Golgiego Alpha1,2-mannozydaza IA promuje skuteczną degradację NKCC2 związaną z retikulum endoplazmatycznym
Jul 21, 2023
Abstrakcyjny
Mutacje w zlokalizowanym wierzchołku nerki kotransporterze Na-K-2Cl NKCC2 powodują zespół Barttera typu I, zagrażającą życiu chorobę nerek. Wcześniej pokazaliśmy, że transport z ER reprezentuje fazę ograniczającą w podróży NKCC2 na powierzchnię komórki. Jednak bardzo niewiele wiadomo na temat składników kontroli jakości ER specyficznych dla NKCC2 i jego mutantów powodujących choroby. Tutaj opisujemy identyfikację Golgiego alfa1, 2-mannozydazy IA (ManIA) jako nowego partnera wiążącego niedojrzałej postaci NKCC2. Interakcja ManIA z NKCC2 odbywa się głównie w sieci cis-Golgi. Koekspresja ManIA zmniejszyła całkowitą obfitość białka NKCC2, podczas gdy knockdown ManIA dał odwrotny efekt. Co ważne, koekspresja ManIA miała głębszy wpływ na fałdowane mutanty NKCC2. Test pościgu cykloheksymidowego wykazał, że w komórkach z nadekspresją ManIA stabilność i dojrzewanie NKCC2 są mocno utrudnione. Usunięcie regionu cytoplazmatycznego ManIA osłabiło jego oddziaływanie z NKCC2 i zahamowało jego wpływ na dojrzewanie kotransportera. Indukowane przez ManIA redukcje ekspresji NKCC2 były kompensowane przez inhibitor proteasomu MG132. Podobnie leczenie kifunenzyną znacznie zmniejszyło efekt ManIA, silnie sugerując, że przycinanie mannozy jest zaangażowane we wzmocniony ERAD kotransportera. Co więcej, pozbawienie ManIA jego domeny katalitycznej całkowicie zniosło jego wpływ na NKCC2. Podsumowując, nasze dane wykazują obecność szlaku ERAD, w którym pośredniczy ManIA, w komórkach nerkowych, promując zatrzymywanie i degradację nieprawidłowo sfałdowanych białek NKCC2. Sugerują model, w którym Golgi ManIA przyczynia się do ERAD NKCC2, promując zatrzymywanie, recykling i ERAD nieprawidłowo sfałdowanych białek, które początkowo wymykają się nadzorowi kontroli jakości białek w ER.
Słowa kluczowe
nerka; NKCC2; kontrola jakości białka; wymazać; Golgiego; alfa1,2-mannozydaza IA; membrana; handel ludźmi; zespół Barttera; nadciśnienie
Kliknij tutaj, aby poznać zalety Cistanche
Wstęp
Równowaga sodowa i jej regulacja przez nerki, poprzez regulację objętości zewnątrzkomórkowej, jest kluczowym wyznacznikiem długoterminowej kontroli ciśnienia krwi (BP), co ilustrują rzadkie zespoły monogenowe wpływające na obchodzenie się z solą nerkową i znacząco zmieniające BP [1, 2]. Rzeczywiście, chociaż kilka czynników przyczynia się do patogenezy i utrzymania podwyższonego ciśnienia krwi, uważa się, że główną rolę odgrywają mechanizmy nerkowe, zgodnie z hipotezą Guytona [1]. Grube ramię wstępujące pętli Henlego (TAL) nerki jest odpowiedzialne za reabsorpcję 20–30% przefiltrowanego ładunku NaCl [3–5]. Na poziomie molekularnym w reabsorpcji TAL Na-Cl pośredniczy luminalny kotransporter Na-K-2}Cl NKCC2 [5]. W konsekwencji funkcja transportowa NKCC2 ma znaczący wpływ na końcowe wydalanie soli z moczem, wpływając w konsekwencji na długoterminową równowagę sodu we krwi [3,5]. W związku z tym odziedziczone odmiany kotransportera i/lub jego regulatorów wpływają na BP u ludzi [3,6–8]. Rzeczywiście, inaktywacja NKCC2 powoduje zespół Barttera typu I (BS1), zagrażającą życiu chorobę nerek charakteryzującą się niskim BP wraz z zaburzeniami elektrolitowymi [9], podczas gdy zwiększona aktywność kotransportera została powiązana z wysokim BP [2,10– 13]. Ponadto w kilku modelach zwierzęcych nadciśnienia sodowrażliwego [14,15] ekspresja białka NKCC2 jest zwiększona i przyczynia się do rozwoju nadciśnienia. Oprócz swojej roli w homeostazie BP, aktywność NKCC2 jest również niezbędna do regulacji bilansu wodnego [5,16]. Na poparcie tego poglądu inaktywacja NKCC2 u pacjentów z BS1 i BS5 powoduje rozwój ciężkiego wielomoczu [7,8,17]. Ponadto upośledzona zdolność zagęszczania moczu przez starzejące się nerki przypisuje się, przynajmniej częściowo, obniżonemu poziomowi białka NKCC2 [18,19]. Warto podkreślić, że we wszystkich zwierzęcych modelach nadciśnienia i starzenia NKCC2 wydaje się być regulowany głównie przez mechanizmy posttranslacyjne [5,16,19], co podkreśla potrzebę badania czynników regulujących biogenezę i transport NKCC2. Mimo to nasza wiedza na temat mechanizmów molekularnych leżących u podstaw wewnątrzkomórkowego handlu dzikimi i zmutowanymi białkami NKCC2 w komórkach ssaków, w szczególności jego regulacji przez interakcje białko-białko, pozostawała bardzo słaba. Ponadto zdecydowana większość wcześniejszych doniesień koncentrowała się głównie na post-Golgi regulacji kotransportera, w szczególności poprzez fosforylację [20-22], a zatem bardzo niewiele wiadomo dzisiaj na temat regulacji transporterów w ER i pre-Golgi poziom.
Aby działać prawidłowo, NKCC2 musi być odpowiednio ukierunkowane na wierzchołkową powierzchnię komórki i wyrażane w stopniu wystarczającym do umożliwienia komórkom TAL odpowiedniej adaptacji do wyzwań fizjologicznych lub patologicznych [3,23]. Podobnie jak w przypadku wszystkich białek transbłonowych, przygotowanie odpowiedniego transportu NKCC2 do błony komórkowej rozpoczyna się, gdy białko kotransportera jest syntetyzowane w retikulum endoplazmatycznym (ER) i trwa, gdy białko przechodzi przez sieć Golgiego [24,25]. Podobnie, podobnie jak praktycznie wszystkie białka przeznaczone do błony plazmatycznej, białka NKCC2 przemieszczone do retikulum endoplazmatycznego (ER) podlegają kontroli jakości, tak że tylko białka sfałdowane przechodzą przez szlak wydzielniczy [26,27]. Kontrola fałdowania białek w ER jest często związana z N-glikozylacją, posttranslacyjną modyfikacją zapoczątkowaną przez kowalencyjne wiązanie określonego oligosacharydu (Glc3Man9GlcNAc2) z powstającym białkiem [28,29]. Po przeniesieniu tego oligosacharydu następuje kilka kolejnych etapów dojrzewania białka wzdłuż szlaku wydzielniczego [28,30]. Po usunięciu trzech reszt glukozy i rozpoczęciu przycinania mannozy w ER, w ramach procesu kontroli jakości, prawidłowo sfałdowane białka są przenoszone do aparatu Golgiego w celu dojrzewania [26,28]. N-glikany o wysokiej zawartości mannozy są następnie dalej przycinane przez specyficzne mannozydazy, takie jak Golgiego 1,2-mannozydazy w cis-Golgim [31,32]. Dodatek GlcNAc, galaktozy, kwasu sialowego i cukrów fukozy generuje hybrydowe i złożone N-glikany w przedziałach środkowym i trans-Golgiego [33,34]. Następnie dojrzałe białka N-glikozylowane są kierowane do miejsca docelowego. Kiedy proces fałdowania się nie powiedzie, końcowe reszty mannozy z rdzeniowej struktury glikanu są stopniowo przycinane, a wadliwe białka są przemieszczane przez błonę w celu degradacji proteasomu cytozolowego poprzez mechanizmy znane jako ERAD (degradacja związana z retikulum endoplazmatycznym [26,35]). Pozostałe nieprawidłowe białka, które mogą tworzyć agregaty lub nie mogą być wykryte przez białka opiekuńcze ERAD, są dostarczane do lizosomów w celu usunięcia za pośrednictwem szlaków zbiorczo określanych jako strona ER [36,37]. Niemniej