowaną przez amylazę hydrolizę skrobi zakończono przez dodanie 1,0 ml odczynnika barwiącego DNSA (1% kwasu 35-dinitrosalicylowego i 12% winianu sodowo-potasowego w 0,4 M NaOH). Mieszaninę reakcyjną następnie inkubowano przez 5 minut we wrzącej łaźni wodnej, ochłodzono do temperatury pokojowej i rozcieńczono 10 ml wody destylowanej. Absorbancję mieszaniny odczytano przy 540 nm. W eksperymencie uwzględniono test referencyjny, który wykluczył ekstrakt mąki. Następnie procentowe hamowanie -amylazy obliczono w następujący sposób:

(A540R - A540S)× 100 procentowe hamowanie =A540R

gdzie A540R jest odczytem absorbancji odniesienia; A540S to odczyt absorbancji próbki.

3.13. Test hamowania alfa-glukozydazy

Alpha-glucosidase inhibitory activity of the flours extracts was conducted by adopting the procedure reported by Kim et al. [39], using Bacillus stearothermophillus α-glucosidase (EC3.2.1.20) and para-nitrophenylglucopyranoside (PNPG) as the substrate. Five (5)units of an aliquot of α-glucosidase were incubated with 20 μg/mL of the extract for 15 min. The hydrolytic reaction was initiated by adding 3 mM PNPG prepared in 20 mM phosphate buffer, pH6.9, which served as a substrate. The hydrolytic reaction was allowed to proceed for 20 min at37°C, after which 2 mL of 0.1 M Na>Dodano CO: w celu zakończenia reakcji. W eksperymencie uwzględniono test referencyjny bez ekstraktu mąki. Absorbancję żółtego p-nitrofenolu uwolnionego z katalizowanej glukozydazą hydrolizy PNPG odczytano przy 400 nm i obliczono procent inhibicji o-glukozydazy w następujący sposób:

(A400R - A400S) × 100 procentowe hamowanie =A400R

gdzie A400R jest odczytem absorbancji odniesienia; A400S to odczyt absorbancji próbki.

3.14. Analiza danych

Dane uzyskane w tym badaniu (z trzykrotnych oznaczeń) wyrażono jako wartości średnie ± odchylenie standardowe (SD). Korzystając z pakietu oprogramowania statystycznego SPSS (wersja 16), przeprowadzono jednokierunkową analizę wariancji (ANOVA) danych, a średnie wartości porównano za pomocą testu post hoc Tukeya przy p<0.05. the="" associations="" between="" the="" bioactive="" components,="" the="" antioxidant,="" and="" the="" starch-hydrolyzing="" enzymes="" inhibitory="" activities="" were="" calculated="" using="" the="" pearson="" correlation="" test.="" column="" representations="" of="" the="" mean="" values="" were="" done="" using="" graphpad="" prism="" (5th="">

4. Wnioski

Sześć żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy odpornych na strzygę zawierało ważne składniki bioaktywne (całkowite fenole, całkowite flawonoidy, garbniki, kwas fitynowy i karotenoidy). Ich ekstrakty wykazywały silne działanie przeciwutleniające i hamowały enzymy hydrolizujące skrobię ( -amylazę i -glukozydazę). Spośród żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy odpornych na Striga, AS1828-9 miał najsilniejsze działanie przeciwutleniające i hamujące enzymy hydrolizujące skrobię. Zaobserwowano istotne korelacje między całkowitą zawartością fenoli a ABTS* plus , zdolnością wychwytywania stopnia DPPH, mocą redukującą, aktywnością hamującą -amylazę i -glukozydazę żółto-pomarańczowych hybryd kukurydzy opornych na Striga. Aktywności hamujące enzymy przeciwutleniające i hydrolizujące skrobię sugerują, że żółto-pomarańczowe hybrydy kukurydzy odporne na Striga (zwłaszcza AS1828-9) mogą być korzystne w zapobieganiu i/lub łagodzeniu stresu oksydacyjnego i hiperglikemii poposiłkowej.