Funkcje Cistanche dla nerek i cukrzycy
Mar 11, 2022
Dysfunkcja zegara dobowego w kanaliku nerkowym prowadzi do wzmożonej glukoneogenezy nerkowej i zaostrzenia hiperglikemii w cukrzycy
więcej informacji:ali.ma@wecistanche.com
Camille Ansermet1,6, Gabriel Centeno1,6, Yohan Bignon1,6, Daniel Ortiz2,6, Sylvain Pradervand3,Andy Garcia1, Laure Menin2, Fre´de´ric Gachon1,4, Hikari AI. Yoshihara5 i Dmitrij Firsow1
1Wydział Nauk Biomedycznych Uniwersytetu w Lozannie, Lozanna, Szwajcaria;2Służba Spektrometrii Mas, Instytut Nauk i Inżynierii Chemicznej, Ecole Polytechnique Fédérale de Lausanne, Lozanna, Szwajcaria;3Zakład Technologii Genomowych, Uniwersytet w Lozannie, Lozanna, Szwajcaria;4Instytut Biologii Molekularnej, Uniwersytet Queensland, Queensland, Australia; oraz 5Instytut Fizyki, Ecole Polytechnique Fédérale de Lausanne, Lozanna, Szwajcaria
Thezegar dobowyto wszechobecny molekularny mechanizm utrzymywania czasu, który synchronizuje komórkowe, tkankowe i ogólnoustrojowe funkcje biologiczne z 24-godzinnymi cyklami środowiskowymi. Lokalne zegary okołodobowe sterują rytmami specyficznymi dla komórek i tkanek, a ich rozregulowanie ma związek z patogenezą i/lub progresją szerokiego spektrum chorób. Jednak patofizjologiczna rola nieodłącznejzegary dobowew nerkach diabetyków pozostaje nieznany. Aby odpowiedzieć na to pytanie, wywołaliśmy typ Icukrzycaze streptozotocyną u myszy pozbawionych okołodobowego regulatora transkrypcji BMAL1 w podocytach (myszy cKOp) lub wnerkakanaliki (myszy cKOt). Nie stwierdzono związku między dysfunkcją zegara dobowego a rozwojem nefropatii cukrzycowej u myszy cKOp i cKOt z cukrzycą. Jednak myszy cKOt zcukrzycawykazywały zaostrzoną hiperglikemię, zwiększone frakcjonowane wydalanie glukozy z moczem, nasilony wielomocz i wyraźniejszy przerost nerek w porównaniu z myszami kontrolnymi, którym podawano streptozotocynę. Analizy mRNA i ekspresji białek wykazały znaczne wzmocnienie szlaku glukoneogennego wnerkimyszy cKOt z cukrzycą w porównaniu do myszy kontrolnych z cukrzycą. Analiza transkryptomiczna wraz z analizą funkcjonalną myszy cKot z cukrzycącukrzycazidentyfikowali zmiany w wielu mechanizmach bezpośrednio lub pośrednio wpływających na szlak glukoneogenny. W ten sposób pokazujemy, że dysfunkcja wrodzonejnerkacewkazegar dobowynasila hiperglikemię cukrzycową poprzez nasilenie glukoneogenezy wnerkakanalika proksymalnego i dodatkowo podkreślić znaczenie zachowania okołodobowego u pacjentów zcukrzyca.
SŁOWA KLUCZOWE:zegar dobowy; cukrzyca; glukoneogeneza; kanalik proksymalny
Kliknij, aby przejść do Cistanche w Urdu i Cistanche na cukrzycę
Wypowiedź przejściowa
Wcukrzyca,nerkaprzyczynia się do rozwoju hiperglikemii cukrzycowej poprzez zwiększenie reabsorpcji glukozy z moczu pierwotnego oraz poprzez zwiększenie glukoneogenezy w kanaliku proksymalnym. Jednak te2 procesy są również kontrolowane przezzegar dobowy, mechanizm, który synchronizuje różne specyficzne funkcje nerek z dziennymi cyklami światło-ciemność. W niniejszym dokumencie wykazujemy, że dysfunkcja wewnętrznego zegara okołodobowego w kanalikach nerkowych może nasilać hiperglikemię cukrzycową poprzez nasilenie glukoneogenezy nerkowej. Wyniki te podkreślają znaczenie dobowego wpływu u pacjentów z cukrzycą, z potencjalnymi implikacjami dla kontroli glukozy
Cukrzycajest chorobą ogólnoustrojową, w której szczególną rolę odgrywa nerka. W cukrzycynerkaprzyczynia się do rozwoju hiperglikemii cukrzycowej poprzez zwiększenie reabsorpcji glukozy z pierwotnego moczu1 i zwiększenie produkcji glukozy poprzez glukoneogenezę.2,3 Jednak długotrwałe podwyższenie poziomu glukozy we krwi może z kolei powodować nefropatię cukrzycową (DN), jedno z najpoważniejszych powikłań cukrzycy, charakteryzującej się kłębuszkowym, kanalikowym i naczyniowym uszkodzeniem nerek. Chociaż stres metaboliczny jest głównym czynnikiem zaangażowanym w patogenezę i progresję DN, sama hiperglikemia nie prowadzi do niewydolności nerek u większości pacjentów z cukrzycą.4 Sugeruje to, że w połączeniu z współistniejącą chorobą lub obecnością „drugich uderzeń” środowiskowych, genetycznych lub epigenetycznych może być konieczne rozpoczęcie leczenia. i/lub przyspieszony postęp DN. Ostatnie badania sugerują, że mechanizm zegara okołodobowego znajduje się na przecięciu kilku procesów (pato)fizjologicznych wnerka.5 Warunkowozegar dobowyw różnych typach komórek nerkowych w modelach zwierzęcych prowadzi do zaburzenia rytmu dobowego szybkości filtracji kłębuszkowej (GFR),6 częściowa utrata kontroli ciśnienia krwi,7,8 znaczne zmiany w nerkowych szlakach metabolicznych,9,10 i przyspieszenie progresji przewlekłegochoroba nerek.11 U ludzi przesunięcie dobowe związane z pracą zmianową między zegarem biologicznym a rytmem odżywiania i aktywności wiąże się ze zmniejszonym GFR,12 zwiększonym wydalaniem albumin z moczem,13 nykturią i zwiększoną produkcją moczu przez nerki,14 oraz zwiększonym ryzykiem przewlekłej choroby nerek.15
Co ciekawe,zegar dobowywnerkakontroluje lub jest połączony z wieloma szlakami komórkowymi, które są zaangażowane w patogenezęcukrzycai/lub DN. Na przykład, specyficzny dla kanalików nerkowych nokaut aktywatora transkrypcyjnego BMAL1 (nazywanego również ARNTL), centralnego elementu mechanizmu zegara dobowego, skutkuje wyraźnym wzrostem poziomu ekspresji mRNA kodujących białka zaangażowane w glukoneogenezę nerkowoglutaminową, w tym transporter glutaminySNAT3 (SLC38A3), glutaminaza (GLS) i dehydrogenaza glutaminianowa 1 (GLUD1).9 Co ważniejsze, te zmiany ekspresji występują u zwierząt z nokautem normoglikemicznym. Słominskiet al. wykazali, że białko PER1 zegara okołodobowego jest zaangażowane w transkrypcyjną regulację transportera glukozy Sglt1 (Slc5a1) w komórkach kanalika proksymalnego,16 i Ansermetet al. wykazali, że zegar dobowy w podocytach kontroluje ekspresję genu Arhgap24 związanego z predyspozycją do DN zarówno w cukrzycy typu 1, jak i typu 2.6 Wykazano, że zarówno wysokie poziomy glukozy, jak i niedobór BMAL1 w cewkach nerkowych silnie indukują ekspresję inhibitora kinazy zależnej od cyklin p21CIP1 (Cdkn1a). ), krytycznym czynnikiem w wywoływaniu starzenia się komórek w nerkach cukrzycowych.9,17 Zależna od dinukleotydu nikotynamidoadeninowego deacetylaza sirtuina 1 (SIRT1), jeden z kluczowych regulatorów uszkodzenia podocytów w DN18, została zidentyfikowana jako główny regulator pętli sprzężenia zwrotnego energii w sieci zegara rdzeniowego.19 Inny mechanizm komórkowy, który łączy DN zzegar dobowyjest ssaczym celem rapamycyny, kinazy, która koordynuje metabolizm komórkowy z dobowym utrzymywaniem czasu.20 Zmieniony ssaczy cel rapamycyny został również uznany za ważny czynnik patogenny w wywołanym cukrzycą uszkodzeniu komórek kanalików nerkowych,21 podocytów,22 oraz komórek śródbłonka kłębuszkowego23 i mezangialnego24. . Łącznie obserwacje te sugerują, że zaburzenia zegara dobowego w okresienerkamogą wpływać na rozwój hiperglikemii cukrzycowej poprzez stymulację glukoneogenezy w kanalikach nerkowych i/lub reabsorpcję glukozy lub działając jako „drugie uderzenie” przyczyniające się do patogenezy DN. Aby odpowiedzieć na te hipotezy, stworzyliśmy i scharakteryzowaliśmy myszy z indukowanym streptozotocyną (STZ) typem Icukrzycai konkretne usunięciezegar dobowykoordynator Bmal1 w kłębuszkowych podocytach lub w kanaliku nerkowym.