jednak niektóre nieprawidłowo sfałdowane białka wciąż mogą uciec z ER i przejść do aparatu Golgiego, gdzie są poddawane kontroli jakości Golgiego (GQC) i kierowane do lizosomu lub proteasomu w celu degradacji [38]. Zarówno dzikie, jak i zmutowane warianty białek transbłonowych są podatne na kontrolę jakości i degradację ER. Najlepszym przykładem jest białko kanału chlorkowego CFTR (regulator przewodnictwa przezbłonowego mukowiscydozy), scharakteryzowane jako pierwszy integralny błonowy substrat ERAD ssaków [39,40]. W normalnych warunkach do 70 procent CFTR typu dzikiego jest rozkładane przez ERAD [39,40]. Co jeszcze bardziej imponujące, delecja fenyloalaniny 508 (∆F508), mutacji CFTR odpowiedzialnej za mukowiscydozę, zmniejsza wydajność fałdowania, co powoduje, że prawie 99 procent zmutowanego CFTR ulega degradacji, zanim dotrze do błony plazmatycznej [39,40]. Podobnie jak CFTR i kilka innych białek transbłonowych, takich jak HERG [41], ROMK [42] i NCC [43], wykazaliśmy wcześniej, że większość nowo zsyntetyzowanych białek NKCC2 została uwięziona w ER i przeznaczona do degradacji, proces który obejmuje głównie szlak proteasomowy [44–46]. ERAD rozpoczyna się od wykrycia nieprawidłowo sfałdowanego białka przez molekularne białka opiekuńcze [47]. Rodzaj białek opiekuńczych zaangażowanych w ten proces zależy głównie od położenia zmiany fałdowej podłoża, która może wystąpić w świetle ER, błonie ER lub cytoplazmie [27,47]. W konsekwencji zaproponowano trzy różne szlaki ERAD: ERAD-L (ERAD substratów z nieprawidłowo sfałdowanymi zmianami w świetle ER), ERAD-M (błona) i ERAD-C (cytoplazma) [27,47,48]. Na przykład ERAD powstającego CFTR obejmuje zarówno białka opiekuńcze cytoplazmatyczne, jak i luminalne ER [49]. Podobnie NCC, inne białko transbłonowe, angażuje kilka białek opiekuńczych cytoplazmy dla swojego ERAD [43,50]. Podobnie jak pokrewny elektronobojętny NCC specyficzny dla nerek, NKCC2 posiada 12 regionów transbłonowych, dwie duże domeny cytoplazmatyczne i dużą pętlę egzofazową eksponowaną na ER [5]. Ponieważ NKCC2 zawiera domeny w ER i cytoplazmie, można sobie wyobrazić interakcję kotransportera z cząsteczkowymi białkami opiekuńczymi ER po jednej lub obu stronach błony ER. Ponadto, biorąc pod uwagę, że domena C-końcowa NKCC2 jest dominującym regionem cytoplazmatycznym [5], prawdopodobnie będzie głównym miejscem interakcji białko-białko, a zatem będzie odgrywać nadrzędną rolę w biogenezie i transporcie kotransportera. Zgodnie z tą koncepcją wcześniej zidentyfikowaliśmy kilku partnerów wiążących C-końca NKCC2 [46,51–53]. Wśród nich wykazaliśmy, że aldolaza B i SCAMP2 wiążą się z C-końcem NKCC2 na poziomie post-Golgiego i regulują subkomórkową redystrybucję kotransportera [51,52]. Niedawno dostarczyliśmy dowodów na to, że STCH, Hsp70 i białko-lektyna OS9 oddziałują z niedojrzałą formą NKCC2 głównie w ER, aby regulować degradację związaną z ER [46,53]. W tym raporcie opisujemy nową interakcję białko-białko między C-końcowym ogonem NKCC2 i Golgiego 1,2-mannozydazą IA (Golgi ManIA, zwaną także Man9-mannozydazą), wszechobecnym białkiem, które należy do rodziny mannozydaz klasy I -1,2, która obejmuje ER-mannozydazę I (MAN1B1) i dwie inne 2-}mannozydazy Golgiego, Golgiego -mannozydaza IB [MAN1A2] i Golgiego -mannozydaza IC [MAN1C1] [31,54–56]. Co ciekawe, coraz więcej dowodów wskazuje, że -1,2-mannozydazy są nie tylko zaangażowane w zwijanie i dojrzewanie białek, ale także odgrywają kluczową rolę w degradacji nieprawidłowo sfałdowanych białek [57–60]. Tutaj pokazujemy, że ManIA oddziałuje z niedojrzałą formą NKCC2 głównie w sieci cis-Golgi i promuje jej degradację przez szlak proteasomu, ujawniając tym samym dodatkowy punkt kontrolny w nadzorze i usuwaniu nieprawidłowo sfałdowanych białek NKCC2. W konsekwencji odkrycia te mogą otworzyć nowe możliwości w badaniu kontroli jakości ER i Golgiego białek NKCC2, aby pomóc w opracowaniu nowych strategii zapobiegania i / lub leczenia zaburzeń nerek związanych z nieprawidłowym handlem i ekspresją NKCC2.
Suplement Cistanche
Materiały i metody
1. Drożdżowy test dwuhybrydowy
Badania przesiewowe drożdży dwuhybrydowych (Y2H) przeprowadzono w sposób szczegółowo opisany wcześniej [51], stosując jako przynętę proksymalny region C-końca NKCC2 (reszty 661–1095). Pokrótce, AH109 eksprymujący przynętę połączono ze szczepem drożdży Y187 transformowanym biblioteką cDNA ludzkiej nerki. W celu selekcji dodatnich klonów kodujących przypuszczalne białka oddziałujące, sparowane komórki drożdży hodowano najpierw na płytkach selekcyjnych o niskiej ostrości (-Leu, -Trp, -His), a następnie na płytkach selekcyjnych o wysokiej ostrości (-Leu, -Trp, -His, - Ade). Wybrane kolonie badano również pod kątem aktywności β-galaktozydazy, a DNA z klonów dodatnich izolowano z komórek drożdży przy użyciu zestawu do izolacji plazmidu drożdży RPM (BIO 101 Systems). Po uratowaniu plazmidów zdobyczy przez transformację do bakterii DH5 (Invitrogen) i wyizolowanie przy użyciu zestawu Qiagen, plazmidy cDNA sekwencjonowano i oceniano przy użyciu programu BLAST.
2. Konstrukcja plazmidu i ukierunkowana mutageneza
Wytwarzanie WT Myc-NKCC2, nieglikozylowanego Myc-NKCC2 ((N442Q/N452Q) i WT EGFP-NKCC2 opisano wcześniej [45,46,51]. Mysią sekwencję kodującą ManIA subklonowano do ssaczego wektora ekspresyjnego pcDNA3.1/V5 (Invitrogen, Paryż, Francja) w celu wytworzenia konstruktu WT ManIA-V5 Plazmid zawierający ManIA pozbawiony ogona C-końca (ManIA-∆Cter) wygenerowano przez amplifikację z konstruktu ekspresyjnego WT MAnIAV5 przy użyciu startera do przodu 50 CCGGAGCGATGAAGTTCGTGCTGCTGC 30 i startera do tyłu 50 TTTCTCTTTGCCATCAATTTC 30. Konstrukt zawierający ManIA pozbawiony jego regionu N-końcowego (ManIA-∆Nter) został również wygenerowany z plazmidu WT MAnIA-V5 metodą mutagenezy ukierunkowanej QuikChange (Stratagene, Les Ulis, Francja) przy użyciu startera przedniego 50 GAGGGCAAAGATCAAAGAGTAGATGACCCATGCTTGGAAT 3 0 i starter odwrotny 50 ATTCCAAGCATGGGTCATCTACTCTTTGATCTTTGCCCTC 30. Wszystkie mutacje i skrócenia potwierdzono przez sekwencjonowanie.
3. Hodowla komórkowa
Komórki nerki oposa (komórki OKP) utrzymywano w DMEM (Gibco 42430) uzupełnionym 10% płodową surowicą bydlęcą (Eurobio, Les Ulis, Francja), penicyliną (100 U/ml) i streptomycyną (100 U/ml) w 37°C C w wilgotnej atmosferze zawierającej 5% CO2. Ludzkie embrionalne komórki nerki (HEK) 293 hodowano w pożywce DMEM uzupełnionej 10% płodową surowicą bydlęcą i 1% penicyliną/streptomycyną. W celu transfekcji plazmidowego DNA komórki hodowano do 60–70 procent konfluencji przed przejściową transfekcją przez 5 godzin przy użyciu zestawu Lipofectamine plus zgodnie z instrukcjami producenta (Invitrogen, Paryż, Francja). Do eksperymentów degradacji białek komórki traktowano MG132 (2 µM) lub chlorochiną (100 µM) 6 godzin przed lizą komórek, jak opisano wcześniej [53,61]. Kifunenzynę (Sigma k1140, Saint-Quentin-Fallavier, Francja) zastosowano w stężeniu 25 uM 6 godzin przed lizą komórek.
