PARP indukowane IFN – czujniki obcych kwasów nukleinowych?
Sep 21, 2023
Abstrakcyjny: Komórki opracowały różne strategie radzenia sobie z infekcjami wirusowymi. Kluczem do zainicjowania reakcji obronnej przeciwko wirusom jest umiejętność odróżnienia obcych cząsteczek od ich własnych. Jednym z głównych mechanizmów jest postrzeganie obcych kwasów nukleinowych przez białka gospodarza, co z kolei inicjuje skuteczną odpowiedź immunologiczną. Ewoluowały receptory wykrywające kwasy nukleinowe, z których każdy ukierunkowany jest na specyficzne cechy w celu odróżnienia wirusa od RNA gospodarza. Uzupełnia je kilka białek wiążących RNA, które pomagają w wykrywaniu obcych RNA. Istnieje coraz więcej dowodów na to, że indukowane interferonem ADP-rybozylotransferazy (ART; PARP9-PARP15) przyczyniają się do obrony immunologicznej i osłabiania wirusów. Jednak ich aktywacja, kolejne cele i dokładne mechanizmy zakłócania wirusów i ich rozprzestrzeniania się są nadal w dużej mierze nieznane. Najbardziej znany ze swoich działań przeciwwirusowych i roli czujnika RNA jest PARP13. Ponadto PARP9 został niedawno opisany jako czujnik wirusowego RNA. W tym miejscu omówimy najnowsze odkrycia sugerujące, że niektóre PARP działają we wrodzonej odporności przeciwwirusowej. Rozwijamy te odkrycia i integrujemy te informacje w koncepcję, która określa, w jaki sposób różne PARP mogą działać jako czujniki obcego RNA. Spekulujemy na temat możliwych konsekwencji wiązania RNA w odniesieniu do aktywności katalitycznej PARP, specyficzności substratowej i sygnalizacji, które łącznie skutkują działaniem przeciwwirusowym.
Cistanche suplement korzyści-zwiększają odporność
Słowa kluczowe: rybozylacja ADP; MARylacja; hydrolaza; interferon; makrodomena; PARP; Wirus RNA
Co robi ziele cistanche — Anti-zapalny
1. Wstęp
Aby wytworzyć wrodzoną odpowiedź immunologiczną na atakujące wirusy, komórki muszą być w stanie odróżnić się od obcych. Jest to częściowo możliwe dzięki repertuarowi białek, które specyficznie wykrywają obce kwasy nukleinowe. Białka te należą do tak zwanych receptorów rozpoznawania wzorców (PRR), które rozpoznają i wiążą wzorce molekularne związane z patogenami (PAMP), w tym różne kwasy nukleinowe związane z patogenami [1–3]. Ogólnie, po związaniu PAMP, te PRR są aktywowane, aby wywołać dalsze zdarzenia sygnalizacyjne poprzez aktywację czynników transkrypcyjnych, takich jak czynniki regulujące interferon 3 i 7 (IRF3, IRF7) i czynnik jądrowy kappa B (NF-κB). Powoduje to aktywację programu ekspresji genów, który obejmuje indukcję interferonu (IFN), jak również innych genów cytokin. IFN działają parakrynnie i autokrynnie, indukując ekspresję genów stymulowanych interferonem (ISG), dzięki którym promowany jest stan antypatogenny [1,3]. PRR wykrywające kwasy nukleinowe można podzielić na dwie grupy: czujniki wykorzystujące przedział, endosomalne i cytozolowe czujniki kwasu nukleinowego. Podzbiór receptorów Toll-podobnych (TLR) należy do pierwszej podgrupy, podczas gdy druga grupa obejmuje receptory podobne do genu I indukowalnego przez kwas retinowy (RIG-I) (RLR), kinazę białkową R (PKR), oligoadenylan 20 –50 białka syntetazy (OAS1-3), receptory podobne do domeny oligomeryzacji wiążącej nukleotydy (NOD) (NLR), nieobecne w receptorach czerniaka 2 (AIM2) (ALR) i cyklicznej syntazie GMP-AMP (cGAS) [2 ,4–10]. Oprócz tych klasycznych PRR opisano rosnącą listę białek czujnikowych kwasu nukleinowego lub białek pomocniczych. Należą do nich helikazy, ligazy ubikwitynowe i rybozylotransferazy ADP, które mogą wykrywać pewne kwasy nukleinowe, pomagać w rozpoznawaniu obcych kwasów nukleinowych lub pośredniczyć w nich oraz przyspieszać dalszą sygnalizację, przyczyniając się w ten sposób do przeciwwirusowej odpowiedzi immunologicznej i modulując ją [11–15]. Najbardziej znany ze swojej aktywności wiązania wirusowego kwasu rybonukleinowego (RNA) jest PARP13 [11]. Ponadto niedawno zidentyfikowano PARP9 jako czujnik obcego RNA [15]. W przypadku PARP13 wiązanie RNA jest ułatwione przez domeny palca cynkowego, podczas gdy w przypadku PARP9 makrodomena została zidentyfikowana jako wirusowy moduł wiążący RNA. PARP9 i PARP13 należą do rodziny difosforanu adenozyny (ADP)-rybozylotransferazy błoniczej podobnej do toksyny (ARTD), której niewielki podzbiór białek powiązano z odpornością wrodzoną ze względu na ich reakcję na IFN (więcej informacji na temat PARP jako ISG można znaleźć w artykule patrz niedawny doskonały przegląd [16]). Białka te mają wspólną konserwatywną domenę ADP-rybozylotransferazy (ART), która, z wyjątkiem PARP13, posiada aktywność mono-ADP-rybozylacji (MARylacja). Wszystkie te PARP charakteryzują się szeregiem dodatkowych domen białkowych, w tym makrodomenami, domenami rozpoznającymi RNA lub palcami cynkowymi. Chociaż funkcje tych powiązanych domen są w dużej mierze nieznane, wiele z nich wiąże się z wiązaniem RNA. W ten sposób zapewniają tym białkom potencjalną zdolność do pełnienia roli czujników RNA, podobnie jak zaproponowano dla PARP9 i PARP13 [11,15]. Razem stawiamy hipotezę, że PARP indukowane IFN działają jako PRR wykrywające RNA i rozszerzają modalności wiązania RNA znanych klasycznych PRR w odniesieniu do specyficzności sekwencji i / lub struktury. Co więcej, wiązanie RNA może regulować ich sposób działania i funkcjonalność.
2. Klasyczne receptory rozpoznawania patogenów
2.1. Podział PRR
Receptory Toll-podobne zaangażowane w wykrywanie patogennych kwasów nukleinowych to TLR3 i TLR7- 9 [4,17–19]. Te receptory TLR są zintegrowane z błonami endosomów, a ich N-końcowa ektodomena wiążąca kwas nukleinowy jest skierowana do wnętrza tych pęcherzyków [4,17,18]. Wiązanie kwasu nukleinowego powoduje dimeryzację dwóch receptorów TLR, po czym inicjowane są różnorodne procesy sygnalizacyjne [4]. Ze względu na swoją lokalizację te receptory TLR są zdolne do reagowania na endocytozowane lub fagocytozowane patogeny, które mogą zostać rozłożone w tym przedziale pod wpływem działania endosomalnych proteaz i nukleaz. W rezultacie RNA pochodzący z patogenu lub kwas deoksyrybonukleinowy (DNA) jest przetwarzany i eksponowany, dostarczając PAMP, które mogą oddziaływać z endosomalnymi receptorami TLR [18]. To inicjuje pierwszą falę sygnalizacji przeciwwirusowej [4,18,19]. Aby uwzględnić rozpoznawanie szerokiego zakresu różnych patogenów, te receptory TLR wyewoluowały różne preferencje w stosunku do kwasów nukleinowych [4,18,19]. TLR3 rozpoznaje i wiąże dwuniciowe gatunki RNA w oparciu o oddziaływania elektrostatyczne między dodatnio naładowanymi aminokwasami jako część powtórzeń bogatych w leucynę w ektodomenie i ujemnie naładowanym szkielecie rybozo-fosforanowym RNA. Wiązanie zachodzi niezależnie od specyficznych sekwencji RNA [19]. Ostatnio wykazano jego aktywację przez komórkowe hybrydy RNA-DNA pochodzące z pętli R, co prowokuje późniejszą sygnalizację immunologiczną skutkującą aktywacją IRF3 [20]. Jednakże, w jaki sposób regulowane jest przetwarzanie w pętli R i w jaki sposób hybrydy, pierwotnie generowane w jądrze, docierają do cytozolu, a nawet są w stanie aktywować ten receptor endosomalny, pozostaje niejasne. Warto zauważyć, że wśród wirusów zidentyfikowano również sekwencje tworzące R-Loop, ale należy zbadać, czy rzeczywiście tworzą one struktury R-Loop i są w stanie wywołać aktywację TLR3 [21]. TLR7 i TLR8, które są blisko spokrewnione, wykrywają jednoniciowe RNA i produkty rozkładu RNA. Zarówno TLR7, jak i TLR8 zawierają dwa motywy wiążące RNA, z których pierwszy rozpoznaje odpowiednio pojedynczą guanozynę lub urydynę, podczas gdy wykazano, że drugi pośredniczy w pewnej specyficzności sekwencji. TLR7 preferencyjnie wiąże poliU3-mery, podczas gdy TLR8 wykrywa oligorybonukleotydy UG/UUG [22,23]. Natomiast wykazano, że TLR9 wiąże się z jednoniciowym DNA zawierającym motyw CpG [4,18].