Kliknij, abyCistanche w leczeniu choroby nerek
METODY
Zwierzęta utrzymywano ad libitum na standardowej diecie laboratoryjnej (dieta KLIBA NAFAG 3800). Wszystkie eksperymenty przeprowadzono na samcach myszy.
Modele myszy
Inaktywacja genu Bmal1 (Arntl) została wywołana przez 2-tygodniowe leczenie doksycykliną (DOX; 2 mg/ml w wodzie pitnej) 8-tygodniowego Bmal1lox/lox/Nphs2-rtTA Myszy /LC1 (myszy cKOp) lub 8-tygodniowe myszy Bmal1lox/lox/Pax8-rtTA/LC1 (myszy cKOt). Kontrole z tego samego miotu (myszy Bmal1lox/lox) otrzymały takie samo traktowanie DOX. Oba modele zostały wcześniej opisane i zwalidowane.6,9 Tydzień po zakończeniu leczenia DOX, typ Icukrzycabył indukowany przez wstrzyknięcia ip STZ (50 mg/kg masy ciała [BW]; codziennie przez 5 dni). Myszy leczone nośnikiem otrzymywały zastrzyki nośnika soli fizjologicznej buforowanej fosforanami. Wszystkie eksperymenty przeprowadzono 8 tygodni po ostatnim wstrzyknięciu STZ lub nośnika. We wszystkich doświadczeniach pobierano tkanki i krew od myszy uśmierconych w ZT9 (ZT wskazuje jednostki czasu Zeitgebera; ZT0 to czas włączenia światła, a ZT12 to czas wyłączenia światła).
Klatki metaboliczne
Myszy trzymano w indywidualnych klatkach metabolicznych (Tecniplast). Pobieranie moczu przeprowadzono w ciągu 24 godzin po 4-dniowym okresie adaptacji.
Chemia osocza i moczu
Stężenia i osmolalność Naþ, Kþ, Ca2þ, Mg2þ, fosforanów, kreatyniny, glukozy, moczanów i mocznika w moczu i osoczu zostały zmierzone przez Laboratoire de prestations de Chimie Clinique z Centre Hospitalier Universitaire Vaudois. pH moczu oceniano pehametrem (Metrohm). pH krwi i gazometrię mierzono na mieszanej krwi tętniczo-żylnej za pomocą epickiego analizatora krwi (Siemens Healthcare). Zawartość amonu w moczu oznaczano metodą Berthelota. Kwas miareczkowany w moczu mierzono metodą Chan.25. Poziomy aldosteronu w osoczu mierzono metodą radioimmunologiczną (DPC). Insulina w osoczu została określona za pomocą zestawu firmy Mercodia
GFR
GFR mierzono na znieczulonych zwierzętach izotiocyjanianem insuliny i fluoresceiny, jak opisano wcześniej.26
Test tolerancji glukozy Ip
Po 15 godzinach głodzenia, kontroli traktowanej nośnikiem lub STZ i cKotmyszom wstrzykiwano ip glukozę (1 g/kg masy ciała). Glikemia była mierzona czytnikiem glikemii w kropli krwi z ogona (Contour NextOne; Bayer) przed (czas ¼ 0) i 15, 30, 60, 90, 120 i 180 minut po wstrzyknięciu glukozy.
Test tolerancji insuliny
Po 4 godzinach ograniczenia pokarmu myszom kontrolnym i cKot traktowanym nośnikiem lub STZ wstrzyknięto ip 0,5 U insuliny (ludzka rekombinowana insulina; Sigma) na kg masy ciała. Glikemię mierzono przed wstrzyknięciem insuliny (czas ¼ 0) i 15, 30, 45, 60, 90, 120, 150 i 180 minut po wstrzyknięciu insuliny. Jeśli glikemia spadła poniżej 2 mM, myszy ratowano przez wstrzyknięcie ip 30 mg glukozy i wykluczano z analizy.
Sekwencjonowanie RNA
Sekwencjonowanie RNA przeprowadzono jak opisano w Ansermet et al.6 Zastosowano adnotację genu Musmusculus GRCm38.92. Liczby genów skalowano przy użyciu normalizacji TMM i przekształcano logarytmicznie na liczbę na milion (CPM) przy użyciu funkcji „CPM” z pakietu limma R.27 Zróżnicowanie ekspresji między zwierzętami z nokautem i zwierzętami kontrolnymi obliczono dla nieleczonych (sól fizjologiczna buforowana fosforanem) i leczonych ( 2.Dla każdego z 3 porównań geny o współczynniku fałszywego odkrycia (FDR) < 5="" procent="" wybrano="" do="" analizy="" wzbogacenia="" ontologii="" genów="" „procesem="" biologicznym”="" z="" „profilem="" skupień”.="" wartość="">< 0.01="" were="" considered="" as="" significant="" and="" further="" processed="" with="" the="" function="" "simplify"="" with="" default="" parameters="" to="" remove="">
Analiza statystyczna
Wszystkie dane wyrażono jako średnią ± SEM. Testy statystyczne są opisane w legendach rysunków oraz w Tabeli Uzupełniającej S10. P < 0,05="" uznano="" za="" istotne.="" analizę="" statystyczną="" przeprowadzono="" za="" pomocą="" oprogramowania="" graphpad="" prism="" (wersja="">
Kapilary Western blot
Western blot kapilarny przeprowadzono w ośrodku analizy białek Uniwersytetu w Lozannie (https://www.unil.ch/paf/home/menuinst/technologies/western-in-capillaries.html). Ich oznaczanie ilościowe zostało przeprowadzone w sposób ślepy przez technika z tego zakładu.
