joanna.jia@wecistanche.com/ WhatsApp: 008618081934791

Odruch wątrobowo-nerkowy regulujący czynność nerek

FLORIAN LANG i inni

U znieczulonych samców szczurów infuzja glutaminy (2 μmol/min) do żyły krezkowej górnej z szybkością, o której wiadomo, że wywołuje obrzęk komórek wątroby, prowadzi do znacznego zmniejszenianerkowywspółczynnik filtracji kłębuszkowej,nerkowyklirens para-aminohipuranu i szybkość przepływu moczu. Glutamina podawana w identycznych dawkach do żyły szyjnej nie wywołuje żadnego z tych efektów. Działanie glutaminy naśladuje seryna, ale nie glutaminian. Przecięcie kręgosłupa,nerkowyodnerwienie lub odcięcie nerwów błędnych wątroby znosi efekt wlewu glutaminy do żyły krezkowej. Krezkowa aplikacja glukagonu (1 ng/min) lub zarówno glutaminy, jak i glukagonu zwiększa szybkość filtracji kłębuszkowej i przepływ moczu. Infuzja 1 ng/min glukagonu przez żyłę szyjną nie zmienia znacząco szybkości filtracji kłębuszkowej ani szybkości przepływu moczu. Dane ujawniają silny mechanizm regulujący wątrobowyfunkcja nerkiw którym pośredniczy unerwienie wątrobowo-nerkowe. (HEPATOLOGIA 1991;14:690-594)

Po skoncentrowanym wychwytywaniu komórkowym niektórych aminokwasów, w tym glutaminy, następuje obrzęk hepatocytów (1-3), prowadzący do głębokich zmian metabolizmu wątrobowego (4). Badanie to przeprowadzono w celu wyjaśnienia wpływu glutaminy z żyły wrotnej nafunkcja nerki. Obserwacje kliniczne (5,6 ) i eksperymentalne (7, 8) sugerują istnienie mechanizmów regulujących działanie wątrobyfunkcja nerki, i nie wydaje się nieprawdopodobne, że mechanizmy te są wyzwalane przez wzrost objętości komórek wątroby.
W związku z tym przetestowaliśmy wpływ wlewów glutaminy na krążenie wrotne. Infuzje glutaminy do żyły jelitowej znacznie zmniejszają szybkość filtracji kłębuszkowej (GFR) i wydalanie moczu. W przeciwieństwie do tego, glutamina podawana w tym samym tempie do żyły szyjnej nie zmienia się znaczącofunkcja nerki.

Cistanchedla poprawyfunkcja nerki

MATERIAŁY I METODY

Eksperymenty z wyprzedażami. Samce szczurów rasy Munich Wistar (140 do 250 g; Ivanova's, Kipling, FRG) znieczulono po całonocnym poście z Inaction (120 mg/kg masy ciała; Byk Gulden Konstanz, FRG). Temperaturę ciała utrzymywano na poziomie 37°C. W każdej grupie zwierząt cewniki umieszczano zarówno w żyle szyjnej (lub udowej), jak i żyle krezkowej górnej spływającej do żyły wrotnej. Podwiązano tętnicę krezkową górną. Założono dodatkowy cewnik w tętnicy udowej.nerkowyodnerwienie; patrz poniżej), 1{{10}}0 mmol/l mannitolu dodano do wlewu do żyły szyjnej. Po 30 minutach 50 mmol/L NaCl zastąpiono 100 mmol/L glutaminą w infuzji jelitowej lub szyjnej. W związku z tym identyczne szybkości wlewu glutaminy (2 FmoVmin) osiągnięto w żyłach szyjnych i krezkowych. Po kolejnych 20 minutach glutaminę ponownie zastąpiono NaCl. Biorąc pod uwagę przepływ krwi w żyle wrotnej wynoszący 3 ml/min 100 g ciała wt (91, szybkość wlewu odpowiadała wzrostowi stężenia glutaminy w żyle wrotnej o około 0,4 mmo/l. Dla porównania, stężenie glutaminy w endogennej żyle wrotnej waha się u szczurów na czczo od 0,3 do 0,6 mmol/l, w zależności od statusu kwasowo-zasadowego zwierzęcia (9).