Korzyści z suplementu cistanche – jak wzmocnić układ odpornościowy
2.2. Cytozolowe PRR
Kluczowymi czujnikami wirusowych kwasów nukleinowych w cytozolu, obecnych po zakażeniu wirusem, są RLR [2,7,24]. Tytułowym członkiem tych receptorów cytozolowych jest RIG-I. Dodatkowi członkowie obejmują gen 5 asocjacji różnicowania czerniaka (MDA5) oraz laboratorium genetyki i fizjologii 2 (LGP2). Wszystkie trzy białka mają podobną organizację domen z centralną domeną helikazy RNA, która w połączeniu z ich domeną C-końcową (CTD) pośredniczy w wiązaniu RNA [2,7,24]. W przeciwieństwie do LGP2, RIG-I i MDA5 mają na N-końcu dwie domeny aktywacji i rekrutacji kaspaz (CARD), które wyzwalają dalsze zdarzenia sygnalizacyjne [2,7]. W przypadku RIG-I te CARD są wewnątrzcząsteczkowo związane przez domenę helikazy i CTD, powodując zamkniętą konformację białka i w ten sposób zapobiegając dalszemu przekazywaniu sygnału w przypadku braku ligandu [7,25]. Rozpoznanie kwasu nukleinowego pociąga za sobą hydrolizę ATP przez RIG-I i prowokuje zmianę do otwartej konformacji i jej oligomeryzację. Umożliwia to bliższą interakcję części wiążącej RNA z kwasami nukleinowymi, podczas gdy CARD są uwalniane w celu interakcji z mitochondrialnym interaktorem sygnalizacji wirusa (MAVS) w celu dalszej transmisji sygnału [7,24]. Ten stan autoinhibicji pokazany dla RIG-I nie występuje w przypadku MDA5. Zamiast tego MDA5 wykazuje otwartą i elastyczną, a zatem nieskrępowaną konformację. Pociąga to za sobą przekazywanie dalszej sygnalizacji po nadekspresji MDA5 przy braku ligandu RNA [26–28]. Z powodu braku KART LGP2 nie może bezpośrednio inicjować sygnalizacji w dół poprzez MAVS. Wydaje się jednak, że działa jako modulator sygnalizacji MDA5. Przy niskim poziomie białka LGP2 przyspiesza i stabilizuje interakcję MDA5-RNA, podczas gdy wysoki poziom LGP2 prowadzi do hamowania MDA5 [27,29,30]. W przypadku wszystkich trzech członków rodziny rozpoznawanie kwasów nukleinowych ułatwia centralna domena helikazy i CTD [2,7,24]. Te domeny białkowe ułatwiają skanowanie cech biochemicznych znajdujących się na 50-tym końcu cząsteczek RNA. Pomimo wspólnych domen helikazy i CTD, RIG-I i MDA5 wykrywają nieco inne cechy w RNA [31]. RIG-I preferuje krótsze dwuniciowe (ds)RNA lub ssRNA i jest aktywowane przez 5 0 -PPP-dsRNA lub 50 -pp-dsRNA, podczas gdy 50 monofosforylowanych RNA pozostaje niewykrytych przez RIG-I [32]. Co więcej, RNA wzbogacone w regiony poli-U/UC lub AU, jak również koliste wirusowe RNA są rozpoznawane przez RIG-I [33–35]. Proponuje się, że w wiązaniu z kolistymi RNA pośredniczą cechy strukturalne RNA lub dodatkowe białka wiążące RNA, które należy zidentyfikować [33]. MDA5 preferencyjnie wiąże się z długimi dsRNA i regionami bogatymi w AU [28,36,37]. Wykazano, że LGP2 wykrywa szeroką gamę różnorodnych RNA. Wydaje się, że ani stan fosforylacji końca 50-, ani długość RNA nie wpływają na rozpoznawanie i wiązanie przez LGP2 [38,39]. Wiadomo również, że wykrywanie RNA przez białka 1–3 z rodziny PKR lub OAS przyczynia się do odpowiedzi obronnej przeciwwirusowej [9,10]. PKR rozpoznaje cząsteczki dsRNA dłuższe niż 30 bp w sposób niezależny od czapeczki [40], ale opisano wiązanie ssRNA i strukturalnego 5'-PPP-RNA [41,42]. Wiązanie ułatwiają dwie tandemowe domeny wiążące RNA zlokalizowane w jego N-końcowej połowie, które po związaniu RNA inicjują dimeryzację PKR i późniejszą aktywację kinazy [43]. OAS1-3 wiąże się z dsRNA [10,44–46]. Po związaniu dsRNA OAS1-3 syntetyzuje 20–50 oligoadenylatów połączonych fosfodiestrami, które służą jako drugi przekaźnik wywołujący dimeryzację i z kolei aktywację rybonukleazy (RNazy) L, a tym samym rozszczepienie RNA [10,47]. Rozszczepione fragmenty RNA służą do wzmacniania sygnalizacji przeciwwirusowej wykrywanej przez PRR [9]. Dodatkową linię obrony immunologicznej wykazują NLR i ALR [1,6,48]. Wykazano, że po aktywacji niektóre NLR i ALR inicjują składanie tak zwanych inflamasomów, wielobiałkowych kompleksów enzymatycznych, w których oligomeryzują i wiążą się ze związanymi z apoptozą plamopodobnymi białkami zawierającymi domeny CARD (ASC), aby pośredniczyć w proteolitycznej aktywacji kaspazy -1. To z kolei umożliwia dojrzewanie cytokin, takich jak interleukina 1 (IL-1 ) i IL-18, przyczyniając się w ten sposób do przeciwwirusowej odpowiedzi immunologicznej. Wykazano, że wśród NLR NLRP3 jest aktywowany przez szeroki zakres różnorodnych RNA [8,49]. Nie wykazano jednak bezpośredniej interakcji z RNA. Zamiast tego NLRP3 łączy się z białkami dodatkowymi, w tym helikazami RNA DExD/H-box lub ligazami ubikwitynowymi TRIM, które, jak wykazano, umożliwiają wykrywanie RNA, a następnie aktywację inflamasomu [8,49]. W przeciwieństwie do NLRP3, AIM2 jako przedstawiciel ALR jest aktywowany przez DNA [6,48,50].
Oprócz AIM2, cGAS pełni funkcję cytozolowego czujnika DNA [5]. Pełna aktywacja cGAS następuje po związaniu się z dłuższymi cząsteczkami DNA. Umożliwiają one dimeryzację cGAS, co jest warunkiem pełnej aktywacji. Jednakże wykazano, że cGAS rozpoznaje różne cząsteczki DNA, w tym dsDNA, ssDNA, dostarczając struktury drugorzędowe, w wyniku których powstają hybrydy dsDNA lub RNA-DNA (np. pochodzące z pętli R). Po związaniu sygnalizacja jest propagowana poprzez aktywację stymulatora genów interferonu (STING) za pośrednictwem cGAMP, co skutkuje aktywacją IRF3 [5]. Zatem cGAS może być aktywowany przez patogenny DNA, ale także przez DNA komórkowy, na przykład w odpowiedzi na DNA cytozolowy w wyniku nieprawidłowej segregacji chromosomów, mikrojąder i rozbijania DNA [51]. Oprócz tych klasycznych PRR zidentyfikowano kilka dodatkowych czynników gospodarza służących jako czujniki obcych kwasów nukleinowych, wśród nich helikazy pudełkowe DExD/H, ligazy ubikwitynowe z rodziny motywów trójstronnych (TRIM) i rosnąca liczba różnych dodatkowych białek wiążących RNA [12– 14,52,53]. Ponadto bardzo heterogenną rodzinę receptorów zmiatających powiązano z odpornością wrodzoną i wykazano, że niektórzy jej członkowie wiążą się z obcymi kwasami nukleinowymi [54]. W przypadku niektórych z tych białek wiążących RNA powiązano funkcję rusztowania [3,5,12]. Wyczuwają i wiążą obcy RNA i prezentują go receptorom RLR, przyczyniając się w ten sposób do wzmacniania sygnalizacji przeciwwirusowej [3,5,12].
Cistanche korzyści dla mężczyzn-wzmocnienie układu odpornościowego
Kliknij tutaj, aby wyświetlić produkty Cistanche Enhance Immunity
【Zapytaj o więcej】 E-mail:cindy.xue@wecistanche.com / Aplikacja Whats: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692
3. PARP13 — czujnik wirusowego RNA
Jednym z wspomnianych powyżej białek rusztowania, które bierze udział we wrodzonej odpowiedzi immunologicznej, jest przeciwwirusowe białko palca cynkowego (ZAP), znane również jako PARP13 (ryc. 1). Mimo że nie ma działania katalitycznego, znany jest ze skutecznego działania przeciwwirusowego [11]. PARP13 występuje w czterech różnych izoformach powstałych w wyniku alternatywnego splicingu i poliadenylacji [11,16]. Dwie najlepiej zbadane izoformy to PARP13.1 (ZAPL) i PARP13.2 (ZAPS), przy czym ta ostatnia nie posiada domeny podobnej do PARP [11]. Chociaż wydaje się, że PARP13.1 ulega ekspresji konstytutywnej, PARP13.2 jest indukowany poprzez sygnalizację interferonu [55]. Opisano interakcję z 30 nieulegającymi translacji regionami (30 UTR) informacyjnego RNA interferonu (mRNA) dla PARP13.2, dlatego uważa się, że bierze on udział w odpowiedzi na negatywne sprzężenie zwrotne na sygnalizację IFN [55]. Co ciekawe, stwierdzono, że PARP13.2 kolokalizuje z RIG-I po stymulacji 50 -dwuniciowym RNA PPP (dsRNA) i wydaje się odgrywać rolę w promowaniu produkcji interferonu [56]. Wszystkie izoformy PARP13 mają domenę wiążącą RNA (RBD) składającą się z czterech motywów palca cynkowego CH (ZnF), z których drugi jest znany z hydrofobowej kieszeni wiążącej o wysokim powinowactwie do dinukleotydów CpG [11,57]. Pozostałe ZnF wykazują słabe powinowactwo do RNA o nieznanych sekwencjach [11]. PARP13 jest zdolny do dimeryzacji, a nawet sugerowano multimeryzację PARP13 na docelowym RNA w celu skutecznej obrony przed patogenami [11]. Niedawno przeprowadzone badanie przesiewowe interakcji RNA wirusa ciężkiego ostrego zespołu oddechowego typu 2 (SARS-CoV-2) wykazało, że PARP13 i jego kofaktor TRIM25 wiążą się bezpośrednio z wirusowym RNA [58]. Po ektopowej ekspresji PARP13.1 i PARP13.2 wydawało się, że PARP13.2, ale nie PARP13.1, ma działanie przeciwwirusowe, o czym świadczy znaczne zmniejszenie niestrukturalnego białka 12 SARS-CoV-2 (nsP12) Poziomy RNA, kodujące wirusową polimerazę RNA zależną od RNA [58]. Z kolei Nchioua i wsp. zgłosili zmniejszenie akumulacji RNA SARS-CoV-2 pełnej długości tylko w eksperymentach z precyzją PARP13.1 overex [59]. Jednakże w przypadku obu izoform zaobserwowano zmniejszenie poziomu RNA strukturalnego białka kolczastego i nukleokapsydu SARS-CoV-2 [59]. Różnice w lokalizacji komórkowej mogą wyjaśniać te ustalenia, ponieważ PARP13.2 ma rozproszoną dystrybucję w cytoplazmie, podczas gdy PARP13.1 może być S-farnezylowany, co lokalizuje go w endolizosomach lub retikulum endoplazmatycznym (ER) [11]. SARS-CoV-2 tworzy pochodzące z ER pęcherzyki z podwójną błoną do replikacji [60]. Rzeczywiście później wykazano, że S-farnezylacja PARP13.1 jest konieczna do osłabienia SARS-CoV-2 [61]. Opisano także działanie przeciwwirusowe przeciwko wirusowi grypy A (IAV). Podczas gdy PARP13.1 wydaje się modulować ekspresję białka wirusa, opisano, że PARP13.2 bezpośrednio celuje w RNA IAV [11,62]. Liu i współpracownicy podali, że PARP13.1 promuje poli-ADP-rybozylację (PARylację) białek polimerazy IAV, co prowadzi do ich późniejszej ubikwitynacji i degradacji [62].