Cistanche może poprawić czynność nerek
WYNIKI
Inaktywacja Bmal1 w podocytach nie prowadzi do indukcji DN u myszy leczonych STZ
Inaktywacja Bmal1 (Arntl) specyficzna dla podocytów została wywołana przez 2-tygodniowe leczenie DOX (2 mg/ml w wodzie pitnej) 8-tygodniowego Bmal1lox/lox/Nphs2-rtTA/ Myszy LC1 (nazywane dalej myszami cKOp).6 Kontrole ich rodzeństwa (myszy Bmal1lox/lox; dalej określane jako myszy kontrolne) otrzymały takie samo leczenie DOX. Jak pokazano na Figurze 1a, leczenie STZ (patrz Metody) prowadziło do hiperglikemii, która nie różniła się między myszami kontrolnymi i myszami cKOp. BW był niższy u zwierząt leczonych STZ, ale efekt ten był podobny w obu genotypach (Figura 1b). GFR, mierzony za pomocą klirensu izotiocyjanianu insulina-fluoresceina, nie różnił się między myszami kontrolnymi leczonymi STZ i myszami cKOp (Figura 1c). Zwierzęta z cukrzycą wykazywały glukozurię (Figura 1d), wielomocz (Figura 1e), białkomocz o niskiej masie cząsteczkowej (Figura 1f) i nieznaczną albuminurię (Figura 1f). Jednak nie było różnicy w tych parametrach między myszami kontrolnymi leczonymi STZ i myszami cKOp
Myszy pozbawione BMAL1 w kanalikach nerkowych wykazują nasiloną hiperglikemię z cukrzycą
Jak pokazano na Figurze 2a, BW nie różnił się u myszy kontrolnych z cukrzycą i myszy pozbawionych BMAL1 w kanalikach nerkowych (myszy Bmal1lox/lox/Pax 8-rtTA/LC1 9 traktowane DOX; zwane dalej myszami cKot). Analiza osocza krwi wykazała, że hiperglikemia indukowana przez STZ nasila się u myszy cKOt zarówno w warunkach po posiłku, jak i na czczo (odpowiednio Rysunek 2b i c). Żaden z innych mierzonych parametrów osocza, w tym osmolalności i sodu, potasu, fosforanów, wapnia, magnezu, kreatyniny, stężenia moczanu i aldosteronu różniły się między grupą kontrolną leczoną STZ i c Kotmice, z wyjątkiem zwiększonych poziomów mocznika w osoczu u myszy cKOt (tabela uzupełniająca S1). Poziomy insuliny w osoczu nie różniły się między grupą kontrolną leczoną STZ a myszami na czczo cKot (Figura 2d). Testy tolerancji glukozy i insuliny oceniane jako nachylenie spadającego stężenia glukozy nie wykazały znaczących różnic między myszami obu genotypów w obu warunkach leczenia (odpowiednio Figura 2e i f).Cukrzyca-wywołanynerkahipertrofia była bardziej wyraźna u cukrzycowych myszy cKOt niż w grupie kontrolnej z cukrzycą (Figura 2g). GFR nie różnił się między myszami obu genotypów traktowanymi STZ (Figura 2h). Indukowany przez STZ wzrost spożycia wody i objętości moczu był bardziej wyraźny u myszy c Kot (odpowiednio Figura 3a i b), podczas gdy osmolalność moczu nie różniła się między myszami z cukrzycą obu genotypów (Figura 3c). Ułamkowe wydalanie glukozy było wyższe, a ułamkowe wydalanie sodu było niższe u myszy cKOt traktowanych STZ w porównaniu z grupą kontrolną traktowaną STZ (odpowiednio Fig. 3d i e), podczas gdy ułamkowe wartości wydalania fosforanu (Figura 3f), magnezu (Figura 3g) i wapnia (Figura 3h) nie różniły się między myszami z cukrzycą obu genotypów. Zarówno myszy kontrolne, jak i myszy cKot leczone STZ miały podobną białkomocz o niskiej masie cząsteczkowej, ale nie miały albuminurii (rysunek uzupełniający S1). Nie stwierdzono większych różnic histologicznych między nerkami myszy kontrolnych, którym podawano nośnik lub STZ, a myszy cKot (rysunek uzupełniający S2).
Rysunek 1|Ogólna charakterystyka myszy kontrolnych i cKOp traktowanych nośnikiem lub streptozotocyną (STZ). (a) Glikemia nie na czczo. (b) Masa ciała (BW). (c) Współczynnik filtracji kłębuszkowej (GFR) (klirens insuliny). (d) Glukoza w moczu. (e) Objętość moczu. (f) Barwienie błękitem Coomassie białek w moczu. W przypadku wszystkich myszy, 0,3 procent (obj.) 24-godzinnego moczu załadowano na żel do elektroforezy w żelu dodecylosiarczan sodu-poliakrylamid. Podano średnie ± SEM. n=9 w każdej grupie, z wyjątkiem pomiarów GFR, gdzie n=6 i n=9 myszy zastosowano odpowiednio w grupach kontrolnych leczonych STZ i grupach cKOp. Wszystkie wyniki uzyskano na 19-tygodniowych zwierzętach. Zastosowano dwuczynnikową analizę wariancji z testem wielokrotnych porównań Sidaka. *P < 0.05,="" †p="">< 0.01,="" ‡p="">< 0,001.="" alb,="" albumina="" (65="" kda);="" lmwp,="" białko="" o="" niskiej="" masie="">
Rysunek 2|Ogólna charakterystyka myszy kontrolnych traktowanych nośnikiem lub streptozotocyną (STZ) i myszy c Kot. (a) Masa ciała. n=8 dla myszy kontrolnych, którym podawano nośnik i c myszy Kot, oraz n=9 dla myszy kontrolnych, którym podawano STZ i c myszy Kot. (b) Glikemia nie na czczo. n=8 i n=9 odpowiednio dla myszy kontrolnych traktowanych podłożem i STZ oraz c Kot. (c) Glikemia na czczo (16 godzin postu). n=9 dla myszy kontrolnych leczonych nośnikiem i myszy c Kot, oraz n=7 i n=6 odpowiednio dla myszy kontrolnych traktowanych STZ i myszy c Kot. (d) Poziomy insuliny w grupie kontrolnej traktowanej podłożem lub STZ oraz c myszy Kot. n=9 in=6 odpowiednio dla myszy kontrolnych, którym podawano nośnik i myszy c Kot, oraz n=10 i n=7 odpowiednio dla myszy kontrolnych, którym wstrzyknięto STZ i myszy c Kot. Poziomy insuliny w osoczu mierzono w ZT18, w środku fazy nieaktywnej. (e) Poziomy glukozy we krwi mierzono w trakcie testu tolerancji glukozy w grupie kontrolnej traktowanej w pojeździe lub STZ oraz myszy c Kot. n=9 dla myszy kontrolnych, którym podawano podłoże i myszy c Kot, oraz n=7 i n=6 odpowiednio dla myszy kontrolnych i c Kot, którym podawano STZ. (f) Poziomy glukozy we krwi mierzono w trakcie testu tolerancji insuliny w grupie kontrolnej traktowanej w pojeździe lub STZ oraz myszy c Kot. n=5 dla myszy kontrolnych traktowanych nośnikiem lub STZ i n=6 dla myszy cKO traktowanych nośnikiem lub STZ. (g)Cukrzyca-wywołanynerkahipertrofia. n{{0}} w każdej grupie. Przerost nerek oceniano, dzieląc masę nerek (KW) przez masę ciała (BW). Względne wartości KW/BW dla kontroli z wstrzyknięciem STZ i c zwierząt Kot obliczono, przypisując 1{{10}0 procent do odpowiednią grupę z wtryskiem pojazdu. (h) Współczynnik filtracji kłębuszkowej (GFR) (klirens insuliny). n=5 i n=6 odpowiednio dla myszy kontrolnych traktowanych STZ i c Kot. Podano średnie ± SEM. Zastosowano dwuczynnikową analizę wariancji testem wielokrotnych porównań Sidaka. *P < 0,05,="" †p="">< 0,01,="" ‡p=""><>
Zaostrzona hiperglikemia u myszy cKOt koreluje ze zwiększoną ekspresją enzymów glukoneogennych w nerkach
Aby zidentyfikować szlaki molekularne związane z zaostrzeniem hiperglikemii u myszy cKOt leczonych STZ, przeprowadziliśmy analizę sekwencjonowania RNAnerkatranskryptomy, a następnie analiza wzbogacania całego szlaku transkryptomu i specyficzne analizy RNA kodującego białka zaangażowane w nerkową glukoneogenezę i nerkową reabsorpcję glukozy. Porównanie transkryptomów ujawniło, że 1833 transkrypty ulegały zróżnicowanej ekspresji między kontrolami traktowanymi nośnikiem i STZ (tabela uzupełniająca S2; FDR < 5="" procent),="" 1784="" transkrypty="" różniły="" się="" ekspresją="" między="" myszami="" ckot="" traktowanymi="" nośnikiem="" i="" stz="" (tabela="" uzupełniająca="" s3;="" fdr="">< 5="" procent),="" 3107="" transkryptów="" wyrażało="" się="" w="" różny="" sposób="" między="" grupą="" kontrolną="" leczoną="" podłożem="" a="" c="" myszami="" kot="" (tabela="" uzupełniająca="" s4;="">< 5%),="" and="" 2667="" transcripts="" differentially="" expressed="" between="" stz-treated="" control="" and="" c="" kot="" mice="" (supplementary="" table="" s5;="" fdr="" <="" 5%).="" gene="" ontology="" analysis="" of="" differentially="" expressed="" transcripts="" revealed="" enrichment="" of="" pathways="" related="" to="" lipid,="" amino="" acid,="" and="" carboxylic="" acid="" metabolism,="" and="" organic="" anion="" transport="" between="" control="" and="" cko="" mice="" in="" both="" vehicle="" and="" stz="" treatment="" groups="" (figure="" 4a="" and="" b,="" respectively,="" and="" supplementary="" tables="" s6="" and="" s7,="" respectively).="" a="" total="" of="" 284="" transcripts="" exhibited="" genotype-by="" treatment="" interaction="" effects="" (supplementary="" table="" s8;="" fdr="" <="" 5%),="" including="" glud1="" and="" g6pc="" transcripts="" encoding="" enzymes="" involved="" in="" renal="" gluconeogenesis="" (see="" below).="" gene="" ontology="" analysis="" of="" transcripts="" with="" significant="" interaction="" showed="" enrichment="" of="" only="" a="" limited="" number="" of="" pathways,="" mainly="" related="" to="" lipid="" metabolism="" and="" organic="" anion="" transport="" (figure="" 4c="" and="" supplementary="" table="" s9).="" among="" the="" genes="" encoding="" transporters="" involved="" in="" glucose="" reabsorption="" in="" the="" proximal="" tubule="" (sglt1,="" sglt2,="" glut1,="" and="" glut2),="" only="" glut1="" (slc2a1)="" displayed="" higher="" expression="" in="">nerkimyszy cKOt z cukrzycą w porównaniu z kontrolą cukrzycową (tabela uzupełniająca S5).