cistancheMócleczyć chorobę nerekpoprawićczynność nerek

W dodatkowych seriach glutaminian lub serynę podawano zamiast glutaminy przez żyłę krezkową górną lub glutaminian przez żyłę szyjną. Ponadto, glukagon (1 ng/min) podawano z lub bez glutaminy przez żyłę krezkową górną lub glukagon bez glutaminy podawano przez żyłę szyjną. Ilość podanego w ten sposób glukagonu naśladowała glukagon uwalniany po spożyciu białka (10, 11)

Przeprowadzono dodatkowe eksperymenty, aby sprawdzić zaangażowanie układu nerwowego. W tym celu badano wpływ wlewu glutaminy do krezki po przecięciu kręgosłupa w odcinku szyjno-piersiowym, po przecięciu gałęzi wątrobowych nerwu błędnego oraz po odnerwieniu lewegonerka. To ostatnie osiągnięto przez zmobilizowanie lewej nerki oraz usunięcie i pokrycie tętnicy roztworem 10 procent fenolu w 90 procentach alkoholu (12).
W eksperymentach wykonywanych po jednostronnymnerkowyodnerwienie, mocz z odnerwionychnerkapobrano z moczowodu cewnikiem PE 50, a mocz nienaruszonegonerkapobierano cewnikiem umieszczonym w pęcherzu. We wszystkich innych eksperymentach mocz z obunerkas pobrano z pęcherza.

Po czterech kontrolnych okresach klirensu nastąpiły cztery eksperymentalne okresy klirensu i cztery okresy klirensu regeneracyjnego (5 min każdy). W obliczeniach uwzględniono martwą przestrzeń moczu. Inulina (0,4 mg/min) i, ​​tam gdzie wskazano, para-aminohipuran (PAH; 0,2 mg/min), podawano w trakcie eksperymentów, zaczynając co najmniej 90 minut przed okresami klirensu . Klirens inuliny przyjęto jako miaręnerkowyKlirens GFR i PAH przyjęto jako wskaźniknerkowyprzepływ plazmy. W tym celu fotometrycznie oznaczono stężenia inuliny (13) i (14) w moczu i osoczu. Próbki krwi pobrano na początku okresu kontrolnego i pod koniec okresu rekonwalescencji. Średnia różnica stężeń inuliny między dwiema próbkami wynosiła 9 procent plus -3 procent; różnica w stężeniach WWA wyniosła 3 proc. k 2 proc. Wartości bezwzględne GFR i PAH określono przez interpolację stężeń w osoczu. Nie dokonano korekty dla przejściowych zmian stężeń w osoczu w odpowiedzi na zmieniony klirens GFR lub PAH. Dlatego odpowiednie zmiany są nieco zaniżone.

W jednej serii glutaminę podawano do żyły szyjnej lub krezkowej przez 3,5 godziny. Tam, gdzie wskazano, ciśnienie tętnicze krwi w tętnicy udowej monitorowano w sposób ciągły za pomocą elektronicznego przetwornika ciśnienia (Hellige, Gottingen, FRG).