Ponieważ jednak PARP13 nie wykazał aktywności katalitycznej, w proces ten należy zaangażować inne białko ADP-rybozylujące. Krótsza izoforma, PARP13.2, jest zdolna do wiązania się z mRNA zasadowej polimerazy RNA 2 (PB2) IAV i prowadzi do jego degradacji, a także uniemożliwia translację [63]. Procesowi temu przeciwdziała białko niestrukturalne 1 (NS1) IAV, które, jak stwierdzono, zapobiega wiązaniu wirusowego RNA przez PARP13.2 [63]. Co ciekawe, PARP13.2 również wydaje się nie mieć wpływu na mRNA NS1 [63]. Potencjalnie można to przypisać drugorzędowym strukturom w RNA NS1, które, jak wykazano, tworzą spinki do włosów, w wyniku czego duże części tego RNA są dwuniciowe [64]. Innym rodzajem wirusów ograniczonym przez PARP13 są alfawirusy, takie jak wirus Sindbis, który jest celem PARP13.1 w ziarnistościach stresu (SG) [55]. Ostatnio różne grupy odkryły w eksperymentach krystalizacyjnych, że kieszeń WWE2 PARP13 jest zdolna do wiązania się z resztą ADP-rybozy (ADPr) łańcuchów poli-ADP-rybozy (PAR) [65,66]. Xue i współpracownicy również potwierdzili te wyniki in vitro i ujawnili zasadniczą rolę dwóch aminokwasów w domenie WWE2, W611 i Q668, w tym wiązaniu. Ponadto wykazali, że ZnF5, WWE1 i WWE2 PARP13 łączą się, tworząc domenę, którą nazywają domeną centralną (CD) i że ta CD wiąże się z PAR w komórkach. Wykazano również, że długa izoforma PARP13, PARP13.1, wiąże PAR w komórkach, chociaż nie tak skutecznie, jak izolowana CD [66]. Wiązanie to odgrywa ważną rolę w granulkach naprężenia (SG), gdzie wiązanie PAR jest warunkiem wstępnym relokalizacji PARP13-CD i PARP13.1 [66]. Ponadto stwierdzono, że mutacyjne upośledzenie wiązania PARP13.1 z PAR osłabia jego działanie przeciwwirusowe [66]. Lokalizacja w granulkach naprężeń została również opisana dla PARP13.2, który ulega coraz większej PARylacji pod wpływem naprężenia [67]. Zatem granulki stresu (SG) umożliwiają akumulację RNA, PAR i PARP13 [66,68]. Należy rozważyć, czy grupowanie przyczynia się do aktywności przeciwwirusowej PARP13, a mianowicie promuje degradację RNA lub hamuje translację. Warto wspomnieć, że podobnie jak PARP13 wykazano, że dodatkowe białka PARP wiążą się z SG, co sugeruje wspólne działanie lub synergistyczną rolę PARP w tworzeniu i/lub funkcjonowaniu SG. Na podobny kierunek wskazuje odkrycie, że PARP13, chociaż sam w sobie nie posiada aktywności katalitycznej, jest rybozylowany przez ADP i dlatego musi ściśle oddziaływać z innymi enzymami PARP [67]. Ta rybozylacja ADP może kontrolować funkcję PARP13, jak np. pokazano dla PARP7, który MARyluje reszty cysteiny w ZnF, zakłócając w ten sposób zdolność PARP13 do interakcji z RNA [16]. Oczekujemy wielu dodatkowych interakcji między białkami PARP, a także innymi PRR i dalszymi efektorami. Zatem synergia PARP w celu skutecznego rozpoznawania kwasów nukleinowych i obrony przed patogenami to ekscytujące pytania w dziedzinie wrodzonej obrony immunologicznej.
4. Podklasa PARP regulowana przez IFN
4.1. Rodzina PARP
Na podstawie organizacji domeny i analizy strukturalnej PARP13 przypisano do rodziny ADP-rybozylotransferaz błoniczych podobnych do toksyny błoniczej (ARTD), która łącznie obejmuje 17 członków [69–71]. Wszystkie mają wspólną wysoce konserwatywną domenę ART, która z wyjątkiem PARP13 umożliwia tym białkom katalizowanie rybozylacji ADP. ADP-rybozylacja to odwracalna modyfikacja potranslacyjna (PTM), która charakteryzuje się dodaniem jednego lub kilku ugrupowań ADP-rybozy do substratu [70]. Częściowo w oparciu o skład aminokwasowy triady katalitycznej, poszczególne enzymy mogą katalizować PARP1, PARP2, TNKS1 i TNKS2) lub MARilację (PARP3, PARP4, PARP7-PARP12, PARP14-PARP16 ) [70,72]. W tym celu zużywają dinukleotyd nikotynoamidoadeninowy (NAD+) jako kofaktor i przenoszą ADP-rybozę w postaci pojedynczej reszty (MARylacja) lub w procesie iteracyjnym (PARylacja) wielu jednostek z uwolnieniem nikotynamidu [70]. PARP13 jest jedynym członkiem rodziny pozbawionym aktywności rybozylacji ADP ze względu na niezdolność do prawidłowego wiązania NAD+ [73]. Poniżej skoncentrujemy się na PARP reagujących na interferon (PARP9-15; ryc. 1) [16], MARylacji i (potencjalnych) możliwościach wykrywania kwasów nukleinowych tego podzbioru PARP.
4.2. Regulacja i propagacja MARylacji
Podobnie jak inne PTM, należy odczytać MARylację i propagować sygnał. Makrodomeny 2 i 3 PARP14 zostały zidentyfikowane jako czytniki MARylacji [70,74,75]. Co więcej, MARylacja wykazuje w pełni odwracalny PTM możliwy dzięki aktywności hydrolitycznej, jaką posiadają niektóre makrodomeny [70]. Gumki komórkowe MARylacji obejmują MacroD1, MacroD2 i TARG1. De-MARilację umożliwia ich aktywna makrodomena [70]. Fałd makrodomen jest wysoce konserwatywny u wszystkich gatunków życia i jest osadzony w białkach niestrukturalnych kilku wirusów jednoniciowego ((+)ss) RNA o dodatnim sensie [16,76,77]. Indukcja MARylujących PARP przez wrodzony układ IFN w połączeniu ze zdolnością kilku makrodomen wirusowych do odwracania MARylacji wskazuje na przeciwwirusową rolę PARP indukowanych przez IFN. Ponadto wykazano, że PARP ewoluowały pod wpływem silnej selekcji pozytywnej, co dodatkowo wskazuje na funkcję związaną z odpornością wrodzoną [78,79]. Jednakże wgląd w mechanizmy i dokładną funkcję PARP indukowanych IFN pozostaje nieuchwytny. Jedną z możliwości, że PARP indukowane IFN mogą przyczyniać się do odpowiedzi przeciwwirusowej, jest rozpoznawanie obcych kwasów nukleinowych. Jak wspomniano wcześniej, białka adaptorowe, takie jak helikazy pudełkowe DExD/H lub PARP13, mogą służyć jako rusztowania zbliżające kwasy nukleinowe i białka efektorowe. Podobnie, PARP reagujące na IFN mogą działać jako rusztowania, pomagając w ten sposób w rozpoznawaniu RNA przez jeden z klasycznych PRR. Co więcej, ich aktywność MARylacyjna może dodać kolejny poziom regulacji w celu dostrojenia wrodzonej odpowiedzi odpornościowej. Istnieją przesłanki, że obecność wirusowego RNA może wywołać aktywność MARylacji tych enzymów [80,81]. Postulując, że wiązanie RNA determinuje aktywność katalityczną, może również pozwolić na przekierowanie aktywności katalitycznej na różne substraty. Mogą to być zarówno czynniki wirusowe, jak i gospodarza. Co więcej, zmieniona specyficzność może również wpływać na stabilność białka, na przykład poprzez ograniczenie automodyfikacji, nadając w ten sposób stabilność niektórym enzymom PARP [82]. Dodatkowo wirusowy RNA może stanowić substrat dla MARylacji, ponieważ zidentyfikowano, że RNA ulega MARylacji zarówno in vitro, jak i w komórkach [83,84].