Rysunek 3|Charakterystyka poboru wody i moczu myszy kontrolnych traktowanych nośnikiem lub streptozotocyną (STZ) oraz c myszy Kot. (a) 24-godzinny pobór wody. n=8 dla myszy kontrolnych, którym podawano nośnik lub myszy cKOt, i n=9 dla myszy kontrolnych, którym podawano STZ lub myszy cKOt. (b) 24-godzinna objętość moczu. n=8 dla myszy kontrolnych, którym podawano nośnik lub myszy cKOt, i n=9 dla myszy kontrolnych, którym podawano STZ lub myszy cKOt. (c) Osmolalność moczu. n=8 dla myszy kontrolnych traktowanych nośnikiem, n=7 dla myszy c Kot traktowanych nośnikiem i n=9 dla myszy kontrolnych traktowanych STZ lub myszy cKOt. (d) Ułamkowe wydalanie (Fe) glukozy. n=8 dla myszy kontrolnych traktowanych nośnikiem lub cKOt i n=9 dla myszy kontrolnych traktowanych STZ lub cKOt. (e) Fe sodu. n=8 dla myszy kontrolnych, którym podawano nośnik, n=7 dla myszy c Kot, którym podawano nośnik, i n=9 dla myszy kontrolnych, którym podawano STZ lub myszy cKOt. (f) Fe fosforanu. n=8 dla myszy kontrolnych traktowanych nośnikiem, n=7 dla myszy cKOt traktowanych nośnikiem, n=8 dla myszy kontrolnych traktowanych STZ i n=9 dla traktowanych STZ myszy cKOt. (g) Fe magnezu. n=8 dla myszy kontrolnych traktowanych nośnikiem, n=7 dla myszy c Kot traktowanych nośnikiem i n=9 dla myszy kontrolnych traktowanych STZ lub myszy cKOt. (h) Fe wapnia. n=8 dla myszy kontrolnych traktowanych nośnikiem, n=7 dla myszy c Kot traktowanych nośnikiem i n=9 dla myszy kontrolnych traktowanych STZ lub myszy cKOt. Podano średnie SEM. Zastosowano dwuczynnikową analizę wariancji testem wielokrotnych porównań Sidaka. *P < {{50}}.05,="" †p="">< 0,01,="" ‡p="">< 0,001.="" bw,="" masa="">
2 główne prekursory glukoneogenne wnerkaaremleczanu i glutaminy.29 Jak pokazano na rycinie 4d i e oraz w tabeli uzupełniającej S5, poziomy ekspresji białek transkryptosenkodujących zaangażowanych w nerkową glukoneogenezę glutaminy (Snat3, Gls i Glud1) były zwiększone w nerkach myszy cKOt leczonych STZ w porównaniu z grupą kontrolną traktowaną STZ Odwrotnie, ekspresja mRNA kodującego ligazę amonowo-glutaminianową (Gull), która odwraca początkowy etap glutaminolizy wywołany przez GLS, została obniżona. Podobnie, poziomy ekspresji mRNA kodujących 2 enzymy we wspólnej części szlaku glukoneogennego (mianowicie karboksykinaza fosfoenolopirogronianowa [Pck1] i glukoza-6-fosfataza [G6pc]) były wyższe u myszy cKOt poddanych działaniu STZ. Wyższą ekspresję GLUD1 i PCK1 w nerkach cukrzycowych myszy cKOt potwierdzono na poziomie białka metodą Western blot kapilarnego (Figura 4f i Figura uzupełniająca S3). W wątrobie myszy z cukrzycą poziom ekspresji GLUD1 nie różnił się między myszami kontrolnymi a myszami c Kot, a ekspresja PCK1 była niższa u myszy c Kot (rysunek uzupełniający S4). Warto zauważyć, że poziomy ekspresji Glud1, Snat3, fruktozy-1,6-bifosforanu 2 (Fbp2) i Glut1 były wyższe, a poziomy ekspresji Glul, Fbp1 i Glut2 były niższe wnerkimyszy cKOt traktowanych nośnikiem w porównaniu z grupą kontrolną otrzymującą nośnik.