4. Przygotowanie białek, immunoblotting i immunoprecypitacja
Po transfekcji komórki przemyto zimnym PBS przed rozpuszczeniem w buforze do lizy zawierającym 12 0 mM Tris/Hepes, pH 7,4; 150 mM NaCl, 5 mM EDTA, 3 mM KCl; 1 procent (obj./obj.) Triton X-100 i inhibitory proteazy (Complete Roche 1697498, Meylan, Francja). Następnie zebrano próbki i wirowano przy 16 {{1{37}}}} obrotach na minutę przez 15 minut w temperaturze 4°C. W celu immunoprecypitacji komórki solubilizowano buforem do lizy zawierającym 0,4 M NaCl; 1,5 mM MgCl2; 10 mM Hepes, pH 7,9; 5 procent (obj./obj.) glicerolu; 0,5 procent (obj./obj.) Nonidet P{24}}) i inhibitory proteazy (Complete, Roche Diagnostics). Immunoprecypitację przeprowadzono stosując przeciwciało anty-V5 (Invitrogen) lub anty-ManIA (Sigma) i oczyszczanie metodą powinowactwa stosując kulki proteinowe G-agarozowe (Dynabeads, Invitrogen, Paryż, Francja). Po inkubacji z kulkami białka G-agarozy przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej, kompleks immunologiczny przemyto w PBS (Invitrogen). Próbki białek następnie gotowano w buforze obciążającym, przepuszczano na gradiencie 7,5% lub 10% lub 15% żeli SDS-poliakryloamidowych i sondowano pierwszorzędowymi przeciwciałami będącymi przedmiotem zainteresowania i drugorzędowymi przeciwciałami skoniugowanymi z peroksydazą chrzanową. Białka wizualizowano za pomocą wzmocnionej detekcji chemiluminescencyjnej (Thermo Fisher Scientific, Les Ulis, Francja) zgodnie z instrukcjami producenta.
5. Immunocytochemia
Dwadzieścia cztery do czterdziestu ośmiu godzin po transfekcji zlewające się komórki przemyto PBS plus plus (pH 8, 1 mM MgCl2 i 0,1 mM CaCl2). Następnie komórki utrwalano 2% paraformaldehydem w PBS przez 20 min w temperaturze pokojowej przed inkubacją z 50 mM NH4Cl i permeabilizowano 0,1% Tritonem X-100 przez 1 min. Aby nie blokować specyficznego wiązania przeciwciała, komórki inkubowano z DAKO (rozcieńczalnikiem przeciwciał ze składnikami redukującymi tło) przez 30 minut. Utrwalone komórki inkubowano przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej z pierwszorzędowym przeciwciałem będącym przedmiotem zainteresowania. Pierwotne przeciwciała użyte w tym badaniu to: mysie anty-V5 (Invitrogen, Paryż, Francja), mysie anty-Myc (Takara, Clontech, Saint-Germain-en-Laye, Francja), szczurze anty-V5 (Abcam, Paryż, Francja), królicze anty-Calnexin (Abcam), królicze anty-Giantin (Abcam), królicze anty-GM130 (Abcam), królicze anty-ManIA (Abcam). Zastosowano następujące przeciwciała wtórne: kozie przeciw królicze Alexa Fluor 555 (Invitrogen), kozi przeciwkróliczy Alexa Fluor 488 (Invitrogen), kozi przeciwkróliczy FITC (DakoCytomation, Trappes, Francja), kozi przeciwmysi Texas red (Invitrogen), kozi przeciw szczurom Alexa Fluor 555 (Invitrogen), kozi przeciw szczurowi Alexa Fluor 488 (Invitrogen), skoniugowany przeciwmysi przeciwmysi Alexa Texas Red (Jackson ImmunoResearch, Ely, Wielka Brytania), przeciwmysi przeciwmysi Alexa Fluor 647 (Invitrogen). Po inkubacji z pierwszorzędowymi i drugorzędowymi przeciwciałami będącymi przedmiotem zainteresowania, komórki następnie przemyto PBS i zamontowano za pomocą Vectashield.
Herba Cistanche
6. Testy pościgu cykloheksymidowego
Aby monitorować stabilność i dojrzewanie NKCC2, do komórek OKP lub HEK 14-16 godzin po transfekcji plazmidami NKCC2 dodano cykloheksymid w stężeniu 10}0 µM. W okresie pościgu lizaty komórkowe zbierano po 0, 1, 2 i 4 godzinach po traktowaniu cykloheksymidem i analizowano metodą immunoblottingu.
7. Powalenie siRNA
SiRNA ManIA zakupiono od Dharmacon jako pule ON-TARGET plus SMART (L-012174-00-0005). Komórki HEK najpierw transfekowano kontrolnymi lub specyficznymi siRNA ManIA za pomocą Lipofectamine RNAiMAX (Invitrogen), stosując specyfikacje producenta 0, jak wykonano wcześniej [46,53]. Jeden dzień po transfekcji siRNA komórki transfekowano plazmidami NKCC2. Po 24–48 godzinach lizaty komórkowe analizowano pod kątem każdego białka przy użyciu wskazanych przeciwciał.
8. Analizy statystyczne
Dane wyrażono jako średnią ± SE. Różnice między średnimi oceniano odpowiednio za pomocą sparowanych lub niesparowanych testów t lub ANOVA. p < 0},05 uznano za istotne statystycznie.
Dyskusja
Badanie to przeprowadzono w celu uzyskania wglądu w mechanizmy molekularne leżące u podstaw regulacji degradacji związanej z ER podczas biogenezy NKCC2. Wykorzystując analizę dwuhybrydową drożdży i testy koimmunoprecypitacji, zidentyfikowaliśmy GolgiMannosidazę IA jako nowego partnera wiążącego NKCC2. Asocjacja implikuje tylko niedojrzałą i glikozylowaną postać kotransportera o wysokiej zawartości mannozy i zachodzi głównie w sieci cis-Golgi. Odkryliśmy, że knock-down ManIA zwiększa obfitość białka NKCC2, podczas gdy jego nadekspresja ma odwrotny skutek. Koekspresja ManIA upośledzała dojrzewanie NKCC2, promując jego retencję, recykling do ER i degradację poprzez szlak proteasomowy. Co ważne, mutanty fałdujące NKCC2 są bardziej podatne na szlak ERAD, w którym pośredniczy ManIA. Odkrycia te mogą pomóc w lepszym zrozumieniu, w jaki sposób nieprawidłowości w transporcie białek NKCC2 prowadzą do zespołu Barttera, co jest niezbędne do wyjaśnienia patofizjologii BS1 i ulepszenia dostępnych metod leczenia.
Obecnie wyraźnie ustalono, że przycinanie mannozy przez mannozydazy klasy I 1 jest zaangażowane w etap rozpoznawania ERAD glikoprotein, ponieważ proces ten jest znacznie ograniczany przez ich inhibitory 1-deoksymannojirimycynę i kifunenzynę [67, 70–73]. Początkowo sądzono, na podstawie badań przeprowadzonych głównie na drożdżach, że związki te utrudniają ERAD poprzez hamowanie ER 1,2-mannozydazy I, która przede wszystkim rozszczepia mannozę ze środkowej gałęzi B Man9, tworząc Man8, sygnał glikanu zaproponowali zainicjowanie ERAD [70,74]. Jednak w przypadku komórek ssaków hipoteza ta niekoniecznie jest uzasadniona, biorąc pod uwagę, że zarówno kifunenzyna, jak i 1-deoksymannojirimycyna również hamują 1,{14}}mannozydazy Golgiego. Ponadto coraz więcej dowodów w komórkach ssaków wskazuje, że dalsze przycinanie trzech do czterech reszt mannozy połączonych 1{16}}w celu utworzenia Man6GlcNAc2 (M6) lub Man5GlcNAc2 (M5) również przyczynia się do wyzwalania degradacji nieprawidłowo sfałdowanych glikoprotein [ 32,75–77]. Nie było jednak jasne, które 1,{27}}mannozydazy są odpowiedzialne za to dodatkowe przycinanie. Jednym z kandydatów jest sama ER a 1,{29}}mannozydaza I, ponieważ jej nadekspresja prowadzi do zwiększonego przycinania mannozy i przyspieszenia ERAD [78–80]. Innymi możliwymi kandydatami mogą być białka podobne do mannozydazy (EDEM) wzmacniające degradację ER, ponieważ stwierdzono, że zarówno EDEM1, jak i EDEM3 stymulują przycinanie mannozy i przyspieszają glikoproteinę ERAD, gdy ulegają nadekspresji w komórkach [81,82]. Innym możliwym kandydatem może być mannozydaza IA Golgiego, która przycina Man9 do Man6 i Man5 [31,54]. Wykazano, że ten enzym i dwie inne mannozydazy Golgiego 1,2 (IB i IC) zwiększają degradację i przycinanie mannozy substratu ERAD-L, 1-antytrypsyny NHK, gdy ulegają nadekspresji w hodowanych komórkach [57]. W niniejszym badaniu wykazaliśmy dowody na specyficzną interakcję ManIA z NKCC2, białkiem transbłonowym nerek. Co ważne, wykazaliśmy, że asocjacja ManIA in vivo angażuje tylko niedojrzałą formę kotransportera. Co najważniejsze, dostarczyliśmy dowodów na to, że wiązanie ManIA bierze udział w zatrzymywaniu i związanej z ER degradacji NKCC2.