Cistanchedla poprawyfunkcja nerki

PerfuzjaodosobnionegoWątroba,Wątroby samców szczurów Wistar (140I do 220gmciała) poddano perfuzji jak opisano wcześniej(15,16) w otwartym (nierecyrkulacyjnym) układzie w 37"C roztworem składającym się z (w mmol/L): NaCl, 116; KC1, 5,9; Roztwory zrównoważono 96% 0 i 4% CO, Szybkość przepływu perfuzji wynosiła około 4 ml/min/g wątroby i była utrzymywana na stałym poziomie podczas poszczególnych eksperymentów perfuzji. ​​Aktywność potasu w wypływie żylnym z wątroby była stale monitorowany za pomocą elektrod selektywnych K plus (Radiometer Copenhagen, Kopenhaga, Dania). Masę wątroby oznaczano w sposób ciągły podczas eksperymentów na specjalnie zaprojektowanej szalce (16). Po okresie kontrolnym 40 min glutamina (2 mmol/L) lub Do perfuzatu dodano glukagon (100 pmol/l) Przestrzeń wody komórkowej (Vc) określono na podstawie dystrybucji mocznika P'Cl: wątroby zrównoważono za pomocą mocznika C'Cl i perfuzatu zawierającego [sHlinulinę. Następnie wątroby perfundowano perfuzatem bez znaczników i znaczniki wypłukano. Pozorne Vc obliczono z:

VC= M^l4C/[^l4C]- M^ЗW[^ЗH]

gdzie M"C i M3H to ilości odpowiednich znaczników wypłukanych, a [14C1 i T3H1 to odpowiednie stężenia znaczników w perfuzacie wycieku podczas perfuzji w stanie stacjonarnym. Podczas wymywania próbki pobierano co 30 do 60 sekund, a wymywanie uznawano za zakończone, gdy stężenia znacznika spadły do ​​mniej niż 0,1% radioaktywności stwierdzonej na początku wymywania.
Statystyka.Odnośne dane są wyrażone jako średnia arytmetyczna plus - SEMS Analizę statystyczną przeprowadzono za pomocą testu t-Studenta tam, gdzie było to właściwe. Wartość p<0.05 was="" considered="">

WYNIKI

Jak pokazano na Rycinie 1 i Tabeli 1, infuzja glutaminy (2 μmol min) do żyły krezkowej górnej doprowadziła w ciągu 20 min do spadkunerkowyGFR i natężenie przepływu moczu 0. Zmianom tym towarzyszy proporcjonalny spadek WWA o 67 procent plus - 14 procent. Stosunek klirensu PAH/GFR pozostał praktycznie stały. Odpowiednie wartości wynosiły 3,68 plus - 0,42 przed i 3,50 plus - 0,62 (n=4) podczas wlewu glutaminy do krezki. Efekty wlewu glutaminy do krezki były częściowo odwracalne (ryc. 1), ale utrzymywały się przez 3 godziny (tabela 1). Podczas infuzji glutaminy do żyły krezkowej górnej systemowe ciśnienie krwi wzrosło o 3 i 1 mm Hg (n=4).

W przeciwieństwie do krezki wlewu glutaminy, wlew identycznych ilości (2 μmol/min) glutaminy do żyły szyjnej nie wpływał znacząco na żaden zfunkcja nerkibadanych parametrów (rys. 1, tab. 1).
Wlew seryny (2 μmol/min) do krezki zmniejszył GFR i V, podobnie jak wlew glutaminy do krezki (ryc. 2, tabela 1) V. Wlew glutaminianu (2 μmol/min) do żyły szyjnej nie zmienił znacząco ani GFR ani V. Gdy glutamina (2 μmo/min) została podana razem z glukagonem (1 ng/min) do żyły krezkowej górnej, GFR i V przejściowo wzrosły. Glukagon (1 ng/min) podawany sam do żyły krezkowej górnej prowadził do bardziej trwałego wzrostu GFR i V. Glukagon (1 ng/min) podawany do żyły szyjnej nie zmieniał się znacząconerkowyfunkcjonować(rys. 3).

Po przecięciu kręgosłupa wlew glutaminy do żyły jelitowej (2 μmo/min) nie zmienił znacząco GFR lub V. Przekrój gałęzi wątrobowych nerwu błędnego całkowicie zniósł efekt wlewu glutaminy do krezki. Jak pokazano na rysunku 4, odnerwienie lewej stronynerkazniósł wpływ glutaminy (2 μmo/min) na GFR i V w tymnerka, podczas gdy efekt został zachowany w nienaruszonym stanienerkatego samego zwierzęcia.