Rysunek 4|Ontologia genów (GO) Analiza wzbogacania „Procesu biologicznego”. (a) Analiza GO transkryptów różnie wyrażanych wnerkimyszy kontrolne leczone zaróbką i c myszy Kot. (b) Analiza GO transkryptów różnie eksprymowanych w nerkach myszy kontrolnych traktowanych streptozotocyną (STZ) ic myszy Kot. (c) Analiza GO transkryptów wykazujących efekt interakcji genotyp przez leczenie. Wykres punktowy dla 2 0 najistotniejszych terminów (wartość Q < 0.01).="" zbędne="" terminy="" zostały="" odfiltrowane.="" generacja="" reprezentuje="" ułamek="" znaczących="" genów="" oznaczonych="" wyświetlanym="" terminem.="" rozmiar="" kropki="" reprezentuje="" liczbę="" znaczących="" genów="" oznaczonych="" wyświetlonym="" terminem.="" n="6" na="" warunek.="" (d)="" wykresy="" zmiany="" krotności="" dla="" enzymów="" kodujących="" transkrypty="" i="" transkryptów="" zaangażowanych="" w="" glukoneogenezę="" nerek.="" wartości="" poziomu="" ekspresji="" wyekstrahowano="" z="" tabel="" uzupełniających="" s2,="" s3,="" s4="" i="" s5.="" *p="">< 0,05,="" †p="">< 0,01,="" ‡p="">< 0,001.="" (e)="" schematyczne="" przedstawienie="" komórek="" kanalika="" proksymalnego="" z="" głównymi="" białkami/enzymami="" zaangażowanymi="" w="" proces="" glukoneogenezy="" nerek.="" na="" czerwono:="" wartości="" p="" dla="" różnicowej="" ekspresji="" między="" kontrolą="" traktowaną="" stz="" a="" myszami="" c="" kot.="" na="" niebiesko:="" wartości="" p="" dla="" różnicy="" ekspresji="" między="" kontrolą="" leczoną="" podłożem="" a="" c="" myszami="" kot.="" czerwone="" i="" niebieskie="" strzałki="" wskazują="" zwiększoną="" ([)="" lub="" zmniejszoną="" (y)="" ekspresję="" u="" myszy="" inckot.="" (f)="" analiza="" ilościowa="" kapilarnego="" western="" blot="" dla="" dehydrogenazy="" glutaminianowej="" (glud1)="" i="" karboksykinazy="" fosfoenolopirogronianowej="" (pck1;="" rysunki="" uzupełniające="" odpowiednio="" s2="" i="" s3)="">nerkiz grupy kontrolnej traktowanej roztworem soli fizjologicznej buforowanej fosforanem lub STZ oraz c myszy Kot (warunek n=6). Zastosowano dwuczynnikową analizę wariancji testem wielokrotnych porównań Sidaka. *P < 0.05,="" †p="">< 0.01,="" ‡p="">< 0,001.="" au,="" jednostka="" arbitralna;fbp1/2,="" fruktoza-1,6-bifosfataza="" 1/2;="" g6pc,="" fosfataza="" -6-glukozowa;="" gls,="" glutaminaza;="" glul,="" syntetaza="" glutaminy;="" glut2,="" transporter="" glukozy2;="" nhe3,="" wymiennik="" sód-wodór="" 3;="" regulacja="" p,="" regulacja="" p;="" pc,="" karboksylaza="" pirogronianowa;="" snat3,="" transporter="" glutaminy;="" tca,="" xxx="">
Wiele mechanizmów bezpośrednio lub pośrednio wpływających na szlak glukoneogenny zmienia się w nerkach myszy diabeticcKOt
Szlak glukoneogenny wnerkamoże być pod wpływemzegar dobowybezpośrednio, poprzez transkrypcyjną, translacyjną lub potranslacyjną kontrolę białek zaangażowanych w glukoneogenezę nerkową, lub pośrednio, poprzez wpływ na inne mechanizmy nerkowe, które są nierozerwalnie związane z wytwarzaniem glukozy w kanaliku proksymalnym. Czynniki transkrypcyjne, koaktywatory i korepresory, które regulują transkrypcję enzymów glukoneogennych, zostały częściowo scharakteryzowane w wątrobie, nerkach i innych tkankach. Ryciny 5a i b podsumowują zmiany poziomu ekspresji transkryptów kodujących znane regulatory transkrypcyjne glukoneogenezy wnerkimyszy kontrolnych i myszy cKOt (patrz także tabele uzupełniające S4 i S5). Wśród analizowanych transkryptów, te kodujące receptor d aktywowany przez proliferatory peroksysomów (PPARd) oraz kryptochromy 1 i 2 wykazały znaczny wzrost, podczas gdy receptor jądrowy NR1D1 (znany również jako REV-Erba) był istotnie obniżony w nerkach myszy cKOt zarówno w pojazdach, jak i STZ- leczone zwierzęta w porównaniu z kontrolą z takim samym traktowaniem. Ekspresja aktywowanego przez peroksysomeproliferator receptora g koaktywatora 1-a (Pgc1a,Ppargc1a) była zwiększona u myszy cKOt traktowanych STZ w porównaniu z traktowanymi STZ kontrolami, a ekspresja receptora glukokortykoidowego (Gr, Nr3c1) była zmniejszona u myszy cKOt traktowanych podłożem w porównaniu z kontrolami, którym podawano nośnik. Ekspresja białka O box forkhead (Foxo1), czynnika jądrowego hepatocytów 4a (Hnf4a), białka wiążącego cykliczny element reagujący na monofosforan adenozyny (Creb1), Para, Sirt1, białka wiążącego CREB (Cbp, Crebbp), koaktywatora transkrypcji regulowanego przez CREB 2 (Crtc2), a leczenie lub genotyp nie miało wpływu na deacetylazę histonową 3 (Hdac3)
Rysunek 5|(a) Wykresy zmiany krotności dla transkryptów kodujących czynniki transkrypcyjne, koaktywatory i korepresory, które regulują transkrypcję enzymów glukoneogennych u myszy kontrolnych i cKOt, którym podawano nośnik i streptozotocynę (STZ). Wartości poziomu ekspresji zostały wyodrębnione z tabel uzupełniających S2, S3, S4 i S5. *P < 0.{{10}}5,="" †p="">< 0,01,="" ‡p="">< 0,001.="" (b)="" schematyczne="" przedstawienie="" danych="" przedstawionych="" na="" rysunku="" 5a.="" na="" czerwono:="" wartości="" p="" dla="" ekspresji="" różnicowej="" między="" myszami="" kontrolnymi="" traktowanymi="" stz="" i="" myszami="" ckot.="" na="" niebiesko:="" wartości="" p="" dla="" zróżnicowanej="" ekspresji="" między="" myszami="" kontrolnymi="" traktowanymi="" nośnikiem="" a="" myszami="" ckot.="" czerwone="" i="" niebieskie="" strzałki="" wskazują="" zwiększoną="" ([)="" lub="" zmniejszoną="" (y)="" ekspresję="" u="" myszy="" ckot.="" au,="" jednostka="" arbitralna;="" cbp,="" xxx;="" creb1,="" xxx;="" crtc2,="" xxx;="" płacz1,="" xxx;="" płacz2,="" xxx;="" foxo1,="" xxx;="" g6pc,="" xxx;="" gr,="" xxx;="" hdac3,="" xxx;="" hnf4a,="" xxx;="" nrld1,="" xxx;="" pck1,="" xxx;ppara,="" xxx;="" pparg,="" xxx;="" sirt1,="">
Ponieważ kwasica jest głównym pośrednim bodźcem dla glukoneogenezy nerek, mierzyliśmy pH krwi i moczu, gazometrię, wydalanie z moczem amoniaku (NH3/NH4þ) i kwasowość miareczkową. Jak pokazano na Figurze 6, pH krwi było wyższe u myszy cKOt traktowanych nośnikiem w porównaniu z grupą kontrolną otrzymującą nośnik, ale nie różniło się między myszami z cukrzycą obu genotypów. Wodorowęglan osocza był niższy w grupie kontrolnej z cukrzycą w porównaniu z kontrolą leczoną nośnikiem; jednakże stwierdzono różnice w wodorowęglanach w osoczu między myszami z grupy kontrolnej cukrzycy i myszami cKOt. Leczenie ani genotyp nie miały wpływu na nadmiar zasad w osoczu i pH moczu. Jednak myszy cKOt traktowane STZ wydalały zwiększone ilości amoniaku i miareczkowanej kwasowości w porównaniu z grupą kontrolną traktowaną STZ. Analiza transkryptów kodujących białka zaangażowane w operowanie kwasem nerkowym ujawniła zmniejszoną ekspresję wymieniacza wodorowego sodu NHE3 (Slc9a3; patrz Figura 4d i e) i anionowymienia AE1 (Slc4a1) oraz zwiększonej ekspresji anhydrazy węglanowej II (Car2) i podjednostki b1 Hþ-ATPazy (Atp6v1b1). Nie zaobserwowano jednak różnicy w poziomach ekspresji antyportera chlorkowo-protonowego Clcn5, podjednostki b2 Hþ-ATPazy (Atp6v1b2), transportera amoniaku Rhcg, kotransportera wodorowęglanu sodu NBCE1 (Slc4a4), zależnego od sodu wymieniacza chlorkowo-wodorowęglanowego NDCBE (Slc4a8) i anionowymienna pendryna (Pds, Slc26a4) z cukrzycą myszy cKOt w porównaniu z kontrolą cukrzycową (tabela uzupełniająca S5). Warto zauważyć, że poziomy ekspresji Nhe3 były niższe w nerkach myszy cKOt traktowanych nośnikiem w porównaniu z kontrolami traktowanymi nośnikiem (Figura 4d i tabela uzupełniająca S4).
