Podawanie in vivo konsorcjów bakterii jelitowych replikuje metabotypy A i B urolityny w modelu szczurzym niewytwarzającym urolitynyⅠ

Przez dziesięciolecia spożywanie elagotanin (ET) i kwasu elagowego (EA) wiązano z licznymi skutkami biologicznymi, w tym z działaniem przeciwutleniającym, przeciwnowotworowym, przeciwzapalnym, przeciwbakteryjnym i przeciwdziałającym replikacji wirusa HIV.1 Jednakże wchłanianie i biodostępność ET i EA są bardzo słabe. Poprzednie badania na ludziach wykazały, że wydalanie z moczem EA i EA-O-glukuronidu stanowi mniej niż 1% spożycia.2,3 Niemniej jednak, chociaż wchłanianie ET i EA jest niskie, są one dalej metabolizowane przez mikroflorę okrężnicy do urolityn (Uros), które są odpowiedzialne, przynajmniej częściowo, za korzystne działanie żywności bogatej w ET i (lub) EA.1,4

Kliknij, aby uzyskać środek przeczyszczający

Najpierw EA jest uwalniany w wyniku hydrolizy wiązań estrowych ET przez enzym znany jako elagitannaza.5 EA ulega dalszej degradacji, tworząc pochodne 6H-dibenzo[b,d]pirano-6- zwane Uros. Ta kaskada reakcji rozpoczyna się od rozszczepienia pierścienia laktonowego przez enzym laktonazę, w wyniku czego powstaje kwas luteinowy, który jest następnie dekarboksylowany do pentahydroksy-Uro (Uro-M5). Kolejna dehydroksylacja przekształca go do tetrahydroksy-Uros (Uro-D, Uro-E i Uro-M6) i trihydroksy-Uros (Uro-C, UroM7 i Uro-G), aby ostatecznie dać dihydroksy-Uros (Uro-A iisoUro-A) i monohydroksy-Uro (Uro-B), przy czym ten ostatni jest powszechnie wykrywany gdy produkowany jest również isoUro-A.1

Duża zmienność profili metabolicznych Uro wykryta u ludzi po spożyciu pokarmów bogatych w ET wskazuje na różnice międzyosobnicze w mikroflorze okrężnicy odpowiedzialnej za degradację ET.6-8 Liczne możliwe interakcje między bakteriami okrężnicy a organizmem gospodarzem mogą wyjaśniać różne losy metaboliczne pokarmów (poli) )fenole.6,9 Ta dwukierunkowa interakcja między mikroflorą jelitową a (poli)fenolami skłoniła społeczność naukową do pogrupowania populacji na podstawie ichfenotyp metaboliczny (typ metalu) w celu wyjaśnienia różnic w działaniu polifenoli.10,11 Dokładniej, zgodnie z metabolizmem ET i EA, jednostki można podzielić na urometabotypy (UM) związane ze składem i funkcjonalnością mikrobiomu jelitowego.7,8,12

W populacjach zachodnich i wschodnich opisano trzy ludzkie UM (UM-A, UM-B i UM-0) związane z trzema różnymi profilami produkcji Uro.13–15 Pod tym względem osobniki z metabotypem A (UM-A) wytwarzają kilka pośrednich Uros, ale tylko urolitynę A (Uro-A), główny wchłonięty Uro w tym UM, na końcu szlaku katabolizmu drobnoustrojów. Osobniki metabotypu B (UM-B) wytwarzają Uros pośredni i trzy końcowe Uros, tj. urolitynę B (Uro-B), urolitynę A (IsoUro-A) i Uro-A, które są głównymi Uros wchłoniętymi w UM-B. Dlatego też pośrednie Uros mogą działać głównie w jelicie, podczas gdy końcowe mogą mieć działanie miejscowe i ogólnoustrojowe6. Natomiast osoby z typem metalicznym 0 (UM-0) nie mogą wytwarzać tych końcowych Uros (jedynie dotychczas wykryto prekursor Urolithin-M5, który nie jest wchłaniany w jelitach).

Zaobserwowano różnice w profilach Uro pomiędzy UM i wzdłuż jelita grubego, wykazując dominującą produkcję Uro w dystalnej części okrężnicy.16–19 Co ciekawe, odsetek UM-0 u zdrowych ochotników z Hiszpanii i Chin wynosi około 10% i może być jeszcze wyższy u populacji USA.13–15 Zidentyfikowano bakterie z rodzaju Gordonibacter i Ellagibacter jako zdolne do metabolizowania EA do niektórych Uros.20–23 Jednakże stwierdzono, że niektóre produkty pośrednie (na przykład Uro-D, Uro-E, Uro- M7 i Uro-G) oraz końcowe Uros (Uro-A i Uro-B) nie są wytwarzane w czystych kulturach tych bakterii, co oznacza potrzebę uzupełnienia zestawu Uros przez inne bakterie, które konfigurują zarówno UM-A, jak i UM-B . Niedawno zidentyfikowano konsorcja bakterii jelitowych biorące udział w metabolizmie EA, w wyniku których powstają in vitro metabotypy wytwarzające Uro (UM-A i UM-B).24