Kapsułki Cistanche
Wcześniej przedstawiliśmy dowody na to, że ERAD i eksport z ER stanowią istotny regulator dojrzewania NKCC2 i ekspresji na powierzchni komórki [8,44–46]. Rzeczywiście, wykazaliśmy, że większość nowo zsyntetyzowanych białek NKCC2 jest ukierunkowana na degradację związaną z ER, obejmującą szlaki proteasomu i lizosomu [8,44–46,53]. Ponadto wykazaliśmy, że STCH i białko lektyna OS9 biorą udział w tych procesach poprzez interakcję z niedojrzałą formą NKCC2 głównie w ER [46,53]. Podobnie jak w przypadku OS9 i STCH, zaangażowanie ManIA w ERAD kotransportera zostało po raz pierwszy zasugerowane w obecnym badaniu za pomocą testów koimmunoprecypitacji, które ujawniły, że połączenie białek obejmuje tylko niedojrzałą postać NKCC2. Warto zauważyć, że usunięcie cytoplazmatycznego ogona ManIA zmniejszyło, ale nie całkowicie zahamowało jego interakcję z NKCC2, otwierając tym samym możliwość interakcji kotransportera z innymi regionami białka ManIA. Poza tym, pomimo interakcji ManIA tylko z rdzeniową glikozylowaną i niedojrzałą postacią NKCC2, nasze badania immunocytochemiczne wykazały, że ManIA nie kolokalizuje z NKCC2 w ER. W związku z tym warto zauważyć, że ManIA zgłaszano albo w aparacie Golgiego, albo w ER [31,83–85]. Inne niezależne badanie wykazało, że mannozydaza IA może również znajdować się w pęcherzykach kontroli jakości [58]. W związku z tym, ponieważ dystrybucja komórkowa ManIA może zależeć od typu komórek, przeprowadziliśmy nasze badanie w dwóch różnych liniach komórek nerkowych, komórkach OKP i HEK. Badania lokalizacji przeprowadzone w tych komórkach wyraźnie wykazały, że ManIA ulega ekspresji w aparacie Golgiego w obu liniach komórkowych i ujawniły, że miejscem interakcji z kotransporterem jest sieć cis-Golgi. Warto zauważyć, że biorąc pod uwagę, że N-glikan glikoprotein przy wejściu do aparatu Golgiego jest nadal typu o wysokiej zawartości mannozy, można sobie wyobrazić, że interakcja NKCC2 z ManIA może rzeczywiście zachodzić w sieci cis-Golgiego. Korzystając z podejść siRNA i nadekspresji, wykazaliśmy, że ManIA oddziałuje z niedojrzałym NKCC2, promując jego degradację związaną z ER. Co ważne, zapobiegano wpływowi ManIA na dojrzałą postać NKCC2, gdy usunięto cytoplazmatyczny ogon ManIA. Jeszcze bardziej imponujące jest to, że wpływ ManIA zarówno na niedojrzałe, jak i dojrzałe formy NKCC2 został całkowicie zniesiony, gdy enzym został pozbawiony domeny katalitycznej. Co więcej, regulacji NKCC2 przez ManIA zapobiegano również w obecności inhibitora proteasomu MG132, ale nie w przypadku chlorochiny, inhibitora funkcji lizosomalnej, co wskazuje, że ManIA celuje w niedojrzałą postać kotransportera do szlaku ERAD zależnego od proteasomu. Aby dodatkowo wesprzeć rolę ManIA w ERAD NKCC2, przetestowaliśmy również wpływ kifunenzyny, inhibitora przycinania mannozy. Co ciekawe, traktowanie kifunenzyną hamowało wpływ ManIA na NKCC2, co wskazuje, że przycinanie mannozy jest ważnym procesem w degradacji NKCC2 związanej z ER za pośrednictwem ManIA. Jednak efekt ManIA nie został w pełni powstrzymany przez kifunenzynę, co oznacza, że przynajmniej częściowo działanie ManIA na kotransporter nie jest w pełni zależne od N-glikanu. Na poparcie tego poglądu, mutacje miejsc glikozylacji NKCC2 nie hamowały w pełni wpływu ManIA na kotransporter, potwierdzając zatem, że przynajmniej w naszych warunkach eksperymentalnych część efektu ManIA może być niezależna od N-glikanu. Na poparcie tego poglądu Ron i in. dostarczyli dowodów, że w warunkach stresu ER zwiększona ekspresja EDEM1, innego białka alfa-mannozydazy, omija zdarzenie przycinania mannozy i dostarcza glikoproteinę bezpośrednio do późnych stadiów ERAD [86]. Rzeczywiście, wyraźnie wykazali, że po nadekspresji EDEM1 degradacja glikoproteiny H2a nie była blokowana przez kifunenzynę [86]. Jest to szczególnie interesujące, ponieważ nasze ustawienia eksperymentalne, tj. heterologiczna nadekspresja białek wydzielniczych i błonowych (NKCC2) powoduje stres ER [87-89], który może przynajmniej częściowo wyjaśnić utrzymywanie się efektu ManIA, niezależnie od przycinania mannozy , na współprzewoźniku na tych warunkach. Warto zauważyć, że pozostały wpływ ManIA na nieglikozylowane białko NKCC2 został całkowicie zablokowany przez MG132, co dodatkowo potwierdza pogląd, że ManIA promuje ERAD NKCC2 w szlaku zależnym od proteasomu.
Nagromadzenie nieprawidłowo sfałdowanych i skłonnych do agregacji polipeptydów jest szkodliwe dla zdrowia komórek [90-92]. Większa liczba (ponad 70) chorób człowieka wynika z defektów fałdowania białek wydzielniczych i błonowych [91,92]. Aby zapobiec nieprawidłowemu fałdowaniu białek i utrzymać homeostazę białka w szlaku wydzielniczym, komórki eukariotyczne posiadają wiele mechanizmów kontroli jakości (QC) [26]. Obejmują one kontrolę jakości ER (ERQC) poprzez szlak degradacji związanej z retikulum endoplazmatycznym (ERAD) [36,48] i stronę ER [93] Kontrola jakości Golgiego (QCG) [38] i kontrola jakości błony plazmatycznej (PM) [94 ]. W związku z tym nieprawidłowo sfałdowane białka, w szczególności białka transbłonowe o złożonej topologii, takie jak NKCC2, są rygorystycznie kontrolowane przez kolejne punkty kontrolne kontroli jakości, zanim dotrą do miejsca docelowego [26, 94]. Ponadto szlaki QC mogą współpracować, aby skutecznie przeciwdziałać nieprawidłowemu fałdowaniu pojedynczego białka. Na przykład, chociaż większość nieprawidłowo sfałdowanych białek transbłonowych jest degradowana przez ERAD, niektóre nieprawidłowe białka, w szczególności w warunkach stresu ER, mogą uniknąć nadzoru ER i zostać zapakowane do pęcherzyków COPII w celu dalszego transportu do aparatu Golgiego [95-97]. Dowody uzyskane z kilku badań potwierdzają pogląd, że aparat Golgiego służy jako punkt kontrolny kontroli jakości [26,38] Rzeczywiście, nieprawidłowo sfałdowane lub niezłożone białka, które unikają ERAD i ER-page, opuszczają ER i stają się substratami GQC, które są kierowane do wakuoli/ lizosom do degradacji [26,38]. W związku z tym jest bardzo mało prawdopodobne, aby szlak GQC ukierunkowany na lizosom / wakuolę był mechanizmem leżącym u podstaw indukowanej przez ManIA regulacji w dół NKCC2, biorąc pod uwagę, że inhibitor lizosomu, chlorochina, nie zapobiegł wpływowi ManIA na kotransporter. Inną możliwością jest to, że niektóre nieprawidłowo sfałdowane białka wchodzące do aparatu Golgiego mogą być celem degradacji proteasomalnej po dostarczeniu z powrotem na ostry dyżur. Dokładniej, GQC wychwytuje uciekające substraty najprawdopodobniej w cis-Golgi i cyklicznie kieruje je z powrotem do ER w celu ERAD przez proteasom. Jest to bardzo interesujące, ponieważ wykazaliśmy, że ManIA kolokalizuje z NKCC2 głównie w sieci cis-Golgi. Ponadto, w przeciwieństwie do chlorochiny, inhibitor proteasomu MG132 zniósł wpływ ManIA na NKCC2, co silnie sugeruje, że GQC ukierunkowany na proteasom jest bardzo prawdopodobne, że jest głównym szlakiem regulującym regulację NKCC2 przez ManIA. Warto zauważyć, że bardzo niedawne badanie drożdży wykazało, że niektóre źle sfałdowane białka wchodzące do aparatu Golgiego mogą być bezpośrednio kierowane do degradacji proteasomalnej bez powrotu do ER, mechanizm zwany EGAD [98]. Jednakże, chociaż nie można wykluczyć tego dodatkowego mechanizmu, wyraźnie wykazaliśmy, że po koekspresji ManIA, NKCC2 jest w dużej mierze zatrzymywany w ER. Dlatego nasze dane zdecydowanie sugerują, że ManIA promuje zatrzymywanie, recykling i zależne od proteasomu ERAD nieprawidłowo sfałdowanych białek NKCC2, które początkowo wymykają się kontroli jakości ER.