DYSKUSJA
Powszechnie wiadomo, że dysfunkcjazegar dobowymechanizm lub rozbieżność między zegarem biologicznym a czynnikami społecznymi i środowiskowymi spowodowanymi (np. pracą zmianową) uzależnieniem od komputera/internetu, częstym jetlagiem lub zaburzeniami snu, są głównymi czynnikami ryzyka patogenezy i/lub progresji różnych chorób przewlekłych. Jednak udział wewnętrznych zegarów okołodobowych w tkankach w porównaniu z ogólnoustrojowymi wskazówkami okołodobowymi w określone procesy patofizjologiczne nie był szeroko badany. Postawiliśmy hipotezę, że zaburzenia we własnym rytmie okołodobowym nerek mogą przyczyniać się do rozwoju DN i/lub hiperglikemii cukrzycowej. Aby przetestować te hipotezy, użyliśmy 2 mysich modeli (tj. myszy cKOp i cKOt) opracowanych na tle genetycznym C57BL/6, o którym wiadomo, że jest stosunkowo odporny na DN. W obu modelach niedobór BMAL1 w stanach cukrzycowych nie skutkował dodatkową albuminurią ani różnicą w GFR, 2 głównych cechach charakterystycznych choroby. Sugeruje to albo, że myszy transgeniczne na tle C57BL/6 mogą nie być odpowiednim modelem do badania hipotezy „drugiego uderzenia” w DN lub że na patogenezę i/lub progresję DN mają większy wpływ układowe zaburzenia okołodobowe niż wewnętrzne nerkowe zegary okołodobowe. Testowanie hipotezy o interakcji między hiperglikemią cukrzycową a wewnętrzną nerkązegary doboweujawnili wzmocniony szlak glukoneogenny w kanalikach nerkowych i zaostrzoną hiperglikemię u cukrzycowych myszy cKOt. Analizy ekspresji mRNA i białka wykazały, że zarówno glukoneogeneza glutaminowa, jak i wspólna część szlaku glukoneogennego są wzmocnionymi cukrzycowymi myszami cKOt w porównaniu z kontrolą cukrzycową. Obserwacja ta sugeruje, że oba główne substraty glukoneogenne wnerka(tj. glutamina i mleczan) mogą przyczynić się do pogorszenia hiperglikemii u myszy cKOt.
Rysunek 6|pH osocza, wodorowęglan osocza, nadmiar zasad osocza, pH moczu, 24-godzinna kwasowość miareczkowa moczu (TA) i wydalanie amonu u myszy kontrolnych leczonych nośnikiem lub streptozotocyną (STZ) i myszy cKOt. n ¼ 6–9. Zastosowano dwuczynnikową analizę wariancji z testem wielokrotnych porównań Sidaka. *P < 0.05,="" †p="">< 0.01,="" ‡p=""><>
NerkaW ostatnich latach wzrosło zainteresowanie glukoneogenezą ze względu na potencjalnie ważną rolę glukozy wytwarzanej w kanalikach nerkowych zarówno w ogólnoustrojowej równowadze metabolicznej, jak i chorobie nerek (omówione wcześniej2,30). Nerki odpowiadają za 40% całkowitej produkcji glukozy de novo u ludzi na czczo przez noc.29 IncukrzycaZarówno wątroba, jak i nerki zwiększają syntezę glukozy, ale względny wzrost glukoneogenezy nerkowej jest znacznie silniejszy niż w wątrobie. Badania w wątrobie wykazały, żezegar dobowymoże wpływać na glukoneogenezę wątrobową poprzez wielokrotnezegar dobowy-kontrolowane mechanizmy komórkowe. Zhang i in. wykazali, że represory okołodobowe kryptochromy 1 i 2 hamują ekspresję enzymów glukoneogennych poprzez blokowanie zależnej od cyklicznego adenozynomonofosforanu aktywacji CREB1.31Li et al. wykazali, że NR1D1, który tworzy krytycznie ujemną kończynę w rdzeniu zegara dobowego, hamuje transkrypcję Pck1 i G6pc.32 Jak oczekiwano dla genów zegara dobowego u myszy z nokautem Bmal1,33 nasze wyniki wykazały silną regulację w górę transkryptów Cry1/Cry2 i silną regulację w dół Transkrypcja Nr1d1 wnerkicukrzycowych myszy cKOtmy w porównaniu z kontrolą cukrzycową. Te sprzeczne wyniki mogą sugerować tkankową specyficzność regulacji glukoneogenezy przez elementy zegara rdzeniowego. Co ciekawe,nerkimyszy cKOt z cukrzycą wykazywało silną indukcję Ppard, która, jak wykazano, dramatycznie stymuluje ekspresję Pck1 w mięśniach.34 Wreszcie, ekspresja mRNA kodującego PGC1a, kluczowy koaktywator FoxO1, czynnik transkrypcyjny kontrolujący ekspresję enzymów glukoneogennych zarówno w nerkach, jak i wątrobie, wzrosła w nerkach cKOtmyszy z cukrzycą. Podsumowując, analiza transkryptomów nerkowych wykazała, że cukrzycowe myszy cKOt wykazują istotne zmiany w kilku szlakach komórkowych zaangażowanych w kontrolę glukoneogenezy wnerkai/lub inne tkanki.
Ocena potencjalnych mechanizmów, za pomocą którychdobowyzegarmoże wpływać na szlak glukoneogenny u cukrzykównerkaujawnili kilka cech wyrównanego stanu kwasowo-zasadowego krwi, w tym zwiększone wydalanie amonu z moczem i kwasowość miareczkową. Te obserwacje łączyły dane z transkryptomiki, które wykazały zmniejszenie poziomu ekspresji transkryptu kodującego NHE3, transportera, który odgrywa kluczową rolę w obsłudze zasadowej kanalików proksymalnych, wraz z potencjalnie kompensacyjnym wzrostem ekspresji genu kodującego podjednostkę Atp6v1b1 HþATPazy zaangażowanej w sekrecję Hþ w dystalny nefron. Bezpośrednia kontrola ekspresji Nhe3 przez zegar okołodobowy została wykazana zarówno na poziomie transkrypcji16, jak i ekspresji białka.35 Zatem zakwaszenie wewnątrzkomórkowe spowodowane obniżoną ekspresją NHE3 można uznać za możliwą przyczynę zwiększonej glukoneogenezy w komórkach kanalików proksymalnych myszy cKOt. Wyniki te są równoległe do odkryć Onishi i wsp.,36 którzy wykazali, że specyficzny dla kanalików nokaut NHE3 powoduje zwiększoną ekspresję enzymów glukoneogennych w nerkach. Wzmocnienie ograniczającej szybkość wspólnej części szlaku glukoneogennego (Pck1 i G6pc) u cukrzycowych myszy cKOt może dalej nasilać wewnątrzkomórkowe zakwaszenie poprzez zwiększenie glukoneogenezy glutaminy, procesu metabolicznego, w którym powstają jony wodorowe. Co ciekawe, ekspresja Nhe3, Glul, Glud1 i Snat3, a także kilku transkrypcyjnych czynników transkrypcyjnych, koaktywatorów lub korepresorów, które regulują transkrypcję enzymów glukoneogennych (Gr, Ppard,Nr1d1, Cry1 i Cry2) została zmodyfikowana w podobny sposób w STZ- i myszy cKOt traktowane nośnikiem. Sugeruje to, że glukoneogeneza nerek jest również wzmocniona u myszy cKOt, którym podawano podłoże. W warunkach bez cukrzycy brak hiperglikemii u myszy cKOt można prawdopodobnie wyjaśnić zwiększonym metabolizmem tej nadmiernie syntetyzowanej glukozy we wszystkich tkankach metabolizujących glukozę, w tymnerka.