4.3. Organizacja domenowa PARP regulowanych przez IFN
Warto zauważyć, że wszystkie PARP reagujące na IFN wykazują domenę i motywy potencjalnie związane z wiązaniem kwasu nukleinowego (Figura 1).
Rysunek 1. Architektura domenowa PARP reagujących na IFN. Wszyscy członkowie rodziny PARP reagujący na IFN zawierają konserwowaną domenę ADP-rybozylotransferazy (ART) na swoim C-końcu. Z wyjątkiem PARP13, domena ART pozostałych PARP posiada aktywność MARylacji [72,73]. PARP9, PARP14 i PARP15 zawierają powtórzenia makrodomen (MD), albo 2, jak w przypadku PARP9 i PARP15. Rysunek 1. Architektura domeny PARP reagujących na IFN. Wszyscy członkowie rodziny PARP reagujący na IFN zawierają konserwowaną domenę ADP-rybozylotransferazy (ART) na swoim C-końcu. Z wyjątkiem PARP13, domena ART pozostałych PARP posiada aktywność MARylacji [72,73]. PARP9, PARP14 i PARP15 zawierają powtórzenia makrodomen (MD), albo 2, jak w przypadku PARP9 i PARP15, albo trzy, jak widać dla PARP14. Oprócz trzech makrodomen PARP14 jest również wyposażony w dwa motywy rozpoznawania RNA (RRM) na swoim N-końcu, o których wiadomo, że pośredniczą w wiązaniu RNA. Podobnie PARP10 niesie dwa RRM na swoim N-końcu. PARP11-PARP14 zawiera jeden (PARP11, PARP14) lub dwa moduły WWE (PARP12, PARP13), o których wiadomo, że ułatwiają wiązanie poli-ADP-rybozy. Oba PARP12 i PARP13 na N-końcu zawierają domeny wiążące DNA podobne do skrzydlatej helisy (WH-1), po których następuje pięć motywów palca cynkowego (ZF), o których wiadomo, że pośredniczą w wiązaniu z kwasami nukleinowymi. PARP10 jest wyjątkowy, ponieważ jest jedynym członkiem rodziny wyposażonym w motywy interakcji z ubikwityną (UIM), z których trzy zawiera w swojej połowie C-końcowej (Created with BioRender.com).
PARP12 przypomina ogólną strukturę domeny PARP13 i podobnie jest wyposażony w kilka ZnF. Domeny te są dobrze opisane między innymi jako moduły wiążące kwasy nukleinowe i jako takie szeroko zaangażowane w interakcje gospodarz-patogen [85]. To prowokuje pytania, jakie funkcje można przypisać ZnF PARP12 i czy są one zaangażowane w wykrywanie RNA. Istnieje coraz więcej dowodów na to, że makrodomeny stanowią dodatkowy moduł wiążący kwasy nukleinowe. Ostatnio wykazano, że PARP9 wiąże się z wirusowym RNA za pośrednictwem swojej pierwszej makrodomeny [15]. Zdolność wiązania się z RNA wykazano również dla TARG1 [86]. Na podstawie odkryć dotyczących niektórych makrodomen wirusowych (MD) ustalono również, że makrodomena jest modułem wiążącym kwasy nukleinowe. Wykazano, że vMD wirusa Chikungunya (CHIKV) lub wirusa wenezuelskiego zapalenia mózgu (VEEV) wiąże ssRNA [87], podczas gdy wykazano, że drugi i trzeci vMD (unikalne domeny SARS, SUD) wirusa SARS-koronawirusa wiążą kwadrupleksy G [88,89]. Oprócz PARP9, PARP14 i PARP15 należą do PARP stymulowanych IFN zawierających makrodomenę. Podczas gdy zidentyfikowano, że PARP14 makro2 i makro3, a także PARP15 makro2 wiążą się z MAR [75,90], funkcja pierwszej makrodomeny w obu białkach pozostaje nieuchwytna. Jednakże, w oparciu o porównania sekwencji, są one filogenetycznie bliższe spokrewnionym z hydrolitycznymi makrodomenami kodowanymi przez wirusy ssRNA, co może pozwalać im postulować również zdolność do wiązania RNA (Rysunek 2). Oprócz makrodomen PARP14 wykazuje dwa motywy rozpoznawania RNA (RRM) w pobliżu swojego N-końca, które są oddzielone wewnętrznie nieuporządkowanym regionem (IDR, zgodnie z analizą sekwencji aminokwasów przy użyciu PONDR) od innych domen funkcjonalnych. Dotyczy to również PARP10 (analiza PONDR) (rysunek 1). RRM, ale także IDR, indywidualnie lub wspólnie, mogą pośredniczyć w wiązaniu RNA [91–93]. Ogólnie rzecz biorąc, wiele RRM działa w tandemie, ułatwiając w ten sposób prawidłowe wiązanie RNA i nadając specyficzność RNA [94]. Interesująca będzie ocena sposobów wiązania kwasów nukleinowych tego podzbioru PARP. Czy te domeny rzeczywiście wyczuwają obce kwasy nukleinowe, aby przyczynić się do silnej odpowiedzi przeciwwirusowej?
Figure 2. Phylogenetic tree of humans and some selected viral macrodomains. Amino acid sequences (>sp|O75367|184-370_MacroH2A1.1; >sp|Q9P0M6|184-370_MacroH2A1.2; >sp|Q9P0M6|184 -370_MacroH2A2; >sp|Q86WJ1|704-897_ALC1; >sp|Q9Y530|2-152_TARG; >sp|Q8IXQ6|107- 296_PARP9-macro1; >sp|Q8IXQ6|306-487_PARP9-macro2; >sp|Q460N5|791-978_PARP14- macro1; >sp|Q460N5|1003-1190_PARP14-macro2; >sp|Q460N5|1216-1387_PARP14-macro3; >sp|Q460N3|78-267_PARP15-macro1; >sp|Q460N3|293-464_PARP15-macro2; >sp|Q9BQ69|141- 322_MacroD1; >sp|A1Z1Q3|59-240_MacroD2; >sp|Q9NXN4|43-223_GDAP2; >sp|P36328|1330- 1489_VEEV-macro; >sp|Q8JUX6|1334-1493_CHIKV-macro; >sp|Q8QZ73|1335-1493_MAYVmacro; >sp|P0DTD1|1025-1194_SARSCoV2-macro1; >sp|P0DTD1|1231-1359_SARSCoV2- macro2; >sp|P0DTD1|1367-1494_SARSCoV-macro3; >sp|Q9WC28|775-921_HEV-macro; >sp|K9N7C7|1110-1276_MERS-macro1; >sp|K9N7C7|1278-1404_MERS-macro2) przeanalizowano w CLUSTAL 2.1, a plik drzewa filogenetycznego przesłano do iTOL 6.6 w celu wygenerowania tego drzewa filogenetycznego [95].
4.4. PARP regulowane przez IFN jako czynniki ograniczające gospodarza
Jak już wspomniano, PARP12 ma podobną organizację domen jak PARP13, ale jego domena ART wykazuje aktywność enzymatyczną [16] (Rysunek 1). Chociaż PARP13 jest już znany ze swojej roli PRR we wrodzonej odpowiedzi immunologicznej, można postulować podobną funkcję PARP12 [11,96]. Jednakże wiązanie PARP12 z RNA nie zostało dotychczas potwierdzone eksperymentalnie, ale istnieją dowody pochodzące z rekrutacji PARP12 do SG [67,97,98]. SG to kondensaty wzbogacone w mRNA w wyniku zależnych od stresu kompleksów z zatrzymaną translacją i PAR [67,99]. Lokalizacja PARP12 w tych kondensatach zależy od jego domen ZnF i WWE, co sugeruje, że zdolność do potencjalnego wiązania zarówno RNA, jak i PAR prowokuje lokalizację PARP12 do SG [97,98]. Warto zauważyć, że podobnie jak wiązanie RNA, wiązanie PAR przez domenę WWE PARP12 nie zostało potwierdzone eksperymentalnie. Nie odkryto jeszcze funkcjonalnej roli PARP12 w granulkach biologicznych SG, ale ponieważ SG są omawiane jako odpowiedź pierwszego rzutu na infekcje wirusowe, regulacja i/lub modulacja tych kondensatów może być jednym ze sposobów przeciwwirusowego działania PARP12 [100 ] Warto podkreślić, że oprócz PARP13 i PARP12, jako białka SG zidentyfikowano również PARP14 i PARP15, przynajmniej w przypadku nadekspresji [67]. Interesujące będzie przeanalizowanie, czy PARP12, analogicznie do PARP13, reguluje obrót i/lub translację RNA i czy ogranicza się to do wirusowych RNA, czy też może mieć znaczenie dla mRNA gospodarza w zakażonych, a tym samym zestresowanych komórkach. Dodatkowy dowód na to, że PARP12 jest białkiem wiążącym RNA, wyprowadzono z niedawnych badań nad SARS-CoV-2. Identyfikacja czynników gospodarza oddziałujących z genomem RNA SARS-CoV-2 ujawniła, że PARP12 i PARP13 to białka oddziałujące [58,101].