Dodanie 1mmoVL glutaminy do perfuzatu żyły wrotnej izolowanej, poddanej perfuzji wątroby zwiększyło masę wątroby o 2,2 procent plus -0,3 procent (n=5) i przestrzeń wodną w komórkach wątroby o 5,7 procent plus {{8} }.0 procent (n {{10}) i doprowadziło do uwolnienia komórkowego K' o 0.8 plus - 0.3 pmol/gm wątroby (n=3). Glukagon (100 μmo/l) zmniejszył masę wątroby o 2,9 procent plus - 0,9 procent (n= 5) i przestrzeń wodną o 6,5 procent plus - 20,5 procent (n {26 }}), z jednoczesnym uwalnianiem potasu komórkowego o 0,9 plus - 0,2 μmol/gm wątroby.

DYSKUSJA

Nasze obserwacje wyraźnie pokazują, że glutamina dostarczana do wątroby prowadzi do wyraźnego obniżenianerkowyprzepływ osocza, GFR i V. Efekt glutaminy musi wynikać z sygnału pochodzącego z wątroby, ponieważ identyczne ilości glutaminy dostarczanej do żyły szyjnej lub udowej nie wywołują tego efektu. Depresyjny wpływ glutaminy nafunkcja nerkikontrastuje z działaniem białek dietetycznych, o których wiadomo, że zwiększają GFR (5). Rozbieżność jest najwyraźniej spowodowana hormonami jelitowymi, takimi jak glukagon, które są uwalniane po spożyciu białek i zwiększają GFR (10, II). Podobnie jak glutamina, w działaniu glukagonu pośredniczy wątroba (10). Jak pokazano w tym badaniu, glukagon rzeczywiście jest w stanie odwrócić wątrobowy wpływ glutaminy nanerka.

Działanie glutaminy może być spowodowane odruchem wątrobowo-nerkowym lub czynnikiem humoralnym. Obserwacja, że ​​działanie glutaminy krezkowej znika po przecięciu kręgosłupa lub wątroby lubnerkowyodnerwienie silnie sugeruje zaangażowanienerkowyi nerwy wątrobowe. Dowody na odruchy wątrobowo-nerkowe zostały przedstawione wcześniej (17-23). Odpowiednio,nerkowyaktywność nerwów jest wzmacniana przez wzrost ciśnienia wewnątrzwątrobowego (23) i uważa się, że odpowiada za retencję sodu w marskości wątroby (18-22,24)

Wewnątrzwątrobowy mechanizm indukowanego glutaminą upośledzenianerkowyfunkcjonowaćmoże wiązać się z obrzękiem komórek wątroby: jak pokazano w kilku poprzednich pracach (2 25271, aminokwasy zwiększają masę wątroby; zgodnie z aktualnymi danymi, glutamina zwiększa ilość wody w komórce. Obrzęk komórek wywołany przez glutaminę jest wynikiem skoncentrowanego wchłaniania aminokwasów do komórki wątroby (2,27,28).W poprzednim badaniu (27) zdefiniowano zdolność różnych aminokwasów do pęcznienia komórek wątroby.Glutamina i seryna należą do aminokwasów, które pęcznieją komórki wątroby, podczas gdy glutaminian nie zwiększa masy wątroby. Połowę maksymalnego obrzęku osiąga się przez 0.5 mmol/L stężenia glutaminy (27), dobrze w zakresie fizjologicznego stężenia glutaminy.Glukagon odwraca wzrost masy wątroby wywołany przez aminokwasy, najwyraźniej poprzez stymulację komórek uwalnianie potasu.W związku z tym wpływ aminokwasów i glukagonu na objętość komórek wątroby koreluje z ich zdolnością do zmiany GFR nerek.Obrzęk komórek wątroby może zwiększać ciśnienie wewnątrzwątrobowe, co rzeczywiście, jak wykazano, zwiększa aktywność rve (23)

Niemniej jednak dowody na rolę objętości komórek wątroby w inicjacji odruchu wątrobowo-nerkowego indukowanego glutaminą są poszlakowe. Ponadto działanie glukagonu niekoniecznie jest przekazywane przez ten sam mechanizm co glutamina, ale może obejmować czynnik odruchowy i/lub humoralny.