Jakie znaczenie mają te wyniki dla patogenezy?cukrzycaw ludziach? Powszechnie wiadomo, że rytm żywienia odgrywa ważną rolę w pobudzaniu obwodowego zegara dobowego.37 Składniki pokarmowe (np. dieta bogata w sól38, dieta niskowęglowodanowa, wysokobiałkowa39, dieta ketogeniczna40) oraz czynniki parakrynne/autokrynne zależne od spożycia pokarmu (np. , kortykosteroidy41) mają silny wpływ na rytmy okołodobowe wnerka. Kilka głównych grup ludności jest okresowo lub stale narażonych na przesunięte lub zaburzone przyjmowanie pokarmu. Na przykład od 20 do 25 procent pracowników w Ameryce Północnej i Europie wykonuje pracę zmianową, co wiąże się ze zmienionym wzorcem żywienia.42 Drugą szybko rosnącą grupą dotkniętych zaburzeniami żywieniowymi są poważni uzależnieni od Internetu, co według obecnych szacunków stanowi 6 Wykazano, że zaburzenia snu,44 przewlekła choroba nerek,45 oraz niektóre leki (np. cisplatyna46) również znacząco zaburzają rytm dobowy nerek. Można zatem spekulować, że u znacznej części pacjentów z cukrzycą hiperglikemia może ulec dalszemu pogorszeniu z powodu rozregulowania zegarów dobowych w tkankach obwodowych, w tym wewnątrzkremkowych.zegary dobowe. Idąc tym tropem, wiele badań wykazało silny związek między pracą zmianową a ryzykiem zachorowania na cukrzycę (omówione wcześniej47). Łącznie nasze wyniki wskazują na nowe powiązanie molekularne między układem okołodobowym a patofizjologiącukrzyca.
Cistanche może zapobiegać chorobom nerek
UJAWNIENIE
Wszyscy autorzy zadeklarowali brak sprzecznych interesów.
PODZIĘKOWANIE
Ta praca była wspierana przez grant Swiss National Science Foundationresearch 310030-188499 (dla DF) Część tej pracy została zgłoszona jako abstrakt na doroczne spotkanie Amerykańskiego Towarzystwa Nefrologicznego w 2021 roku.
AUTORSKIE WKŁADY
HAIRY, FG i DF zaprojektowali badanie; CA, GC, DO, YB i AG przeprowadzone eksperymenty; CA, GC, DO, SP, LM i HAIY przeanalizowali dane; CA i HAIY wykonali liczby; DF i HAIY napisali manuskrypt. Wszyscy autorzy zatwierdzili ostateczną wersję rękopisu.
MATERIAŁ UZUPEŁNIAJĄCY
Plik uzupełniający (PDF)
Rysunek S1. Barwienie błękitem Coomassie białek w moczu z myszy kontrolnych i cKOt, którym podawano podłoże lub streptozotocynę (STZ).
Rysunek S2. (A) Barwienie trichromem metodą Massonanerkaskrawki z myszy kontrolnych traktowanych nośnikiem lub streptozotocyną (STZ) i myszy cKOt. (B) Barwienie kwasem nadjodowym-Schiffa (PAS) skrawków nerki z myszy kontrolnych traktowanych nośnikiem lub streptozotocyną (STZ) i myszy cKOt.
Rysunek S3. Analiza kapilarna Western blot ekspresji dehydrogenazy glutaminianowej 1 (GLUD1; A) i karboksykinazy fosfoenolopirogronianowej (PCK1; B) wnerkitraktowanych nośnikiem lub streptozotocyną (STZ) myszy kontrolnych i cKOt.
Rysunek S4. Analiza metodą Western blot kapilarnej ekspresji dehydrogenazy glutaminianowej 1 (GLUD1; A) i karboksykinazy fosfoenolopirogronianowej (PCK1; B) w wątrobie myszy kontrolnych traktowanych nośnikiem lub streptozotocyną (STZ) i myszy cKOt.
Tabela S1. Chemia osocza u myszy kontrolnych, którym wstrzyknięto nośnik lub streptozotocynę (STZ) i myszy cKOt. Pliki uzupełniające (Excel)
Tabela S2. Transkryptom: kontrolna streptozotocyna (STZ) versus kontrolna sól fizjologiczna buforowana fosforanem (PBS).
Tabela S3. Transkryptom: nokaut (KO) streptozotocyna (STZ) w porównaniu z roztworem soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS).
Tabela S4. Transkryptom: nokaut (KO) sól fizjologiczna buforowana fosforanem (PBS) w porównaniu z kontrolnym PBS.
Tabela S5. Transkryptom: nokaut (KO) streptozotocyna (STZ) versus kontrola STZ.
Tabela S6. Wzbogacenie ontologii genów (GO) dla nokautu (KO) soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS) w porównaniu z kontrolnym PBS.
Tabela S7. Wzbogacenie ontologii genów (GO) dla nokautu (KO)streptozotocyny (STZ) w porównaniu z kontrolą STZ.
Tabela S8. Transkryptom: interakcja genotyp-leczenie.
Tabela S9. Wzbogacenie ontologii genów (GO) dla interakcji.
Tabela S10. Statystyka.
BIBLIOGRAFIA
1. Vallon V. Transportery glukozy wnerkaw zdrowiu i chorobie.Pflugers Arch. 2020;472:1345–1370.
2. Gerich JE. Rola nerek w prawidłowej homeostazie glukozy i hiperglikemiicukrzycamellitus: implikacje terapeutyczne. DiabetMed. 2010;27:136–142.
3. Mithieux G, Gautier-Stein A, Rajas F, et al. Udział jelit i nerek w przepływach glukozy w różnym stanie odżywienia u szczurów. CompBiochem Physiol B Biochem Mol Biol. 2006;143:195–200.
4. Gheith O, Farouk N, Nampoory N, et al. Cukrzycowa choroba nerek: światowa różnica w częstości występowania i czynniki ryzyka. J Etnofarmakol. 2016;5:49–56.
5. Firsov D, Bonny O. Rytmy dobowe i nerki. Nat Rev Nephrol.2018;14:626–635.
6. Ansermet C, Centeno G, Nikolaeva S i in. Wewnętrznazegar dobowyinpodocyty kontrolują szybkość filtracji kłębuszkowej. Sci Rep. 2019;9:16089.
7. Stow LR, Richards J, Cheng KY, et al. Dobowy okres białka 1 przyczynia się do kontroli ciśnienia krwi i skoordynowanej regulacji genów transportu sodu w nerkach. Nadciśnienie. 2012;59:1151–1156.
8. Zuber AM, Centeno G, Pradervand S, et al. Zegar molekularny bierze udział w predykcyjnej okołodobowej regulacji czynności nerek. Proc Natl Acad Sci U SA. 2009;106:16523-16528.
9. Nikolaeva S, Ansermet C, Centeno G i in. Specyficzna dla nefronów delecja genu Bmal1 zegara okołodobowego zmienia metabolizm osocza i nerek oraz upośledza dystrybucję leków. J Am Soc Nephrol.2016;27:2997–3004.
10. Tokonami N, Mordasini D, Pradervand S, et al. Miejscowa nerkazegary dobowekontrolować homeostazę płynów i elektrolitów oraz ciśnienie krwi. J Am Soc Nefrol. 2014;25:1430-1439.
11. Motohashi H, Tahara Y, Whittaker DS i in. Zegar dobowy jest zaburzony u myszy z nefropatią kanalikowo-śródmiąższową indukowaną adeniną.Nerkawewn. 2020; 97:728–740.
12. Charles LE, Gu JK, Fekedulegn D, i in. Związek między pracą zmianową a współczynnikiem filtracji kłębuszkowej u funkcjonariuszy policji. J Occup Environ Med.2013;55:1323–1328.
13. Boogaard PJ, Cabo ME. Zwiększone wydalanie albumin u pracowników przemysłowych z powodu zmiany pracy, a nie przedłużonej ekspozycji na niskie stężenia węglowodorów chlorowanych. Zajmij Environ Med.1994;51:638-641.