Cistanche tubulosa
Wyczerpująca eksploracja mechanizmów leżących u podstaw maszynerii ERAD dostarczyła kilku nowych informacji na temat tego, jak ERAD przyczynia się do zdrowia ludzkiego zarówno w stanach normalnych, jak i chorobowych [48,92]. O znaczeniu kontroli jakości ER, aw szczególności o zjawisku ERAD, wspomniano w wielu ludzkich patologiach, zwanych chorobami konformacyjnymi [48,92]. W odniesieniu do NKCC2 udokumentowaliśmy wcześniej, że zespół Barttera typu 1 należy do chorób związanych ze szlakiem ERAD [61]. Rzeczywiście, chociaż różne szlaki komórkowe mogą odpowiadać za utratę funkcji NKCC2 w chorobie BS1, nasze dane ujawniły, że degradacja białek związana z ER jest najczęstszym mechanizmem leżącym u podstaw BS1 [61]. W związku z tym identyfikacja białek, które wiążą się specyficznie z niedojrzałymi formami WT NKCC2 i jego składanymi mutantami, jest ważna dla rozszyfrowania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw regulacji ich ERAD. W niniejszym badaniu dostarczyliśmy dowodów, że oprócz WT NKCC2, ManIA oddziałuje z niedojrzałą formą mutantów NKCC2 A508T i Y998X. Ponadto wykazaliśmy, że koekspresja ManIA ma głębszy wpływ na fałdujący się mutant NKCC2 A508T w porównaniu z WT NKCC2, silnie sugerując, że ManIA może odgrywać ważną rolę w ERAD mutantów NKCC2 podczas BS1. Jest to szczególnie interesujące, ponieważ wcześniej informowaliśmy, że A508T i Y998X są zatrzymane na ostrym dyżurze [45,61]. Biorąc pod uwagę, że nasze eksperymenty z immunolokalizacją ujawniły, że niezależnie od systemu ekspresji ManIA ulega ekspresji w sieci cis-Golgiego, interakcja enzymu z tymi dwoma mutantami NKCC2 silnie sugeruje, że chociaż większość A508T i Y998X jest w dużej mierze uwięziona w ER, istnieje znaczny transfer tych dwóch mutantów z ER do cis-Golgi, gdzie mogą zostać przechwycone przez ManIA w celu dostarczenia z powrotem do ER. W związku z tym Hosokawa i in. wykazali również, że chociaż większość transfekowanych białek NHK jest zatrzymywana w ER, niektóre z nich ominęły kontrolę jakości ER i dotarły do aparatu cis-Golgi, gdzie są przycinane przez a 1,{34}}mannozydazy Golgiego, które mają być celem dla ERAD [ 57]. Co więcej, kilka ostatnich badań wykazało, że ERManI, który początkowo przewidywano, że będzie działał w ER, był również zlokalizowany w kompleksie Golgiego w komórkach ssaków, gdzie przyczynia się do punktu kontrolnego kontroli jakości opartego na aparacie Golgiego, który ułatwia odzyskiwanie przechwyconych substratów ERAD z powrotem do SOR [59,60,99]. Warto zauważyć, biorąc pod uwagę, że podobnie jak NKCC2, ManIA jest białkiem transbłonowym, może również przejściowo oddziaływać z kotransporterem w ER, umożliwiając zatem enzymowi udział w generowaniu sygnału, który celuje w niewłaściwie sfałdowane białka NKCC2 dla ERAD, gdy przechodzą przez ER lub w drodze do Golgiego.
Podsumowując, stwierdziliśmy, że Golgi ManIA oddziałuje z niedojrzałą formą NKCC2 w cis-Golgi, aby promować retencję ER i przyspieszać ERAD przez szlak proteasomowy. Według naszej najlepszej wiedzy jest to pierwsze badanie opisujące istotną rolę mechanizmu kontroli jakości aparatu Golgiego w biogenezie NKCC2. Co więcej, jest to również pierwszy raport dostarczający dowodów, że oprócz białek luminalnych, ManIA może być również zaangażowany w ERAD białek transbłonowych. Nasze dane zdecydowanie sugerują, że ManIA manewruje w punkcie kontrolnym kontroli jakości zlokalizowanym cis-Golgi, aby służyć jako system zapasowy do nadzoru ERAD w ER, zapewniając w ten sposób potężną dodatkową sieć do odpowiedniego usuwania niechcianych nieprawidłowo sfałdowanych białek NKCC2 chroniących w związku z tym, komórki przed proteotoksycznością spowodowaną tworzeniem się agregatów białkowych, w szczególności w przebiegu zespołu Barttera. Niezaprzeczalnie ManIA nie może działać w izolacji, aby pośredniczyć w ERAD współtransportera. Odpowiednio, można wiarygodnie postulować, że ManIA działa wspólnie, sekwencyjnie lub jednocześnie, z innymi białkami wiążącymi NKCC2 i składnikami ERAD, takimi jak OS9 [46] i STCH [53], aby pośredniczyć w kontroli jakości ER kotransportera. W związku z tym proponujemy model, w którym w warunkach stresu ER: (1) OS9 bierze udział w zatrzymywaniu nieprawidłowo sfałdowanych białek NKCC2 w ER i jego ERAD przez proteasom. (2) STCH odgrywa kluczową rolę w ERAD NKCC2 przez szlaki proteasomu i lizosomu. (3) Golgi ManIA przyczynia się do ERAD NKCC2 poprzez wychwytywanie nieprawidłowo sfałdowanych białek NKCC2, które wymknęły się kontroli jakości ER i dostarczanie ich z powrotem do ER. Potrzebne są dalsze eksperymenty, aby odkryć dokładny mechanizm stojący za tym modelem. Dokładna charakterystyka i identyfikacja specyficznego składu molekularnego kontroli jakości ER i Golgiego NKCC2 i jego mutantów powodujących choroby może stanowić podstawę do zdefiniowania nowych strategii terapeutycznych ukierunkowanych na transport kotransporterów z sieci ER i Golgiego na powierzchnię komórki.
Bibliografia
1. Guyton, AC Kontrola ciśnienia krwi – szczególna rola nerek i płynów ustrojowych. Nauka 1991, 252, 1813–1816. [CrossRef] [PubMed]
2. Lifton, RP; Gharavi, AG; Geller, DS Molekularne mechanizmy nadciśnienia u ludzi. Komórka 2001, 104, 545–556. [Odnośnik]
3. Castrop, H.; Schiessl, IM Fizjologia i patofizjologia nerkowego kotransportera Na-K{2}}Cl (NKCC2). Jestem. J. Physiol. Ren. Fizyol. 2014, 307, F991 – F1002. [Odnośnik]
4. Greger, R.; Velazquez, H. Korowa gruba wstępująca kończyna i wczesny dystalny kręty kanalik w mechanizmie koncentracji moczu. Nerki Int. 1987, 31, 590–596. [CrossRef] [PubMed]
5. Gamba, G. Fizjologia molekularna i patofizjologia elektronobojętnych kotransporterów kationowo-chlorkowych. Fizyol. Obj. 2005, 85, 423–493. [CrossRef] [PubMed]
6. Ares, GR; Cáceres, PS; Ortiz, PA Molekularna regulacja NKCC2 w grubej kończynie wstępującej. Jestem. J. Physiol. Ren. Fizyol. 2011, 301, F1143 – F1159. [CrossRef] [PubMed]
7. Komhoff, M.; Laghmani, K. Patofizjologia przedporodowego zespołu Barttera. bież. Opinia. Nefrol. nadciśnienie. 2017, 26, 419–425. [CrossRef] [PubMed]
8. Laghmani, K.; Beck, BB; Yang, SS; Seaayfan, E.; Wenzel, A.; Reusch, B.; Vitzthum, H.; Priem, D.; Demaretz S.; Bergmann, K.; i in. Wielowodzie, przemijający przedporodowy zespół Barttera i mutacje MAGED2. N. angielski J. Med. 2016, 374, 1853–1863. [Odnośnik]
9. Szymon DB; Lifton, RP Molekularne podstawy wrodzonej zasadowicy hipokaliemicznej: zespoły Barttera i Gitelmana. Jestem. J. Physiol. 1996, 271, F961 – F966. [Odnośnik]
10. Awiw, A.; Hollenberg, NK; Weder, A. Wydalanie potasu z moczem i wrażliwość na sód u czarnych. Nadciśnienie 2004, 43, 707–713. [Odnośnik]