Opisane tu fizjologiczne i patofizjologiczne znaczenie odruchu wątrobowo-nerkowego nie może zostać określone na podstawie wyników tego badania. Ponieważ uszkodzenie komórki prowadzi do obrzęku komórek (291, odruch wątrobowo-nerkowy może teoretycznie zaburzaćnerkowyfunkcjonowaćw przebiegu choroby wątroby. W rzeczywistości wykazano, że blok współczulny odcinka lędźwiowego uległ poprawienerkowyfunkcjonowaćw chorobach wątroby (30), a wyeliminowanie opisanego tu mechanizmu mogło przyczynić się do tej poprawy.

Podsumowując, glutamina dostarczana do wątroby prowadzi do znacznego upośledzeniafunkcja nerki, ujawniając silny mechanizm wpływu na wątrobę. Efekt może być antagonizowany przez odnerwienie lub glukagon.

Cistancheprodukty do ulepszaniafunkcja nerki

BIBLIOGRAFIA

1, Bakker-Grunwald T. Przepuszczalność potasu i kontrola objętości w izolowanych hepatocytach szczura. Biochim Biophys Acta 1983;731:
2, Haussinger D, Lang F, Bauers K, Gerok W. Interakcje między metabolizmem glutaminy a regulacją objętości komórek w perfundowanej wątrobie szczura. Eur J Biochem 1990;188:689-695.
3, Kristensen LO, Folke M. Regulacja objętości K plus wypływ podczas skoncentrowanego wychwytu alaniny w izolowanych hepatocytach szczura. Biochem J 1984;221:265-268.
4, Hiussinger D, Lang F. Wzajemne oddziaływanie między objętością komórki a funkcją komórki: nowa zasada regulacji metabolicznej. Biochem Celi Biol 1991; 691-4.
5, Alvestrand A, Bergstrom J. Hiperfiltracja kłębuszkowa po spożyciu białka, podczas wlewu glukagonu i cukrzycy insulinozależnej jest indukowana przez hormon wątrobowy: niedobór tego hormonu w niewydolności wątroby powoduje zespół wątrobowo-nerkowy. Lancet 1984;l:195-197.
6, Davidson EW, Dunn MJ. Patogeneza zespołu wątrobowo-nerkowego. Annu Rev Med 1987;38:361-372.
7, Haberich FJ. Osmorecepcja w obiegu portalowym. Proc. Fed 1968;27:1137-1141

8, UrangaJ,delCastill0 E, GimenoM. W działaniu glomerulopresyny na skurcz mięśni gładkich prawdopodobnie pośredniczy uwalnianie prostaglandyn. Arch Intern Pharmacodyn 1979;238:19-27.

9, Welbourne TC, Childress D, Givens G.Nerkowyregulacja międzyorganicznego przepływu glutaminy w kwasicy metabolicznej. Am J Physiol 1986;251:R858-R866.

10, Brema AJ. Znaczenie wątroby podczas wzrostu psów za pośrednictwem glukagonunerkowyhemodynamika. Am J Physiol 1985;249: F319-F322.

11. Premen AJ, Hall JE, Smith MJ Jr. Regulacja poposiłkowanerkowyhemodynamika: rola glukagonu trzustkowego. Am J Physiol 1985;248:F656-F662.

12. Koepke JP, DiBona GF. Przytępienie natriurezy do przedsionkowego peptydu natriuretycznego w przewlekłych zaburzeniach retencji sodu. Am J Physiol 1987;252:F865-F871.