14. Kim SJ, Kim JW, Cho YS i in. Wpływ zakłóceń dobowych związanych ze sztucznym światłem w nocy na wzorce oddawania moczu u pracowników zmianowych. IntNeurourol J. 2019;23:258–264.
15. Uhm JY, Kim HR, Kang GH, et al. Związek między pracą zmianową a przewlekłą chorobą nerek u pracowników fizycznych na podstawie danych z Koreańskiego Narodowego Badania Zdrowia i Żywienia (KNHANES2011-2014). Ann Occup Environ Med. 2018;30:69.
16. Solocinski K, Richards J, All S, et al. Transkrypcyjna regulacja NHE3 i SGLT1 przezzegar dobowybiałko Per1 w komórkach kanalika proksymalnego. Am J Physiol Renal Physiol. 2015;309:F933–F942.
17. Wolf G. Regulacja cyklu komórkowego w nefropatii cukrzycowej. Kidney Int Suppl.2000;77:S59–S66.
18. Papadimitriou A, Silva KC, Peixoto EB i in. Teobromina zwiększa aktywność NAD(þ)/Sirt-1 i chroni nerki w warunkach cukrzycy. Am J Physiol Renal Physiol. 2015;308:F209–F225.
19. Perlis M, Ramsey KM, Bass J. Zegar molekularny jest metabolicreostatem. Cukrzyca Otyłość Metab. 2015;17(suplement 1):99–105.
20. Ramanathan C, Kathale ND, Liu D, et al. Sygnalizacja mTOR reguluje centralne i peryferyjnezegar dobowyfunkcjonować. PLoS Genet. 2018;14:e1007369.
21. Sakaguchi M, Isono M, Isshiki K, et al. Hamowanie sygnalizacji mTOR za pomocą rapamycyny osłabia przerost nerek u myszy z cukrzycą we wczesnej fazie. Biochem Biophys Res Commun. 2006;340:296-301.
22. Godel M, Hartleben B, Herbach N i in. Rola mTOR w funkcji podocytów i nefropatii cukrzycowej u ludzi i myszy. J Clin Invest.2011;121:2197-2209.
23. Lenoir O, Jasiek M, Henrique C i in. Komórka śródbłonka i autofagia podocytów synergistycznie chronią przedcukrzyca-indukowane stwardnienie kłębuszków nerkowych. Autofagia. 2015;11:1130-1145.
24. Lu Q, Zhou Y, Hao M i in. mTOR promuje apoptozę komórek mezangialnych wywołaną stresem oksydacyjnym w nefropatii cukrzycowej. Endokrynol komórek Mol.2018;473:31–43.
25. Chan JC. Szybkie oznaczanie kwasu miareczkowego i amonu w moczu oraz ocena zamrażania jako metody konserwacji. ClinBiochem. 1972; 5:94–98.
26. Eisner C, Faulhaber-Walter R, Wang Y, et al. Główny udział wydzielania kanalikowego w klirensie kreatyniny u myszy. Nerka wewn. 2010; 77:519-526.
27. Ritchie ME, Phipson B, Wu D, et al. Analiza ekspresji różnicowej mocy limma do sekwencjonowania RNA i badań mikromacierzowych. Kwasy nukleinowe Res.2015;43:e47.
28. Yu G, Wang LG, Han Y i in. profil klastra: pakiet R do porównywania tematów biologicznych wśród klastrów genów. Omika. 2012;16:284–287.
29. Gerich JE, Meyer C, Woerle HJ i in. Glukoneogeneza nerkowa: jej znaczenie w homeostazie glukozy u ludzi.CukrzycaOpieka. 2001;24:382–391.
30. Legouis D, Faivre A, Cippà PE i in. Glukoneogeneza nerkowa: niedoceniana rolanerkaw ogólnoustrojowym metabolizmie glukozy [publikacja przed drukiem]. Przeszczep tarczy nefrolowej. Opublikowano online 28 listopada 2020 r. https://doi.org/10.1093/ndt/gfaa302.
31. Zhang EE, Liu Y, Dentin R, et al. Kryptochrom pośredniczy w okołodobowej regulacji sygnalizacji cAMP i glukoneogenezie w wątrobie. Nat Med.2010;16:1152–1156.
32. Li X, Xu M, Wang F, et al. Interakcja ApoA-IV z NR4A1 i NR1D1 hamuje transkrypcję G6Pazy i PEPCK: regulacja w dół glukoneogenezy wątrobowej za pośrednictwem receptora jądrowego u myszy i linii komórek ludzkich hepatocytów. PLoS Jeden. 2015;10:e0142098.
33. Weger BD, Gobet C, David FPA i in. Systematyczna analiza różnicowej rytmicznej ekspresji genów wątroby za pośrednictwem zegara dobowego i rytmów żywienia. Proc Natl Acad Sci US A.2021;118:e2015803118.
34. Fan W, Waizenegger W, Lin CS, et al. PPARd zwiększa wytrzymałość biegową poprzez zachowanie glukozy. Metab. 2017;25:1186–1193.e1184.
35. Saifur Rohman M, Emoto N, Nonaka H, et al.Zegar dobowygeny bezpośrednio regulują ekspresję wymiennika Na(þ)/H(þ) NHE3 w nerkach. Nerka wewn. 2005;67:1410-1419.
36. Onishi A, Fu Y, Darshi M i in. Wpływ specyficznego dla kanalików nerkowych knockdown wymiennika Na(þ)/H(þ) NHE3 u myszy z cukrzycą Akita. Am J PhysiolFizjol nerek. 2019;317:F419–F434.
37. Schibler U, Ripperger J, Brown SA. Peryferyjne oscylatory okołodobowe u ssaków: czas i pożywienie. J Biol Rytmy. 2003;18:250–260.
38. Speed JS, Hyndman KA, Roth K i in. Wysoka zawartość sodu w diecie powoduje dyssynchronizację nerkowego zegara molekularnego u szczurów. Am J Physiol RenalPhysiol. 2018;314:F89–F98.
39. Oishi K, Uchida D, Itoh N. Dieta niskowęglowodanowa, wysokobiałkowa wpływa na rytmiczną ekspresję glukoneogennych genów regulacyjnych i zegara okołodobowego w tkankach obwodowych myszy. Chronobiol Int.2012;29:799–809.
40. Oishi K, Uchida D, Ohkura N i in. Dieta ketogeniczna zaburzazegar dobowyi zwiększa ryzyko hipofibrynolizy poprzez indukowanie ekspresji inhibitora aktywatora plazminogenu -1. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2009;29:1571-1577.
41. Sugino M, Furukawa K, Koinuma S, et al. Zróżnicowane porywanie zegarów obwodowych szczura przez glikokortykoidy i karmienie. Endokrynologia.2012;153:2277–2286.
42. Souza RV, Sarmento RA, de Almeida JC, et al. Wpływ pracy zmianowej na nawyki żywieniowe: przegląd systematyczny. Scand J Work Environ Health. 2019;45:7–21.
43. Kim Y, Park JY, Kim SB i in. Wpływ uzależnienia od Internetu na styl życia i zachowania żywieniowe koreańskiej młodzieży. Nutr Res Pract.2010;4:51–57.
44. Canales MT, Holzworth M, Bozorgmehri S i in. Ekspresja genów zegara jest zmieniona u weteranów z bezdechem sennym. Physiol Genomics. 2019;51:77–82.
45. Egstrand S, Olgaard K, Lewin E. Dobowe rytmy metabolizmu minerałóww przewlekłej chorobie nerek - mineralnej zaburzeniu kości. Curr Opin NephrolHypertens. 2020;29:367–377.
46. Cao BB, Li D, Xing X i in. Wpływ cisplatyny na ekspresję genów zegara w wątrobie, sercu inerka. Biochem Biophys Res Commun.2018;501:593–597.
47. Schilperoort M, Rensen PCN, Kooijman S. Czas na nowe strategie łagodzenia ryzyka kardiometabolicznego u pracowników zmianowych. Trendy Endocrinol Metab.2020;31:952-964.