Rzeczywiście, PARP12 zidentyfikowano jako czynnik restrykcyjny dla niektórych wirusów [81,102,103]. Jednym z omawianych potencjalnych mechanizmów jest ograniczanie replikacji alfawirusa poprzez modulację translacji komórkowej [102]. Po zakażeniu VEEV PARP12 wydaje się być złożony z rybosomami i kilkoma białkami, o których wiadomo, że odgrywają rolę w translacji [102]. Może to również zapewnić powiązanie z biologią SG i/lub modulacją tych kondensatów, ponieważ są one wzbogacane w zablokowane kompleksy translacyjne [100]. Ponadto PARP12 w rzeczywistości ogranicza replikację wirusa Zika (ZIKV) po interakcji z PARP11 za pośrednictwem ich domen WWE [104,105]. W tym przypadku efekt restrykcyjny pośredniczy promowanie PARylacji wirusowych białek niestrukturalnych NS1 i NS3, kierując je do degradacji proteasomów [104,105]. Przypomina to sposób działania pokazany dla PARP13.1 w odniesieniu do białek IAV pobudzanych przez PAR do degradacji proteasomów [62]. Ponownie, przypuszczalnie inne enzymy PARP są również zaangażowane w ten proces, ponieważ PARP12 nie jest katalizowana ani przez PARP11, ani przez PARP11 [72]. PARP11 zidentyfikowano jako regulator sygnalizacji IFN. Wykazano, że katalizuje MARilację -TrcP, ligazy ubikwityny E3. Powoduje to późniejszą ubikwitynację i obrót IFN/receptora 1 (IFNAR1), co wskazuje na kontrolę zwrotną sygnalizacji IFN przez PARP11 [106]. PARP9, wraz z PARP14 i PARP15, jest jednym z PARP zawierających makrodomenę [16] (rysunek 1). Jednak do chwili obecnej nie zostało w pełni wyjaśnione, czy PARP9 ma działanie rybozylujące ADP, czy też nie [16]. Zidentyfikowano makrodomeny PARP9, które wiążą PAR, umożliwiając kolokalizację PARP9 z enzymem PARylującym PARP1 po uszkodzeniu DNA [107,108]. Ponadto omówiono przeciwwirusową rolę PARP9. W komórkach dendrytycznych wirus grypy A, wirus RNA o ujemnej nici, indukuje ekspresję PARP9 [15]. Co więcej, Xing i współpracownicy zgłosili ochronne działanie PARP9 przeciwko wirusowi pęcherzykowego zapalenia jamy ustnej o ujemnym sensie RNA i reowirusowi dsRNA u myszy, podczas gdy efekt ten nie występuje w przypadku wirusa DNA opryszczki pospolitej typu 1 (HSV-1 ) [15]. Odkryli, że pierwsza makrodomena PARP9 jest niezbędna do wiązania wirusowego dsRNA o długości od 1100 par zasad (bp) do 1400 bp (Tabela 1). Ponadto PARP9 w znacznym stopniu przyczynia się do wytwarzania IFN typu I poprzez aktywację szlaku sygnałowego kinazy fosfoinozytydowej/kinazy białkowej B (PI3K/AKT) [15]. Jednak w wielu procesach PARP9 tworzy heterodimer z ligazą ubikwitynową E3 usuwającą ligazę ubikwitynową E3 L (DTX3L). Razem odgrywają rolę w naprawie uszkodzeń DNA i obronie przeciwwirusowej [15,108]. Heterodimer DTX3L/PARP9 jest zdolny do selektywnej MARylacji ubikwityny [108]. Autorzy sugerują, że modyfikacja ta zależy od aktywności katalitycznej PARP9 [108]. Russo i współpracownicy odkryli, że heterodimer DTX3L/PARP9 odgrywa kluczową rolę w rybozylacji ADP indukowanej indukcją ISG. Wydaje się, że jest to niezależne od samej aktywności PARP9, co sugeruje potencjalny przesłuch z innymi MARylującymi PARP lub skoordynowane działanie tych białek. Wzrost ogólnej MARilacji jest odwracany przez aktywność hydrolazy makrodomeny nsP3 SARS-CoV-21 [109,110]. W 2016 roku Iwata i współpracownicy odkryli, że przetwornik sygnału i aktywator transkrypcji 1 (STAT1) i STAT6 są rybozylowane przez ADP in vitro przez PARP14, proces tłumiony przez PARP9. Twierdzili ponadto, że fosforylacja STAT1 jest hamowana przez rybozylację ADP STAT1 za pośrednictwem PARP14 [111]. Dodatkowo zaobserwowano przeciwzapalną rolę PARP14 w makrofagach, promującą odpowiedź interleukiny (IL)-4 i tłumiącą odpowiedzi indukowane IFN [111]. Chociaż praca ta spotkała się z ostrą krytyką [112], przynajmniej interakcja PARP9-PARP14 została potwierdzona w eksperymentach z koimmunoprecypitacją przeprowadzonych przez inne grupy [113]. Grunewald i współpracownicy sugerują, że PARP14 może regulować odpowiedź IFN zarówno w zależności od rybozylacji ADP, jak i niezależnie od jego aktywności katalitycznej [114]. Ponadto zaobserwowali zwiększoną replikację wirusa mysiego zapalenia wątroby (MHV) w eksperymentach z hamowaniem i knockdownem Parp14, co sugeruje przeciwwirusowe właściwości PARP14 [114]. W eksperymentach z sieciowaniem wirusowym i oczyszczaniem w fazie stałej (VIR-CLASP) dla wirusa Chikungunya (CHIKV), zidentyfikowano PARP14 i PARP9 jako interakcje CHIKV-RNA [115]. Natomiast badanie interakcyjne genomu IAV nie ujawniło interakcji żadnego z mono-ARTD [115]. PARP14 ma trzy makrodomeny, a donoszono, że makro2 i makro3 wiążą się z MARylowanym PARP10, ale wydają się pozbawione aktywności hydrolazy i dlatego są uważane za czytniki MARylacji [75]. Co ciekawe, opisano, że makrodomena 1 PARP14 przypomina, przynajmniej na poziomie sekwencji, makrodomenę SARS-CoV-2 (ryc. 2) [116,117]. PARP14 jest największym z enzymów PARP i ma na N-końcu motyw rozpoznawania RNA (RRM), po którym następuje długi, wewnętrznie nieuporządkowany region, którego funkcja jest jeszcze nieznana [118]. PARP14 wiąże się z 3'UTR mRNA czynnika tkankowego w synergii z tristetraproliną (TTP) po stymulacji lipopolisacharydem (LPS) (Tabela 1) [119]. Jednakże, które domeny PARP14 biorą udział w tej interakcji lub czy rybozylacja ADP za pośrednictwem PARP14- przyczynia się do tej interakcji, pozostaje do ustalenia [119]. Riley i współpracownicy donieśli także o wiązaniu kwasu nukleinowego przez PARP14, którzy odkryli dwa domniemane motywy DNA rozpoznawane przez PARP14 (Tabela 1). Motywy te są obecne w regionie promotora interleukiny-4 (Il-4) i Il-5, a PARP14 wydaje się odgrywać rolę w ekspresji cytokin pomocniczych T typu 2 (Th2) [ 120]. Potwierdzają to dodatkowo ustalenia dotyczące roli PARP14 w reakcjach alergicznych u myszy [121]. Stwierdzono, że PARP14 jest zlokalizowany głównie w cytozolu i przemieszcza się do jądra po leczeniu LPS [113]. Wydaje się, że bierze także udział w translokacji innych białek do jądra, zwłaszcza tych, które są indukowalne przez IFN [113]. PARP10 ulega silnej ekspresji w komórkach krwiotwórczych, co potwierdza funkcjonalną rolę we wrodzonej odporności [122]. Wykazano, że podobnie jak PARP12, PARP10 ogranicza replikację wirusa [81,102,103]. Atasheva i wsp. wykazali, że ekspresja PARP10 z drugiego promotora subgenomowego w genomie VEEV powoduje zahamowanie translacji [102]. Jednakże sposób, w jaki PARP10 zakłóca tłumaczenie, pozostaje otwarty. Podobnie, nie jest jasne, czy ta możliwa modulacja translacji ma wpływ na jego działanie przeciwwirusowe.
Tabela 1. Przegląd sposobów wiązania RNA przez klasyczne PRR i PARP regulowane przez IFN.
Ostatnio zidentyfikowano niestrukturalne białko (nsP) 2 CHIKV jako substrat PARP10. MARylacja upośledza aktywność proteolityczną nsP2, która jest niezbędna do replikacji [81]. NSP CHIKV ulegają translacji jako poliproteiny wymagające przetworzenia na indywidualne nP, które następnie tworzą funkcjonalny kompleks replikacyjny [123]. Zatem na aktywność przeciwwirusową PARP10 może przynajmniej częściowo wpływać modyfikacja i regulacja białek wirusowych. Co ciekawe, MARylację CHIKV-nsP2 zaobserwowano jedynie podczas naśladowania infekcji wirusowej poprzez transfekcję replikonu RNA transkrybowanego in vitro. Oparta na plazmidzie koekspresja GFP-nsP2 i PARP10 nie była wystarczająca do indukcji MARylacji [81]. Podobne wyniki zaobserwowano podczas badania rybozylacji ADP w kontekście zakażenia wirusem mysiego zapalenia wątroby (MHV), czyli koronawirusem. Stwierdzono, że białko nukleokapsydu (N) MHV ulega rybozylacji ADP dopiero po zakażeniu MHV i nie ulega modyfikacji w przypadku ekspresji egzogennej w komórkach [80]. Odkrycia te sprzyjają spekulacjom. Czy obecność wirusowego RNA jest konieczna do pełnej aktywacji PARP10, a także innych PARP? N-końcowo PARP10 posiada dwa RRM w pobliżu N-końca. Następnie następuje wewnętrznie nieuporządkowana domena bogata w glicynę (ryc. 1). Należy zbadać, czy umożliwiają one wiązanie kwasu nukleinowego, aby odpowiedzieć na pytanie, czy PARP10 może działać jako PRR. Jak wskazano powyżej, RNA zidentyfikowano jako substrat dla MARylacji [83,84,124,125]. Wyizolowane domeny katalityczne PARP10, jak również PARP15 są zdolne do MARilowania końcowego 50-fosforanu ssRNA in vitro. Jednak pełnej długości warianty tych białek nie wykazały tego efektu in vitro [83,84]. ADP-rybozylotransferaza zidentyfikowana w MARylate RNA jako białko pełnej długości in vitro i w komórkach to TRPT-1. Wykazano, że MARilacja 50 -P-RNA zapobiega translacji [84].