13. Fiihr J , Kaczmarczyk J, Kriittgen CD. Eine einfache colorime trische Methode zur Inulinbestimmung fur Nieren-clearance Untersuchungen bei Stoffwechselgesunden und Diabetikern. Klin Wochenschr 1955;33:729-730.

14. Smith HW, Finkelstein N, Alminosa L, Crawford B, Graber Mnerkowyklirens podstawionych pochodnych kwasu hipurowego i innych kwasów aromatycznych u psów i ludzi. J Clin Invest 1945;24:388.

15. Haussinger D, Stehle T, Lang F. Regulacja objętości w wątrobie: dalsza charakterystyka przez inhibitory i podstawienia jonowe. HEPATOLOGIA 1990;11:243-254.

16. Lang F, Stehle T, Haussinger D. Water, K ', H ', przepływy mleczanu i glukozy podczas regulacji objętości komórek w perfundowanej wątrobie szczura. Pfligers Arch 1989; 413: 209-216.

17. DiBona GF, Sawin LL.Nerkowynerwy wnerkowyadaptacja do dietetycznego ograniczenia sodu. Am J Physiol 1983;245:F322-F328.

18. DiBona GF.Nerkowyaktywność nerwowa w zespole wątrobowo-nerkowym.NerkaInt 1984;25:841-853.

19. DiBona GF, Herman PJ, Sawin LL. Kontrola neuronowanerkowyfunkcjonowaćw stanach powodujących obrzęki. Am J Physiol 1988;254:R1017-R1024.

20. DiBona GF. Aktualizować nanerkowyneurologia: rola nerwów nerkowych w powstawaniu obrzęków. Mayo Clin Proc 1989;64:469-472. F319-F322.

21. DiBona GF, Sawin LL. Rolanerkowynerwy w zatrzymaniu sodu w marskości wątroby i zastoinowej niewydolności serca. Am J Physiol 1991 W druku.

22. Koepke JP, Jones S, DiBona GF.Nerkowynerwy pośredniczą w stępionej natriurezie do przedsionkowego peptydu natriuretycznego u szczurów z marskością wątroby. Am J Physiol 1987;252:R1019-R1023.
23. Kostreva DR, Castaner A, Kampine JP. Odruchowy wpływ baroreceptorów wątrobowych nanerkowyi aktywność nerwu współczulnego serca. Am J Physiol 1980;238:R390-R394.

24. Levy M, Wexler MJ. Wydalanie sodu u psów z niskim stopniem zwężenia kawałkowego: rola nerwów wątrobowych. Am J Physiol 1987;253:F672-F678.
25. Hallbrucker C, vom Dahl S, Lang F, Haussinger D. Kontrola proteolizy wątroby przez aminokwasy: rola objętości komórek. Eur J Biochem 1991;197:717-724.

26. Haussinger D, Hallbrucker C, vom Dahl S, Lang F, Gerok W. Obrzęk komórek hamuje proteolizę w perfundowanej wątrobie szczura. Biochem J Biochem 1991; 197; 717-724.

27. Wettstein M, vom Dahl S, Lang F, Gerok W, Haussinger D. Odpowiedzi regulujące objętość komórek izolowanej perfundowanej wątroby szczura: wpływ aminokwasów. J Biol Chem 1990;371:493-501.

28. Kristensen LO. Związki między transportami alaniny i kationów przez błonę komórkową w hepatocytach szczura. Am J Physiol 1986; 251:G575-G584.

29. Lang F, Volkl H, Haussinger D. Ogólne zasady regulacji objętości komórek. Comp Physiol 1990;4:1-25.

30. Solis-Herruzo JA, Duran A, Favela V, Castellano G, Madrid JL, Munoz-Yague MT, Morillas JD i in. Wpływ bloku współczulnego odcinka lędźwiowego nafunkcja nerkiu pacjentów z marskością wątroby z zespołem wątrobowo-nerkowym. J Hepatol 1987;5:167-173.