11. Hoorn, EJ; Walsh, SB; McCormick, JA; Furstenberg, A.; Yang, CL; Roeschel, T.; Paliege, A.; Howie, AJ; Conley, J.; Bachmann S.; i in. Inhibitor kalcyneuryny, takrolimus, aktywuje nerkowy kotransporter chlorku sodu, powodując nadciśnienie. Nat. Med. 2011, 17, 1304–1309. [CrossRef] [PubMed]
12. Borszewski, A.; Himmerkus, N.; Boldt, C.; Blankenstein, KI; McCormick, JA; Lazelle, R.; Willnow, TE; Jankowski, W.; Zwykły, A.; Bleich, M.; i in. Kalcyneuryna i receptor związany z sortowaniem z powtórzeniami typu A oddziałują, regulując nerkowy kotransporter Na(plus)-K(plus)-2Cl(-). J. Am. soc. Nefrol. 2016, 27, 107–119. [Odnośnik]
13. Trudu, M.; Janas S.; Lanzani, C.; Debaix, H.; Schaeffer, C.; Ikehata, M.; Citterio, L.; Demaretz S.; Trevisani, F.; Ristagno, G.; i in. Powszechne niekodujące warianty genów UMOD indukują nadciśnienie wrażliwe na sól i uszkodzenie nerek poprzez zwiększenie ekspresji uromoduliny. Nat. Med. 2013, 19, 1655–1660. [Odnośnik]
14. Alvarez-Guerra, M.; Garay, RP nerkowy kotransporter Na-K-Cl NKCC2 u szczurów wrażliwych na sól Dahla. J. Nadciśnienie. 2002, 20, 721–727. [Odnośnik]
15. Capasso, G.; Rizzo, M.; Ewangelista, C.; Ferrari, P.; Geelen, G.; Lang, F.; Bianchi, G. Zmieniona ekspresja wierzchołkowej błony komórkowej nerki Na plus transportery we wczesnej fazie nadciśnienia genetycznego. Jestem. J. Physiol. Ren. Fizyol. 2005, 288, F1173 – F1182. [Odnośnik]
16. Fenton, RA; Knepper, MA Modele myszy i mechanizm zagęszczania moczu w nowym tysiącleciu. Fizyol. Obj. 2007, 87, 1083–1112. [CrossRef] [PubMed]
17. Komhoff, M.; Laghmani, K. MAGED2: Nowatorska postać przedporodowego zespołu Barttera. bież. Opinia. Nefrol. nadciśnienie. 2018, 27, 323–328. [Odnośnik]
18. Sands, JM Stężenie i rozcieńczenie moczu w starzejącej się nerce. Semin. Nefrol. 2009, 29, 579–586. [Odnośnik]
19. Tian, Y.; Riazi, S.; Khan, O.; Klein, JD; Sugimura, Y.; Verbalis, JG; Ecelbarger, Kalifornia Obfitość podjednostki ENaC nerek, Na-K{2}} Cl i kotransporterów Na-Cl u starszych, pozbawionych wody szczurów F344 x Brown Norway. Nerki Int. 2006, 69, 304–312. [CrossRef] [PubMed]
20. Schiessl, IM; Castrop, H. Regulacja splicingu i fosforylacji NKCC2. bież. Opinia. Nefrol. nadciśnienie. 2015, 24, 457–462. [CrossRef] [PubMed]
21. Davies, M.; Fraser, SA; Galic S.; Choy, SW; Katerelos, M.; Gleich, K.; Kemp, BE; Góra, PF; Power, DA Nowe mechanizmy retencji Na plus w otyłości: fosforylacja NKCC2 i regulacja SPAK/OSR1 przez AMPK. Jestem. J. Physiol. Ren. Fizyol. 2014, 307, F96 – F106. [Odnośnik]
22. Gamba, G. Regulacja aktywności NKCC2 przez obcięte izoformy SPAK. Jestem. J. Physiol. Ren. Fizyol. 2014, 306, F49–F50. [CrossRef] [PubMed]
23. Edwards, A.; Castrop, H.; Laghmani, K.; Vallon, V.; Layton, AT Wpływ regulacji izoformy NKCC2 na transport NaCl w grubej kończynie wstępującej i gęstej plamce żółtej: badanie modelowe. Jestem. J. Physiol. Ren. Fizyol. 2014, 307, F137 – F146. [Odnośnik]
24. Vitale, A.; Denecke, J. Brama retikulum endoplazmatycznego szlaku wydzielniczego. Zakład. Komórka 1999, 11, 615–628. [PubMed]
25. Caplan, MJ Polaryzacja błony w komórkach nabłonkowych: sortowanie białek i tworzenie spolaryzowanych domen. Jestem. J. Physiol. 1997, 272, F425-F429. [Odnośnik]
26. Słońce, Z.; Brodsky, JL Kontrola jakości białka w szlaku wydzielniczym. J. Cell Biol 2019, 218, 3171–3187. [CrossRef] [PubMed]
27. Ruggiano, A.; Foresti, O.; Carvalho, P. Kontrola jakości: degradacja związana z ER: kontrola jakości białek i nie tylko. J. Cell Biol. 2014, 204, 869–879. [CrossRef] [PubMed]
28. Ruddock, LW; Molinari, M. Przetwarzanie N-glikanu w kontroli jakości ER. J. Cell Sci. 2006, 119, 4373–4380. [Odnośnik]
29. Molinari, M. Struktura N-glikanu dyktuje wydłużenie fałdowania białka lub początek usuwania. Nat. chemia Biol. 2007, 3, 313–320. [Odnośnik]
30. Hebert, DN; Garman, Karolina Południowa; Molinari, M. Kod glikanu retikulum endoplazmatycznego: węglowodany związane z asparaginą jako znaczniki dojrzewania białek i kontroli jakości. Trendy Cell Biol. 2005, 15, 364–370. [Odnośnik]
31. Igdoura, SA; Herscovics, A.; Lal, A.; Moremen, KW; Morales, CR; Hermo, L. Alfa-mannozydazy zaangażowane w przetwarzanie N-glikanów wykazują specyficzność komórkową i wyraźną subkompartmentalizację w aparacie Golgiego komórek w jądrach i najądrzach. Eur. J. Cell Biol. 1999, 78, 441–452. [Odnośnik]
32. Lederkremer, GZ; Glickman, MH Okno możliwości: degradacja białek w czasie przez przycinanie cukrów i ubikwityn. Trendy Biochem. nauka 2005, 30, 297–303. [CrossRef] [PubMed]
33. Stanley, P.; Taniguchi, N.; Aebi, M. N-glikany. W Essentials of Glycobiology, 3rd .; Varki, A., Cummings, RD, Esko, JD, Stanley, P., Hart, GW, Aebi, M., Darvill, AG i in., wyd.; Cold Spring Harbor: Nowy Jork, NY, USA, 2015; s. 99–111.
34. Barlowe, CK; Miller, EA Biogeneza białek wydzielniczych i ruch we wczesnej ścieżce wydzielniczej. Genetyka 2013, 193, 383–410. [Odnośnik]
35. Wu, X.; Rapoport, TA Mechanistyczny wgląd w degradację białek związaną z ER. bież. Opinia. Biol komórkowy. 2018, 53, 22–28. [Odnośnik]
36. Słońce, Z.; Brodsky, JL Ścieżka degradacji modelowego nieprawidłowo sfałdowanego białka jest określona przez skłonność do agregacji. Mol. Komórka Biol. 2018, 29, 1422–1434. [Odnośnik]
37. Fresno, I.; Molinari, M. Proteasomalny i lizosomalny klirens wadliwych białek wydzielniczych: degradacja związana z ER (ERAD) i degradacja związana z ER do lizosomu (ERLAD). Krytyk. Wielebny Biochem. Mol. Biol. 2019, 54, 153–163. [CrossRef] [PubMed]
38. Briant, K.; Johnson, N.; Swanton, E. Systemy kontroli jakości domeny transbłonowej działają w retikulum endoplazmatycznym i aparacie Golgiego. PLoS ONE 2017, 12, e0173924. [CrossRef] [PubMed]
39. Jensen, TJ; Loo, MA; Pind S.; Williams, DB; Goldberg, AL; Riordan, JR Wiele systemów proteolitycznych, w tym proteasom, bierze udział w przetwarzaniu CFTR. Komórka 1995, 83, 129–135. [Odnośnik]
40. Oddział, CL; Omura S.; Kopito, RR Degradacja CFTR przez szlak ubikwityna-proteasom. Komórka 1995, 83, 121–127. [Odnośnik]
41. Gong, Q.; Keeney, DR; Molinari, M.; Zhou, Z. Degradacja zmutowanych kanałów zespołu długiego QT typu II typu II przez szlak ubikwityna-proteasom. J. Biol. chemia 2005, 280, 19419–19425. [Odnośnik]
42. O'Donnell, BM; Mackie, TD; Subramanya, AR; Brodsky, JL Związana z retikulum endoplazmatycznym degradacja nerkowego kanału potasowego, ROMK, prowadzi do zespołu Barttera typu II. J. Biol. chemia 2017, 292, 12813–12827. [CrossRef] [PubMed]
43. Needham, PG; Mikoluk, K.; Dhakarwal, P.; Khadem, S.; Snyder, AC; Subramanya, AR; Brodsky, JL Wrażliwy na tiazydy kotransporter NaCl jest ukierunkowany na zależną od opiekuńczego degradację związaną z retikulum endoplazmatycznym. J. Biol. chemia 2011, 286, 43611–43621. [CrossRef] [PubMed]
44. Zaarour, N.; Demaretz S.; Defontaine, N.; Zhu, Y.; Laghmani, K. Wiele zachowanych ewolucyjnie motywów podobnych do dileucyny na końcu karboksylowym kontroluje ruch wsteczny NKCC2. J. Biol. chemia 2012, 287, 42642–42653. [Odnośnik]