Konsorcja bakteryjne zawierające rodzaje Gordonibacter plus Enterocloster i Ellagibacter plus Enterocloster wytwarzały in vitro urolityny związane odpowiednio z UM-A i UM-B.25 Jednakże zdolność tych konsorcjów bakteryjnych do replikowania ludzkich profili Uro związanych z UM-A i UM-B in vivo jest nadal nieznany. Co więcej, bezpieczeństwo spożywania tych bakterii wytwarzających Uro jako nowych probiotyków jest nadal niepewne, ponieważ nie było to wcześniej testowane na zwierzętach ani ludziach. W niniejszym badaniu powyższe konsorcja bakteryjne oceniano pod kątem ich zdolności do kolonizacji jelit szczurów niewytwarzających Uro (podobnych do UM-0-) ​​i przekształcania ich w Uroproducentów naśladujących odpowiednio UM-A i UM-B. Oceniono także bezpieczeństwo tych konsorcjów bakteryjnych. Poza tym opracowano dwie nowe procedury oparte na ilościowej reakcji PCR w czasie rzeczywistym (qPCR) w celu wykrywania i oznaczania ilościowego bakterii Ellagibacter i Enterocloster w próbkach kału.

Materiały i metody

Substancje chemiczne i odczynniki

Uros zsyntetyzowano chemicznie i oczyszczono w VillapharmaResearch SL (Parque Tecnológico de Fuente Álamo, Murcja, Hiszpania). EA zakupiono od firmy Sigma-Aldrich (St Louis, MO, USA). Sól fizjologiczną buforowaną fosforanem (PBS) otrzymano z FisherScientific (USA), natomiast metanol, etanol i kwas mrówkowy otrzymano z Panreac Química (Barcelona, ​​Hiszpania). Rozpuszczalniki klasy do chromatografii cieczowej ze spektrometrią mas (LC-MS) zakupiono od JT Baker (Deventer, Holandia). W badaniu stosowano ultraczystą wodę Millipore (Bedford, MA, USA). Wszystkie chemikalia i odczynniki były klasy analitycznej.

Przygotowanie konsorcjów bakteryjnych

Gordonibacter urolithinfaciens DSM 27213T, Ellagibacter isourolithinifaciens DSM 104140T i Enterocloster śrubowany CEBASS4A9, wszystkie wyizolowane i zidentyfikowane w naszym laboratorium (CEBAS-CSIC, Hiszpania), hodowano w warunkach beztlenowych w 5 ml Wilkinsa - Probówki z pożywką beztlenową Chalgren (WAM, Oxoid) w temperaturze 37 stopni przez 48 godzin w komorze beztlenowej Concept 400 (BakerRuskin Technologies Ltd, Bridgend, Południowa Walia, Wielka Brytania) i ponownie zawieszone w PBS uzupełnionym 10% gliceryną i 0,05% chlorowodorkiem L-cysteiny (PanReac Química, Barcelona, ​​Hiszpania). Po inkubacji w warunkach beztlenowych przygotowano konsorcja.24,25 W skrócie „konsorcjum bakteryjne A” zawierało G. szczepy urolithinfaciens i E.bolleae; „konsorcjum bakteryjne B” zawierało kultury E. isourolithinifaciens i E.bolleae; a „koktajl kontrolny” zawierał sterylny PBS z 10% gliceryną i 0,05% chlorowodorkiem L-cysteiny. Przed podaniem wszystkie koktajle rozdzielono na porcje po 3,5 ml i trzymano w temperaturze -80°C.

Zwierzęta, diety i projekty eksperymentów

Protokół eksperymentu (nr ref. 624/2020) został zatwierdzony przez samorząd lokalny, Komisję Bioetyczną Hiszpańskiej Krajowej Rady ds. Badań Naukowych (Madryt, Hiszpania) oraz Komisję ds. Etyki Eksperymentów na Zwierzętach Uniwersytetu w Murcji (Hiszpania). Doświadczenia przeprowadzono zgodnie z zaleceniami Unii Europejskiej dotyczącymi doświadczeń na zwierzętach (Dyrektywa Parlamentu Europejskiego i Rady 2010/63/UE w sprawie ochrony zwierząt wykorzystywanych do celów naukowych). Szczury Wistar (n=18; 9 samic i 9 samców) o masie 240 ± 31 g otrzymano z Envigo (Barcelona, ​​Hiszpania). Ten model szczura wybrano w oparciu o niezdolność do wytwarzania Uros zaobserwowaną w naszych wstępnych badaniach, w których testowano próbki kału z różnych modeli szczurów. Trzy grupy (A, B i C) utworzono losowo przydzielając do każdej po 6 zwierząt (3 samice i 3 samce szczurów). ) na grupę (ryc. 1).