4,5. Perspektywa PARP regulowanych przez IFN jako czujniki wirusowego RNA
cistanche tubulosa – poprawiają układ odpornościowy
Co można wyciągnąć z tych ustaleń? Całkiem jasne, że PARP biorą udział w obronie przeciwwirusowej. Istnieje coraz więcej dowodów łączących ten podzbiór enzymów PARP reagujących na IFN z odpornością wrodzoną, jak podsumowano w ostatnich przeglądach [16,109,118]. Ponieważ jednak jest to dość wyłaniająca się i szybko rozwijająca się dziedzina badań, istnieje wiele otwartych pytań, na które należy odpowiedzieć i które wymagają odpowiedzi. Oprócz indukcji przez IFN prawie nie rozumiemy, w jaki sposób regulowana jest ekspresja tych genów PARP i funkcja kodowanych białek. Jak regulowana jest ich aktywność katalityczna? Czy potrzebna jest precyzyjna regulacja działania MAR? W jaki sposób osiąga się obrót tych białek? Jakie są funkcje różnorodnych domen białkowych, w które wyposażone są te białka PARP? Czy istnieje przesłuch między tymi różnymi domenami i, co za tym idzie, czy zapewniają one funkcjonalność oddzieloną od działalności MAR? Co więcej, w jaki sposób poszczególne enzymy współdziałają, aby przyczynić się do ustanowienia silnej odpowiedzi przeciwwirusowej? Czym są cząsteczki substratu (białko lub kwasy nukleinowe) umożliwiające dostrojenie odpowiedzi immunologicznej na jeden lub drugi patogen? Jak osiąga się specyficzność? W tej ostatniej części lubimy spekulować na temat możliwych odpowiedzi na te pytania. Na podstawie organizacji ich domen (ryc. 1) spekulujemy, że ten podzbiór PARP oddziałuje z obcymi, ale prawdopodobnie także komórkowymi kwasami nukleinowymi. Wirusowe RNA wykazują wiele struktur drugorzędowych, które wraz z sekwencją i/lub modyfikacją RNA mogą pozwolić na rozpoznanie i wiązanie [126,127]. Te złożone struktury drugorzędowe, zlokalizowane głównie w 5'UTR i 3'UTR wirusowych RNA, chronią je przed rozpoznaniem przez wiele czujników ssRNA [128]. Ponadto wirusy wykształciły różne strategie, takie jak wyrywanie czapeczki (kradzież czapeczki z mRNA gospodarza) lub imitacja czapeczki w celu uniknięcia rozpoznania przez klasyczne PRR [129]. Można więc sobie wyobrazić, że w grę wchodzą PARP, takie jak PARP9 (rysunek 3). Wiążąc RNA, mogą pomóc w aktywacji klasycznych PRR, jak wykazano dla PARP13 w połączeniu z RIG-I [11].
Rycina 3. PARP regulowane przez IFN jako czujniki obcego RNA i możliwe konsekwencje tej interakcji.
Bezpośredni związek z aktywacją inflamasomu nie został jeszcze wyjaśniony, ale NLRP3, który jest aktywowany na szerokim zakresie RNA, w pełni opiera się na białkach pomocniczych, ponieważ nie ma wewnętrznej zdolności wiązania RNA [49]. W takich scenariuszach PARP mogłyby zacząć wykrywać kwasy nukleinowe i w konsekwencji wiązać się z aktywacją PRR i pośredniczyć w niej. Można to kontrolować za pomocą MARylacji. Rzeczywiście, wykazano już rybozylację ADP NLRP3. PARylacja przez PARP1 przyczynia się do jego aktywacji i późniejszego składania inflamasomu [130]. Wykazano, że dalsza MARylacja NLRP3 przez toksyny bakteryjne przyczynia się do aktywacji inflamasomu [131]. Interesujące będzie sprawdzenie, czy PARP regulowane przez IFN mogą łączyć wykrywanie RNA i aktywację inflamasomu i czy jest to niezależne od MARylacji. Wiązanie RNA może wywołać aktywację enzymów PARP i przyczynić się do specyficzności, jak sugerują ustalenia dotyczące CHIKV-nsP2 lub białka N MHV (ryc. 3) [80,81]. W badaniach tych modyfikację białek wirusowych można było zaobserwować dopiero po zakażeniu, a tym samym obecność wirusowego RNA. Koncepcja aktywacji enzymu zależnej od kwasu nukleinowego jest od dawna znana w przypadku PARP1, który jest w pełni aktywowany dopiero w obecności naciętego DNA w wyniku przesłuchu pomiędzy ZnF III a domeną ART [132]. Taki przesłuch domenowy można sobie wyobrazić również w przypadku PARP regulowanych przez IFN. Inny sposób aktywacji, choć obecnie wysoce spekulacyjny, może być porównywalny do sposobu aktywacji RIG-I [25]. RRM i długi, wewnętrznie nieuporządkowany region bogaty w glicynę obecny w PARP10 i PARP14 mogą przyczyniać się do nieaktywnej konformacji, która otwiera się, gdy białka oddziałują z RNA (Rysunek 3). Taka bardziej otwarta konformacja mogłaby następnie umożliwić aktywność katalityczną i/lub rozpoznanie substratów. Dlatego interesujące będzie wyjaśnienie, czy takie interakcje wewnątrzcząsteczkowe zachodzą i w jaki sposób są one regulowane. Ponadto ostatnio omawiano rozwiązłość enzymów PARP [133]. Rozwiązłość można przezwyciężyć dzięki kofaktorom. Na przykład HPF-1 kieruje aktywność PARP1 w stronę modyfikacji seryny, a omawiano, że DTX3L nadaje aktywność katalityczną PARP9 [108,134]. Ciekawym pomysłem jest to, że oprócz białek działających jako kofaktory, RNA może również przenosić specyficzność, zmieniając w ten sposób potencjalny repertuar substratów (Rysunek 3). Myśląc o tym głębiej, wiązanie RNA może również skutkować specyficzną modyfikacją substratu zamiast automodyfikacji. Ponadto wykazano, że hamowanie aktywności katalitycznej niektórych PARP zwiększa ich stabilność, co wskazuje, że automodyfikacja powoduje degradację proteasomów [82]. Zatem wiązanie RNA tych PARP może zmniejszyć automodyfikację ze względu na zmiany w specyficzności substratu, promując w ten sposób stabilność PARP reagujących na IFN. Ten wzrost białka może być ważny dla zwiększenia zdolności komórkowej do rozpoznawania kwasów nukleinowych patogenu. Co więcej, po ustąpieniu stresu infekcyjnego i wyeliminowaniu obcego RNA z komórek, PARP powrócą do automatycznej modyfikacji, sprzyjając ich degradacji. Zatem taki scenariusz początkowo wzmacniałby, a następnie uczestniczył w terminowym wyłączeniu wrodzonej odpowiedzi immunologicznej, zapobiegając w ten sposób toksycznym efektom wynikającym z przekroczenia odporności. Zdolność enzymów PPARP do wiązania RNA może zakłócać translację wirusa. Na przykład alfawirusy zawierają wysoką zawartość CpG i dlatego są rozpoznawane i atakowane przez PARP13 [129]. Z kolei wykazano, że PARP13 oddziałuje z eukariotycznym czynnikiem inicjacji translacji 4G (eIF-4G) i eIF-4A [129]. PARP powiązane z makrodomenami mogą zakłócać translację RNA SARS-CoV-2. nsP3 SARS-CoV-2 lokalizuje się w pęcherzykach dwubłonowych pochodzących z ER [60]. Wykazano, że SUD nsP3, składający się z dwóch makrodomen wirusowych i domeny poprzedzającej proteazę ubikwitynopodobną 2 (Ubl2) i proteazę papainopodobną 2 (PL2pro) (DPUP), oddziałuje z rybosomami i białkiem wiążącym poliadenylan 1 ( PAIP1) [128]. Uważa się, że ta interakcja ma kluczowe znaczenie dla translacji wirusa. Ponadto wiadomo, że makrodomeny w SUD są zdolne do wiązania kwadrupleksów G, a w przypadku makro3 prawdopodobnie poli-A [128]. Wiązanie wirusowego RNA z makrodomenami nsP3 SUD może również chronić je przed rozpoznaniem przez ludzkie makrodomeny. Jednak to założenie jest nadal raczej niejasne, ponieważ nie wykazano jeszcze, że wirusowy RNA wiąże się z MD CoV-2 SUD, ani że ludzkie MD będą w stanie tutaj oddziaływać z wirusowym RNA. Alternatywnie makrodomeny wirusowe mogą wiązać się z mRNA gospodarza i w ten sposób utrudniać ich translację razem z nsP1 [128]. Jednakże w obu przypadkach interesujące jest również odnotowanie bliskości wirusowego makro1 sąsiadującego z N-końcem SUD. Makro1 ma aktywność hydrolazy, co sugeruje, że rybozylacja PARP lub ADP bierze udział w atenuowaniu wirusów poprzez zakłócanie ich translacji [135]. Sam wirusowy RNA może być substratem (ryc. 3). Badania in vitro nie wykazały MARylacji przez pełnej długości PARP10 lub PARP15 [84]. Jednakże, biorąc pod uwagę sztuczny charakter odcinka 5'-P-RNA stosowanego w tych eksperymentach in vitro, nie można wykluczyć modyfikacji RNA przez enzymy PARP. Ponownie, motywy strukturalne i/lub sekwencyjne RNA mogą być ważne dla wiązania i zmiany aktywności i/lub specyficzności MARylacji, aspekty które zostaną wyjaśnione w przyszłych badaniach. RNA może również pośredniczyć w interakcji i współpracy między PARP. Wydaje się, że kilka z tych PARP, przynajmniej w przypadku nadekspresji, tworzy kondensaty w komórkach [136]. RNA odgrywa ważną rolę jako rusztowanie w wielu kondensatach. MARylacja może, oprócz RNA, pozwolić na rekrutację tych PARP do takich kondensatów. Na podstawie badań z TARG1 wydaje się, że wiązanie RNA i wiązanie APD-rybozy nie wykluczają się, co sugeruje, że makrodomeny mogą być zdolne do jednoczesnego rozpoznawania sygnałów MAR i RNA [86). Po tej raczej spekulatywnej koncepcji PARP jako czujników obcego RNA i potencjalnych konsekwencji interakcji z RRNA, pozostaje jeszcze jedno oczywiste pytanie, na które należy odpowiedzieć. Czy PARP regulowane przez IFN wymagają ścisłych regulacji? Ponieważ biorą udział w odporności wrodzonej, czy deregulacja lub mutacje aktywujące łączą PARP z chorobami autoimmunologicznymi? Warto również zauważyć, że enzymy PARP mogą działać jak miecz obosieczny, nie tylko odgrywając rolę przeciwwirusową, ale także mogą być wykorzystywane przez niektóre wirusy. Jednym z takich kandydatów może być PARP11, jako przeciwwaga dla sygnalizacji IFN [106].