45. Zaarour, N.; Demaretz S.; Defontaine, N.; Mordasini, D.; Laghmani, K. Wysoce konserwatywny motyw na końcu COOH dyktuje wyjście retikulum endoplazmatycznego i ekspresję NKCC2 na powierzchni komórki. J. Biol. chemia 2009, 284, 21752–21764. [CrossRef] [PubMed]
46. Seaayfan, E.; Defontaine, N.; Demaretz S.; Zaarour, N.; Laghmani, K. Białko OS9 oddziałuje z kotransporterem Na-K{3}} Cl (NKCC2) i celuje w jego niedojrzałą formę dla szlaku degradacji związanego z retikulum endoplazmatycznym. J. Biol. chemia 2016, 291, 4487–4502. [Odnośnik]
47. Brodsky, JL Ochronne i destrukcyjne role odgrywane przez molekularne białka opiekuńcze podczas ERAD (degradacja związana z retikulum endoplazmatycznym). Biochem. J. 2007, 404, 353–363. [Odnośnik]
48. Guerriero, CJ; Brodsky, JL Delikatna równowaga między wydzielanym fałdowaniem białek a degradacją związaną z retikulum endoplazmatycznym w fizjologii człowieka. Fizyol. Obj. 2012, 92, 537–576. [Odnośnik]
49. Ahner, A.; Gong, X.; Frizzell, RA Degradacja regulatora przewodnictwa przezbłonowego mukowiscydozy: przesłuch między szlakami ubikwitylacji i SUMOylacji. LUTY J. 2013, 280, 4430–4438. [Odnośnik]
50. Donnelly, BF; Needham, PG; Snyder, AC; Roy, A.; Khadem, S.; Brodski, JL; Kompleksy multichaperonów Subramanya, AR Hsp70 i Hsp90 sekwencyjnie regulują degradację i biogenezę związaną z kotransporterem endoplazmatycznym wrażliwym na tiazydy. J. Biol. chemia 2013, 288, 13124–13135. [Odnośnik]
51. Benziane, B.; Demaretz S.; Defontaine, N.; Zaarour, N.; Cheval, L.; Bourgeois, S.; Klein, C.; Froissart, M.; Blanchard, A.; Paillard, M.; i in. Ekspresja powierzchniowa NKCC2 w komórkach ssaków: regulacja w dół przez nową interakcję z aldolazą BJ Biol. chemia 2007, 282, 33817–33830. [Odnośnik]
52. Zaarour, N.; Defontaine, N.; Demaretz S.; Azroyan, A.; Cheval, L.; Laghmani, K. Wydzielnicze białko błony nośnej 2 reguluje egzocytarną insercję NKCC2 do błony komórkowej. J. Biol. chemia 2011, 286, 9489–9502. [Odnośnik]
53. Bakhos-Douaihy, D.; Seaayfan, E.; Demaretz S.; Komhoff, M.; Laghmani, K. Różnicowy wpływ STCH i Hsp70 indukowanego stresem na stabilność i dojrzewanie NKCC2. Int. J. Mol. nauka 2021, 22, 2207. [Odsyłacz]
54. Herscovics, A.; Schneikert, J.; Athanassiadis, A.; Moremen, KW Izolacja mysiego cDNA mannozydazy Golgiego, członka rodziny genów konserwowanych od drożdży do ssaków. J. Biol. chemia 1994, 269, 9864-9871. [Odnośnik]
55. Tempel, W.; Karaveg, K.; Liu, ZJ; Rose, J.; Wang, pne; Moremen, KW Struktura mysiej alfa-mannozydazy Golgiego IA ujawnia molekularne podstawy specyficzności substratowej wśród klasy 1 (rodzina 47 glikozylohydrolaz) alfa1,{5}}mannozydaz. J. Biol. chemia 2004, 279, 29774–29786. [Odnośnik]
56. Tulsiani, DR; Touster, O. Oczyszczanie i charakterystyka mannozydazy IA z błon aparatu Golgiego wątroby szczura. J. Biol. chemia 1988, 263, 5408–5417. [Odnośnik]
57. Hosokawa, N.; Ty, Z.; Tremblay, LO; Nagata, K.; Herscovics, A. Stymulacja ERAD nieprawidłowo sfałdowanej antytrypsyny Hong Kong alfa1- przez alfa1 Golgiego,2-mannozydazy. Biochem. Biofiza. Rez. Komuna. 2007, 362, 626–632. [CrossRef] [PubMed]
58. Ogen-Shtern, N.; Avezov, E.; Shenkman, M.; Benyair, R.; Lederkremer, GZ Mannosidase IA jest w pęcherzykach kontroli jakości i uczestniczy w kierowaniu glikoprotein na ERAD. J. Mol. Biol. 2016, 428, 3194–3205. [Odnośnik]
59. Iannotti, MJ; Figard, L.; Sokac AM; Sifers, RN Mannozydaza zlokalizowana w aparacie Golgiego (MAN1B1) odgrywa nieenzymatyczną rolę strażnika w kontroli jakości biosyntezy białek. J. Biol. chemia 2014, 289, 11844–11858. [CrossRef] [PubMed]
60. Pan, S.; Cheng, X.; Sifers, RN retikulum endoplazmatycznego zlokalizowanego w aparacie Golgiego alfa-1, 2- mannozydazy przyczynia się do odzyskiwania substratów ERAD poprzez bezpośrednią interakcję z gamma-COP. Mol. Biol. Komórka 2013, 24, 1111–1121. [CrossRef] [PubMed]
61. Shaukat, I.; Bakhos-Douaihy, D.; Zhu, Y.; Seaayfan, E.; Demaretz S.; Frachon, N.; Weber, S.; Komhoff, M.; Vargas-Poussou, R.; Laghmani, K. Nowe spojrzenie na rolę degradacji związanej z retikulum endoplazmatycznym w zespole Barttera typu 1. Hum. Zmień. 2021, 42, 947–968. [Odnośnik]
62. Fujita, E.; Kouroku, Y.; Isoai, A.; Kumagai, H.; Misutani, A.; Matsuda, C.; Hayashi, Wielka Brytania; Momoi, T. Dwa systemy degradacji związanej z retikulum endoplazmatycznym (ERAD) dla nowego wariantu zmutowanej dysferliny: ubikwityna / proteasom ERAD (I) i autofagia / lizosom ERAD (II). Szum. Mol. Genet. 2007, 16, 618–629. [Odnośnik]
63. Bernasconi R.; Molinari, M. Strojenie ERAD i ERAD: Utylizacja ładunku i regulatorów ERAD z ER ssaków. bież. Opinia. Komórka. Biol. 2011, 23, 176–183. [Odnośnik]
64. Arvan, P.; Zhao, X.; Ramos-Castaneda, J.; Chang, A. Kontrola jakości szlaku wydzielniczego działająca w systemach Golgiego, plazmalemmy i systemach endosomalnych. Ruch drogowy 2002, 3, 771–780. [Odnośnik]
65. Stolz, A.; Wolf, DH Degradacja białek związana z retikulum endoplazmatycznym: podróż do piekła wspomagana przez opiekuna. Biochim. Biofiza. Acta 2010, 1803, 694–705. [CrossRef] [PubMed]
66. Wang, F.; Pieśń, W.; Brancati, G.; Segatori, L. Hamowanie degradacji związanej z retikulum endoplazmatycznym ratuje natywne fałdowanie w chorobach związanych z nieprawidłowym fałdowaniem białek. J. Biol. chemia 2011, 286, 43454–43464. [CrossRef] [PubMed]
67. Tokunaga, F.; Brostrom, C.; Koide, T.; Arvan, P. Retikulum endoplazmatyczne (ER) związane z degradacją nieprawidłowo sfałdowanych N-glikoprotein jest tłumione po hamowaniu mannozydazy ER IJ Biol. chemia 2000, 275, 40757–40764. [CrossRef] [PubMed]
68. Groisman, B.; Shenkman, M.; Ron, E.; Lederkremer, GZ Przycinanie mannozy jest wymagane do dostarczenia glikoproteiny z EDEM1 do XTP3-B i późnych etapów degradacji związanych z retikulum endoplazmatycznym. J. Biol. chemia 2011, 286, 1292–1300. [CrossRef] [PubMed]
69. Vargas-Poussou, R.; Feldmann, D.; Vollmer, M.; Konrad M.; Kelly, L.; van den Heuvel, LP; Tebourbi, L.; Brandis, M.; Karolyi, L.; Hebert, Karolina Południowa; i in. Nowe warianty molekularne genu kotransportera Na-K{3}}Cl są odpowiedzialne za przedporodowy zespół Barttera. Jestem. J. Hum. Genet. 1998, 62, 1332–1340. [CrossRef] [PubMed]
70. Helenius, A.; Aebi, M. Role N-glikanów w retikulum endoplazmatycznym. rok Wielebny Biochem. 2004, 73, 1019–1049. [Odnośnik]
71. Spiro, RG Rola N-połączonych oligosacharydów polimannozowych w kierowaniu glikoprotein do degradacji związanej z retikulum endoplazmatycznym. Komórka Mol. Nauka o życiu. 2004, 61, 1025–1041. [Odnośnik]
72. Marcus, Nowy Jork; Perlmutter, DH Inhibitory glukozydazy i mannozydazy pośredniczą w zwiększonym wydzielaniu zmutowanej alfa1 antytrypsyny ZJ Biol. chemia 2000, 275, 1987–1992. [Odnośnik]