Każdą grupę szczurów trzymano w dwóch różnych klatkach, podzielonych według płci, w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze (22 ± 2 stopnie) i wilgotności względnej 55 ± 10% i kontrolowanym cyklu światło-ciemność (12 godzin). Szczury otrzymywały standardową dietę (Teklad, Barcelona, ​​Hiszpania) zawierającą (%/100 g świeżej masy) 14,3% białek (mączka z glutenu kukurydzianego), 48% węglowodanów (śruta pszenna, mielona pszenica, mielona kukurydza) i 4% tłuszczu (olej sojowy). ), 2,9 kcal g-1, gęstość energetyczna i 4,1% włókna surowego, uzupełnione proszkiem EA. Czystość większa lub równa 95% (3,6 mg na 100 g karmy). EA zmieszano jednorodnie ze zmieloną standardową paszą, ponownie granulowano i liofilizowano. Dietę wzbogaconą w EA przechowywano z dala od wilgoci i światła. Dawka EA podawanaszczurów na diecie wynosiło około 0,72 mg na szczura dziennie (dieta EA1×), co odpowiada dawce dla człowieka wynoszącej 41 mg na dzień – 1,26. Wszystkie grupy karmiono dietą EA 1× i wodą z kranu do woli przez cały czas trwania eksperymentu ( 5 tygodni). Ponieważ zawartość EA wykryta w próbkach kału była niska w pierwszym tygodniu, w kolejnych dniach dodano dodatkową ilość EA. W 3. tygodniu podawano zwierzętom doustnie przez zgłębnik dodatkową dawkę 1,5 mgEA na szczura dziennie, rozpuszczoną w wodzie (całkowita dieta 3x=EA), którą podawano tylko przez 1 tydzień. Na koniec, w 4. tygodniu, do diety 1× EA dodano ≈5 g orzechów włoskich na szczura dziennie (inne źródło EA) i utrzymywano je do końca badania w celu oceny wpływu EA zawierającego matrycę pokarmową na zdolność bakterii do produkcji Urosa. Codziennie mierzono masę ciała, pożywienie i spożycie wody. Konsorcja bakterii jelitowych podawano doustnie przez zgłębnik. Grupa A otrzymała 500 µl koktajlu bakteryjnego A, grupa B otrzymała 500 µl koktajlu bakteryjnego B, a grupa C (kontrola) otrzymała 500 µl PBS. Zgłębnik doustny wykonywano co 2 dni przez pierwsze dwa tygodnie i codziennie przez kolejne 2 tygodnie. W ostatnim tygodniu (dni 28–32) zwierzęta kontynuowały tę samą dietę uzupełnioną EA i orzechami włoskimi, ale bez podawania bakterii doustnych. Na koniec badania zwierzęta uśmiercano przy użyciu komory CO2.

Procedury pobierania próbek

Podczas badania pobrano próbki kału do analizy Uro metodą UPLC-ESI-QTOF-MS/MS oraz mikroflory jelitowej za pomocą sekwencjonowania 16S rRNAgene i qPCR. Krew pobierano w różnych punktach czasowych (punkt wyjściowy, dzień 28 i koniec badania) do analiz hematologicznych i biochemicznych surowicy. Próbki krwi pobrano z żyły ogonowej (≈500 µl) i zebrano do probówek zawierających heparę na początku badania oraz w 28. i 32. dniu (ryc. 1). Natychmiast przeprowadzono separację osocza poprzez wirowanie przy 3000 g przez 10 minut w temperaturze 4 stopni i zamrożono w temperaturze - 80 stopni do czasu dalszego określenia zmiennych serobiochemicznych. Pobrano wątrobę, nerki i śledzionę, zważono i zbadano w celu wykrycia wszelkich różnic morfologicznych przy uśmierceniu.