cistanche tubulosa – poprawiają układ odpornościowy
5. Wnioski
W ciągu ostatnich lat uzyskano kilka dowodów wskazujących, że podzbiór MARylujących ARTD odgrywa rolę we wrodzonej odporności. W przypadku białek, a ostatnio także RNA, będących substratami potencjalnych mechanizmów MARilacji, omawiane i oceniane jest to, w jaki sposób wpływają one na silną odpowiedź przeciwwirusową. Oprócz domeny ART i modulacji przez aktywność katalityczną, potencjalne role różnych innych domen, w które wyposażone są PARP regulowane przez IFN, stają się przedmiotem zainteresowania ze względu na ich możliwy wkład w działania przeciwwirusowe. Z pewnością jesteśmy dalecy od zrozumienia niezbędnych szczegółów funkcji tych białek PARP, aby narysować kompleksowy obraz ich zaangażowania w odporność wrodzoną. Niemniej jednak w tym przeglądzie przedstawiamy możliwości, w jaki sposób dodatkowe domeny poza domeną ART mogą przyczyniać się do wrodzonej sygnalizacji immunologicznej. Uzyskanie pełniejszego zrozumienia ich funkcji i interakcji z czynnikami wirusowymi i gospodarzami, zarówno białkowymi, jak i RNA, z pewnością zdefiniuje nowe punkty wyjścia dla interwencji farmakologicznej.
Bibliografia
1. Carty, M.; Facet, C.; Bowie, AG Wykrywanie infekcji wirusowych poprzez wrodzoną odporność. Biochemia. Farmakol. 2021, 183, 114316. [CrossRef] [PubMed]
2. Chow, Teksas; Gale, M., Jr.; Loo, YM RIG-I i inne czujniki RNA w odporności przeciwwirusowej. Annu. Ks. Immunol. 2018, 36, 667–694. [CrossRef] [PubMed]
3. Powiedział, EA; Tremblay, N.; Al-Balushi, MS; Al-Jabri, AA; Lamarre, D. Wirusy widziane przez nasze komórki: rola czujników wirusowego RNA. J. Immunol. Rozdzielczość 2018, 2018, 9480497. [CrossRef] [PubMed]
4. Fitzgerald, Kalifornia; Kagan, JC Receptory Toll-podobne i kontrola odporności. Komórka 2020, 180, 1044–1066. [Odniesienie]
5. Hopfner, KP; Hornung, V. Mechanizmy molekularne i funkcje komórkowe sygnalizacji cGAS-STING. Nat. Wielebny Mol. Biol Komórkowy. 2020, 21, 501–521. [Odniesienie]
6. Lugrin, J.; Martinon, F. Inflamasom AIM2: czujnik patogenów i zaburzeń komórkowych. Immunol. Obj. 2018, 281, 99–114. [Odniesienie]
7. Rehwinkel, J.; Gack, MU Receptory podobne do RIG-I: ich regulacja i rola w wykrywaniu RNA. Nat. Ks. Immunol. 2020, 20, 537–551. [Odniesienie]
8. Zhao, C.; Zhao, W. NLRP3 Inflammasom – kluczowy gracz w odpowiedziach przeciwwirusowych. Przód. Immunol. 2020, 11, 211. [Odn.Krzyż]
9. Schlee, M.; Hartmann, G. Odróżnianie siebie od obcego w wykrywaniu kwasów nukleinowych. Nat. Ks. Immunol. 2016, 16, 566–580. [Odniesienie]
10. Schwartz,SL; Conn, GL Regulacja RNA przeciwwirusowej syntetazy białkowej 20 -50 -oligoadenylowej. Wiley Interdyscyplinarny. Rev. RNA 2019, 10, e1534. [Odniesienie]
11. Ficarelli, M.; Neil, SJD; Swanson, CM Ukierunkowane ograniczenie ekspresji i replikacji genów wirusa przez system przeciwwirusowy ZAP. Annu. Wielebny Virol. 2021, 8, 265–283. [Odniesienie]
12. Oshiumi, H.; Kouwaki, T.; Seya, T. Czynniki dodatkowe czujników cytoplazmatycznego wirusowego RNA wymagane do wrodzonej odpowiedzi odpornościowej przeciwwirusowej. Przód. Immunol. 2016, 7, 200. [Odn.Krzyżowe]
13. Su, C.; Tang, YD; Zheng, C. Helikazy DExD/H-box: Wielofunkcyjne regulatory wrodzonej odporności przeciwwirusowej. Komórka. Mol. Nauka życia. 2021, 79, 2. [Odn.Krzyż]
14. Williams, FP; Haubrich, K.; Perez-Borrajero, C.; Hennig, J. Pojawiające się role wiązania RNA w rodzinie ligaz ubikwitynowych TRIM. Biol. Chem. 2019, 400, 1443–1464. [Odniesienie]
15. Xing, J.; Zhang, A.; Du, Y.; Kieł, M.; Minze, LJ; Liu, YJ; Li, XC; Zhang, Z. Identyfikacja polimerazy poli(ADP-rybozy) 9 (PARP9) jako niekanonicznego czujnika wirusa RNA w komórkach dendrytycznych. Nat. komuna. 2021, 12, 2681. [Odn.Krzyż]
16. Luscher, B.; Verheirstraeten, M.; Krieg, S.; Korn, P. Wewnątrzkomórkowe mono-ADP-rybozylotransferazy na interfazie gospodarz-wirus. Komórka. Mol. Nauka życia. 2022, 79, 288. [Odn. krzyżowe]
17. Duan, T.; Du, Y.; Xing, C.; Wang, HY; Wang, Sygnalizacja receptora płatkowego RF i jego rola w odporności komórkowej. Przód. Immunol. 2022, 13, 812774. [Odn. krzyżowe]
18. Lind, NA; Rael, Wirginia; Pestal, K.; Liu, B.; Barton, GM Regulacja receptorów Toll-podobnych wykrywających kwasy nukleinowe. Nat. Ks. Immunol. 2022, 22, 224–235. [Odniesienie]
19. Vierbuchen, T.; Stein, K.; Heine, H. RNA zbiera żniwo: wpływ specyficznych dla RNA receptorów Toll-podobnych na zdrowie i choroby. Alergia 2019, 74, 223–235. [Odniesienie]
20. Crossley, poseł; Piosenka, C.; Bocek, MJ; Choi, JH; Kousorous, J.; Sathirachinda, A.; Lin, C.; Brickner, JR; Bai, G.; Lans, H.; i in. Hybrydy cytoplazmatycznego RNA-DNA pochodzące z pętli R aktywują odpowiedź immunologiczną. Natura 2023, 613, 187–194. [Odniesienie]
21. Wongsurawat, T.; Gupta, A.; Jenjaroenpun, P.; Owens, S.; Forrest, JC; Nookaew, I. Analiza sekwencji tworzących pętlę R w tysiącach genomów wirusowych Identyfikacja nowego wspólnego elementu w wirusach opryszczki. Nauka. Rep. 2020, 10, 6389. [CrossRef] [PubMed]
22. Tanji, H.; Ohto, U.; Shibata, T.; Taoka, M.; Yamauchi, Y.; Isobe, T.; Miyake, K.; Shimizu, T. Receptor podobny do Toll 8 wyczuwa produkty degradacji jednoniciowego RNA. Nat. Struktura. Mol. Biol. 2015, 22, 109–115. [CrossRef] [PubMed]
23. Zhang, Z.; Ohto, U.; Shibata, T.; Krayukhina, E.; Taoka, M.; Yamauchi, Y.; Tanji, H.; Isobe, T.; Uchiyama, S.; Miyake, K.; i in. Analiza strukturalna ujawnia, że receptor Toll-podobny 7 jest podwójnym receptorem dla guanozyny i jednoniciowego RNA. Immunitet 2016, 45, 737–748. [CrossRef] [PubMed]
24. Thoresen, D.; Wang, W.; Galls, D.; Guo, R.; Xu, L.; Pyle, AM Molekularny mechanizm aktywacji i sygnalizacji RIG-I. Immunol. Obj. 2021, 304, 154–168. [CrossRef] [PubMed]
25. Wang, W.; Pyle, AM Receptor RIG-I przyjmuje dwie różne konformacje w celu odróżnienia gospodarza od wirusowych ligandów RNA. Mol. Komórka 2022, 82, 4131–4144.e6. [Odniesienie]
26. Berke, IC; Li, Y.; Modis, Y. Strukturalne podstawy wrodzonego rozpoznawania immunologicznego wirusowego RNA. Komórka. Mikrobiol. 2013, 15, 386–394. [Odniesienie]
27. Bruns, AM; Horvath, CM Synergia LGP2 z MDA5 w rozpoznawaniu RNA za pośrednictwem RLR i sygnalizacji przeciwwirusowej. Cytokina 2015, 74, 198–206. [Odniesienie]