73. Liu, Y.; Choudhury, P.; Cabral, CM; Sifers, RN Wewnątrzkomórkowe usuwanie niecałkowicie sfałdowanej ludzkiej alfa1-antytrypsyny obejmuje uwalnianie z kalneksyny i potranslacyjne przycinanie oligosacharydów związanych z asparaginą. J. Biol. chemia 1997, 272, 7946–7951. [CrossRef] [PubMed]
74. Cabral, CM; Liu, Y.; Sifers, RN Analiza kontroli jakości glikoprotein w szlaku wydzielniczym. Trendy Biochem. nauka 2001, 26, 619–624. [Odnośnik]
75. Ermonval, M.; Kitzmuller, C.; Mir, AM; Cacan, R.; Ivessa, NE Struktura N-glikanu krótkotrwałego wariantu ryboforyny I eksprymowana w linii komórkowej MadIA214 z defektem glikozylacji ujawnia rolę mannozydazy niebędącej mannozydazą ER w procesie degradacji glikoproteiny. Glycobiology 2001, 11, 565–576. [CrossRef] [PubMed]
76. Foulquier, F.; Kołdra, S .; Klein, A.; Mir, AM; Chirat, F.; Cacan, R. Związana z retikulum endoplazmatycznym degradacja glikoprotein zawierających gatunki Man5GlcNAc2 i Man9GlcNAc2 w linii komórkowej MI8-5 CHO. Eur. J. Biochem. 2004, 271, 398–404. [Odnośnik]
77. Avezov, E.; Frenkel, Z.; Ehrlich, M.; Herscovics, A.; Lederkremer, GZ Mannozydaza retikulum endoplazmatycznego (ER) I jest podzielona na przedziały i wymagana do przycinania N-glikanu do Man5-6}GlcNAc2 w degradacji związanej z glikoproteiną ER. Mol. Biol. Komórka 2008, 19, 216–225. [Odnośnik]
78. Hosokawa, N.; Tremblay, LO; Ty, Z.; Herscovics, A.; Wada, I.; Nagata, K. Wzmocnienie degradacji retikulum endoplazmatycznego (ER) nieprawidłowo sfałdowanej alfa1-antytrypsyny z Hongkongu przez ludzką mannozydazę ER IJ Biol. chemia 2003, 278, 26287-26294. [Odnośnik]
79. Sifers, RN Biologia komórki. Degradacja białek odblokowana. Nauka 2003, 299, 1330–1331. [Odnośnik]
80. Wu, Y.; Swuliusz, MT; Moremen, KW; Sifers, RN Wyjaśnienie logiki molekularnej, według której nieprawidłowo sfałdowana alfa 1-antytrypsyna jest preferencyjnie wybierana do degradacji. proc. Natl. Acad. nauka Stany Zjednoczone 2003, 100, 8229–8234. [CrossRef] [PubMed]
81. Hirao, K.; Natsuka, Y.; Tamura, T.; Wada, I.; Morito, D.; Natsuka, S.; Romero, P.; Sleno, B.; Tremblay, LO; Herscovics, A.; i in. EDEM3, rozpuszczalny homolog EDEM, zwiększa degradację związaną z retikulum endoplazmatycznym glikoproteiny i przycinanie mannozy. J. Biol. chemia 2006, 281, 9650–9658. [Odnośnik]
82. Olivari, S.; Kali, T.; Salo, KE; Paganetti, P.; Ruddock, LW; Molinari, M. EDEM1 reguluje degradację związaną z ER, przyspieszając demannozylację polipeptydów z defektem fałdowania i hamując ich agregację kowalencyjną. Biochem. Biofiza. Rez. Komuna. 2006, 349, 1278–1284. [CrossRef] [PubMed]
83. Bieberich, E.; Bause, E. Man{1}}mannozydaza z ludzkiej nerki ulega ekspresji w komórkach COS jako transbłonowa N-glikoproteina typu II rezydująca w aparacie Golgiego. Eur. J. Biochem. 1995, 233, 644–649. [CrossRef] [PubMed]
84. Velasco, A.; Hendricks, L.; Moremen, KW; Tulsiani, DR; Touster, O.; Farquhar, MG Zależne od typu komórek zmiany w dystrybucji subkomórkowej alfa-mannozydazy I i II. J. Cell Biol. 1993, 122, 39–51. [CrossRef] [PubMed]
85. Bieberich, E.; Treml, K.; Volker, C.; Rolfs, A.; Kalz-Fuller, B.; Bause, E. Man{2}}mannozydaza z wątroby świni jest białkiem błonowym typu II, które znajduje się w retikulum endoplazmatycznym. Klonowanie cDNA i ekspresja enzymu w komórkach COS 1. Eur. J. Biochem. 1997, 246, 681–689. [Odnośnik]
86. Ron, E.; Shenkman, M.; Groisman, B.; Izensztein, Y.; Leitman, J.; Lederkremer, GZ Obejście dostarczania glikoprotein zależnych od glikanów do ERAD przez zwiększoną regulację EDEM1. Mol. Biol. Komórka 2011, 22, 3945–3954. [Odnośnik]
87. Casagrande, R.; Stern, P.; Diehn, M.; Shamu, C.; Osario, M.; Zuniga, M.; Brązowy, PO; Ploegh, H. Degradacja białek z ER S. cerevisiae wymaga nienaruszonego niezłożonego szlaku odpowiedzi białkowej. Mol. Komórka 2000, 5, 729–735. [Odnośnik]
88. Schroder, M.; Kaufman, stres RJ ER i odpowiedź niezłożonego białka. Zmień. Rez. 2005, 569, 29–63. [Odnośnik]
89. Liang, CJ; Chang, YC; Chang, HC; Wang, CK; Zawieszony, YC; Lin, YE; Chan, CC; Chen, CH; Chang, HY; Sang, TK Derlin{1}} reguluje patogenezę związaną z mutantem VCP i apoptozę wywołaną stresem retikulum endoplazmatycznego. PLoS Genet. 2014, 10, e1004675. [CrossRef] [PubMed]
90. Houck, SA; Singh, S.; Cyr, DM Odpowiedzi komórkowe na nieprawidłowo sfałdowane białka i agregaty białkowe. Metody Mol. Biol. 2012, 832, 455–461. [CrossRef] [PubMed]
91. Chaudhuri, TK; Paul, S. Choroby związane z nieprawidłowym fałdowaniem białek i podejścia terapeutyczne oparte na białkach opiekuńczych. FEBS J. 2006, 273, 1331–1349. [Odnośnik]
92. Yadav, K.; Yadav, A.; Waszisztha, P.; Pandey, wiceprezes; Dwivedi, Choroby nieprawidłowego fałdowania białek ONZ i podejścia terapeutyczne. bież. Białko. Pept. nauka 2019, 20, 1226–1245. [Odnośnik]
93. Fresno, I.; Molinari, M. Obrót retikulum endoplazmatycznego: strona ER i inne smaki w selektywnym i nieselektywnym klirensie ER. F1000Res 2018, 7, 454. [Odnośnik]
94. Okiyoneda, T.; Apaja, PM; Lukacs, GL Kontrola jakości białka w błonie plazmatycznej. bież. Opinia. Biol komórkowy. 2011, 23, 483–491. [Odnośnik]
95. Caldwell, SR; Wzgórze, KJ; Cooper, AA Degradacja substratów kontroli jakości retikulum endoplazmatycznego (ER) wymaga transportu między ER a aparatem Golgiego. J. Biol. chemia 2001, 276, 23296–23303. [CrossRef] [PubMed]
96. Taksówki, C.; Vogel, F.; Wolf, DH Ruch ER-Golgi jest warunkiem wstępnym wydajnej degradacji ER. Mol. Biol. Cela 2002, 13, 1806–1818. [CrossRef] [PubMed]
97. Vashist, S.; Ng, DT Niewłaściwie sfałdowane białka są sortowane według mechanizmu sekwencyjnego punktu kontrolnego kontroli jakości ER. J. Cell Biol. 2004, 165, 41–52. [CrossRef] [PubMed]
98. Schmidt, O.; Weyer, Y.; Baumann, V.; Widerin, MA; Eising, S.; Angelova, M.; Schleiffer, A.; Kremser, L.; Lindner, H.; Piotr M.; i in. Endosomalna i związana z aparatem Golgiego degradacja białek błonowych (EGAD) reguluje metabolizm sfingolipidów. EMBO J. 2019, 38, e101433. [Odnośnik]
99. Pan, S.; Wang S.; Utama, B.; Huang, L.; Blok, N.; Estes, MK; Moremen, KW; Sifers, RN lokalizacja Golgiego ERManI określa przestrzenną separację systemu kontroli jakości glikoprotein ssaków. Mol. Biol. Komórka 2011, 22, 2810–2822. [Odnośnik]
Sylvie Demaretz 1,2, Elie Seaayfan 1,2,†, Dalal Bakhos-Douaihy 1,2, Nadia Frachon 1,2, Martin Kömhoff 3 i Kamel Laghmani 1,2,
1 Centre de Recherche des Cordeliers, Sorbonne Université, Inserm, Université de Paris, F-75006 Paryż, Francja; sylvie.demaretz@sorbonne-universite.fr (SD); elie.seaayfan@uni-marburg.de (Hiszpania); dalal.bakhos_aldouaihy@sorbonne-universite.fr (DB-D.); nadia.frachon@sorbonne-universite.fr (NF)
2 CNRS, ERL8228, F-75006 Paryż, Francja
3 Oddział Nefrologii i Transplantologii Dziecięcej, Uniwersytecki Szpital Dziecięcy, Uniwersytet Philippsa, 35043 Marburg, Niemcy; Martin.Koemhoff@uk-gm.de