28. Wu, B.; Peisley, A.; Richards, C.; Yao, H.; Zeng, X.; Lin, C.; Chu, F.; Walz, T.; Hur, S. Strukturalne podstawy rozpoznawania dsRNA, tworzenia włókien i aktywacji sygnału przeciwwirusowego przez MDA5. Komórka 2013, 152, 276–289. [Odniesienie]
29. Satoh, T.; Kato, H.; Kumagai, Y.; Yoneyama, M.; Sato, S.; Matsushita, K.; Tsujimura, T.; Fujita, T.; Akira, S.; Takeuchi, O. LGP2 jest pozytywnym regulatorem odpowiedzi przeciwwirusowych, w których pośredniczy RIG-I i MDA5-. Proc. Natl. Acad. Nauka. USA 2010, 107, 1512–1517. [Odniesienie]
30. Zhu, Z.; Zhang, X.; Wang, G.; Zheng, H. Laboratorium genetyki i fizjologii 2: Pojawiające się spostrzeżenia na temat kontrowersyjnych funkcji tego receptora podobnego do RIG-I. BioMed Res. Wewnętrzne 2014, 2014, 960190. [Odn.Krzyżowe]
31. Sanchez David, RY; Combredet, C.; Sismeiro, O.; Dillies, MA; Jagla, B.; Coppee, JY; Mura, M.; Guerbois Galla, M.; Despres, P.; Tangy, F.; i in. Analiza porównawcza sygnatur wirusowego RNA na różnych receptorach typu RIG-I. Elife 2016, 5, e11275. [Odniesienie]
32. Ren, X.; Linehan, MM; Iwasaki, A.; Pyle, AM RIG-I selektywnie dyskryminuje 50 -monofosforanowy RNA. Cell Rep. 2019, 26, 2019–2027.e2014. [Odniesienie]
33. Li, X.; Liu, CX; Xue, W.; Zhang, Y.; Jiang, S.; Yin, QF; Wei, J.; Yao, RW; Yang, L.; Chen, LL Skoordynowana biogeneza i funkcja circRNA z NF90/NF110 w infekcji wirusowej. Mol. Komórka 2017, 67, 214–227.e217. [Odniesienie]
34. Saito, T.; Owen, DM; Jiang, F.; Marcotrigiano, J.; Gale, M., Jr. Odporność wrodzona indukowana przez zależne od składu rozpoznawanie przez RIG-I RNA wirusa zapalenia wątroby typu C. Natura 2008, 454, 523–527. [Odniesienie]
35. Schnell, G.; Loo, YM; Marcotrigiano, J.; Gale, M., Jr. Skład urydyny przewodu poli-U/UC RNA HCV definiuje brak samorozpoznania przez RIG-I. PLoS Pathog. 2012, 8, e1002839. [Odniesienie]
36. Peisley, A.; Jo, MH; Lin, C.; Wu, B.; Orme-Johnson, M.; Walz, T.; Hohng, S.; Hur, S. Kinetyczny mechanizm dyskryminacji długości wirusowego dsRNA przez włókna MDA5. Proc. Natl. Acad. Nauka. USA 2012, 109, E3340–E3349. [Odniesienie]
37. Peisley, A.; Lin, C.; Wu, B.; Orme-Johnson, M.; Liu, M.; Walz, T.; Hur, S. Wspólny montaż i dynamiczny demontaż włókien MDA5 do rozpoznawania wirusowego dsRNA. Proc. Natl. Acad. Nauka. USA 2011, 108, 21010–21015. [Odniesienie]
38. Pippig, Da; Hellmuth, JC; Cui, S.; Kirchhofer, A.; Lammens, K.; Lammens, A.; Schmidt, A.; Rothenfusser, S.; Hopfner, KP Domena regulatorowa rodziny RIG-I ATPaza LGP2 wykrywa dwuniciowy RNA. Kwasy nukleinowe Res. 2009, 37, 2014–2025. [Odniesienie]
39. Uchikawa, E.; Lethier, M.; Malet, H.; Brunel, J.; Gerlier, D.; Cusack, S. Analiza strukturalna wiązania dsRNA z receptorami rozpoznawania wzorców przeciwwirusowych LGP2 i MDA5. Mol. Komórka 2016, 62, 586–602. [Odniesienie]
40. Lemaire, Pensylwania; Anderson, E.; Lary, J.; Cole, JL Mechanizm aktywacji PKR przez dsRNA. J. Mol. Biol. 2008, 381, 351–360. [Odniesienie]
41. Zheng, X.; Bevilacqua, PC Aktywacja kinazy białkowej PKR przez krótkie dwuniciowe RNA z jednoniciowymi ogonami. RNA 2004, 10, 1934–1945. [CrossRef] [PubMed]
42. Nallagatla, Republika Południowej Afryki; Hwang, J.; Toroney, R.; Zheng, X.; Cameron, CE; Bevilacqua, PC 50 -Zależna od trifosforanów aktywacja PKR przez RNA z krótkimi pętlami macierzystymi. Nauka 2007, 318, 1455–1458. [CrossRef] [PubMed]
43. Cole, JL Aktywacja PKR: sprawa otwarta i zamknięta? Trendy Biochem. Nauka. 2007, 32, 57–62. [CrossRef] [PubMed]
44. Donovan, J.; Dufner, M.; Korennykh, A. Strukturalne podstawy nadzoru cytozolowego dwuniciowego RNA przez ludzką syntetazę oligoadenylanową 1. Proc. Natl. Acad. Nauka. USA 2013, 110, 1652–1657. [Odniesienie]
45. Ibsen, MS; Gad, HH; Thavachelvam, K.; Boesen, T.; Despres, P.; Hartmann, R. Enzymy 20 -50 -syntetazy oligoadenylowej 3 silnie syntetyzują 20 -50 -oligoadenylany wymagane do aktywacji RNazy L. J. Wirol. 2014, 88, 14222–14231. [Odniesienie]
46. Koul, A.; Deo, S.; Booy, PE; Orriss, Georgia; Genung, M.; McKenna, SA Wpływ charakterystyki dwuniciowego RNA na aktywację ludzkiej 20 -50 -syntetazy oligoadenylanowej 2 (OAS2). Biochemia. Komórka. Biol. 2020, 98, 70–82. [Odniesienie]
47. Huang, H.; Zeqiraj, E.; Dong, B.; Jha, BK; Duffy, Nowy Meksyk; Orlicky, S.; Thevakumaran, N.; Talukdar, M.; Pillon, MC; Ceccarelli, DF; i in. Dimeryczna struktura pseudokinazy RNazy L związanej z 2-5A ujawnia podstawę aktywności przeciwwirusowej indukowanej interferonem. Mol. Komórka 2014, 53, 221–234. [Odniesienie]
48. Mężczyzna, SM; Karki, R.; Kanneganti, TD AIM2 inflamasom w infekcjach, nowotworach i autoimmunizacjach: rola w wykrywaniu DNA, stanach zapalnych i odporności wrodzonej. EUR. J. Immunol. 2016, 46, 269–280. [Odniesienie]
49. Xiao, TS Inflammasomy wykrywające kwasy nukleinowe. Immunol. Obj. 2015, 265, 103–111. [Odniesienie]
50. Kumar, V. Trójca cGAS, TLR9 i ALR Strażnicy galaktyki komórkowej przeciwko własnemu DNA pochodzącemu od gospodarza. Przód. Immunol. 2020, 11, 624597. [Odn.Krzyż]
51. Krupina, K.; Goginaszwili, A.; Cleveland, DW Przyczyny i konsekwencje mikrojąder. Aktualny Opinia. Biol Komórkowy. 2021, 70, 91–99. [Odniesienie]
52. Bohn, JA; DaSilva, J.; Kharytonchyk, S.; Mercedes, M.; Vosters, J.; Telesnitsky, A.; Hatziioannou, T.; Smith, JL Elastyczność w wiązaniu kwasów nukleinowych ma kluczowe znaczenie dla aktywności przeciwwirusowej APOBEC3H. J. Wirol. 2019, 93, e01275-19. [Odniesienie]
53. Fullam, A.; Schroder, M. DExD/H-box Helikazy RNA jako mediatory wrodzonej odporności przeciwwirusowej i istotne czynniki gospodarza dla replikacji wirusa. Biochim. Biofizyka. Acta 2013, 1829, 854–865. [Odniesienie]
54. Canton, J.; Neculai, D.; Grinstein, S. Receptory zmiatające w homeostazie i odporności. Nat. Ks. Immunol. 2013, 13, 621–634. [Odniesienie]
55. Schwerk, J.; Soveg, FW; Ryan, AP; Thomas, KR; Hatfield, Los Angeles; Ozarkar, S.; Forero, A.; Kell, AM; Roby, JA; Zatem L.; i in. Izoformy białek wiążących RNA ZAP-S i ZAP-L mają różne funkcje przeciwwirusowe i immunologiczne. Nat. Immunol. 2019, 20, 1610–1620. [Odniesienie]
56. Hayakawa, S.; Shiratori, S.; Yamato, H.; Kameyama, T.; Kitattsuji, C.; Kashigi, F.; Idź do s.; Kameoka, S.; Fujikura, D.; Yamada, T.; i in. ZAPS jest silnym stymulatorem sygnalizacji, w której pośredniczy helikaza RNA RIG-I podczas odpowiedzi przeciwwirusowych. Nat. Immunol. 2011, 12, 37–44. [Odniesienie]