Projektowanie i optymalizacja starterów i sondy do ilościowego oznaczania Ellagibacter i Enterocloster metodą qPCR

Sekwencje genów 16S rRNA Ellagibacter isourolithinifaciens DSM 104140T i E. Bolted CEBAS S4A9 uzyskano z bazy danych GenBank (baza danych EMBL). Sekwencje dopasowano do filogenetycznie bliskich genetyków bakterii przy użyciu oprogramowania Molecular Evolutionary Genetics Analysis (MEGA 11) i sprawdzono pod kątem regionów sekwencji konserwatywnych i zmiennych w celu zaprojektowania starterów i sondy do wykrywania i oznaczania ilościowego Ellagibacter i Enterocloster (Tabela 1). Startery i sondę zaprojektowano i zwalidowano odpowiednio za pomocą narzędzi Primer Questand Oligo Analyzer (Integrated DNATechnologies, Inc., Belgia). Sondę TaqMan oznaczono na końcach 5′ i 3′ grupą6-karboksyfluoresceinową (6FAM) i wygaszacz jeżynowy (BBQ). qPCR przeprowadzono przy użyciu systemu detekcji sekwencji ABI 7500. Końcowe stężenia każdego startera i sondy wynosiły 300 i 375 nM dla Ellagibacter oraz 200 i 500 nM dla Enterocloster. Przeprowadzono konwencjonalny protokół qPCR w celu amplifikacji DNA Ellagibacter iOdpowiednio Enterocloster. Profil narastania amplifikacji Ellagibacter wynosił 1 cykl w 95 stopniach przez 5 minut, następnie 45 cykli w 95 stopniach przez 15 s, 50 stopni przez 40 s i 72 stopnie przez 31 s. Na koniec dodano 1 cykl w 72 stopniach przez 5 minut . Profil narastania dla amplifikacji Enterocloster wynosił 1 cykl w 95 stopniach przez 5 minut, następnie 40 cykli w 95 stopniach przez 15 s, 65 stopni przez 40 s i 72 stopnie przez 31 s. Na koniec dodano 1 cykl w temperaturze 72 stopni przez 5 minut.

Ekstrakcja DNA z kału i analiza mikrobiologiczna jelit

Ekstrakcję DNA z próbek kału przeprowadzono za pomocą zestawu do oczyszczania DNA tkanki NucleoSpin® (Macherey-Nagel, Niemcy), zgodnie z instrukcjami producenta z pewnymi modyfikacjami. DNA oznaczono ilościowo za pomocą fluorymetrii (Qubit3.0 – ThermoFisher Scientific™, Wielka Brytania), a czystość zmierzono na podstawie współczynnika absorbancji przy długości fali 260/280 nm (A260/A280) (NanoDrop-ThermoFisher Scientific™, Wielka Brytania ). Skład mikroflory jelitowej określono poprzez sekwencjonowanie regionów zmiennych V3 i V4 genu 16S rRNA zgodnie z protokołami Illumina (Illumina Inc., San Diego, Kalifornia, USA) z długością odczytu 2 × 300 pz, seria z parami końcówek (MiSeqReagent Kit v3 , Illumina Inc.). Sekwencjonowanie metagenomiczne przeprowadzono na platformie MiSeq-Illumina (usługa sekwencjonowania FISABIO, Hiszpania). Przetwarzanie danych, usuwanie sekwencji chimerycznej, dopasowanie sekwencji i grupowanie sekwencji genu 16S rRNA przeprowadzono w sposób opisany w innym miejscu w celu uzyskania klasyfikacji taksonomicznej.8,27 Amplifikację DNA Gordonibacter uzyskano w systemie ABI 7500 qPCR, jak opisano wcześniej.19,28 Enterocloster i Ellagibacter- zastosowano specyficzne startery i sondy zaprojektowane w niniejszym badaniu zgodnie z protokołem qPCR opisanym powyżej. Do oceny ilościowej wykorzystano standardowe krzywe genomowego DNA Gordonibacter, Enterocloster i Ellagibacter. Wszystkie próbki kału analizowano w trzech powtórzeniach.

Ekstrakcja, wykrywanie i oznaczanie ilościowe urolityn w próbkach kału

Próbki kału ({{0}},2–0,5 g) ekstrahowano w proporcji 1:10 roztworem MeOH/H2O (8{{ 20}/20), zakwaszono za pomocą0,1% HCl i homogenizowano przez worteksowanie przez 2 minuty i wytrząsanie przy 1500 obr/min w temperaturze pokojowej przez 10 minut w grzejniku blokowym. Zawiesinę odwirowano przy 14 000 g w 4 stopniach przez 10 minut, a supernatant przesączono przez filtr membranowy 0,22 µm PVDF (Millipore Corp., Bedford, MA) i rozcieńczono 3 razy MeOH (0,1% kwasu mrówkowego ) przed iniekcją w systemie UPLC-ESI-QTOF-MS. System UPLC (Agilent 1290Infinity) połączony z kwadrupolowym systemem LC/MS czasu przelotu (QTOF) (6550 Accurate-Mass) (Agilent Technologies, Waldbronn, Niemcy) zastosowano do analizy metabolitów w kale przy użyciu metody elucji gradientowej, jak opisano wcześniej W skrócie, rozdział przeprowadzono w kolumnie z odwróconą fazą Poroshell 120 EC-C18, stosując wodę i acetonitryl, oba zakwaszone 0,1% kwasem mrówkowym, jako fazy ruchome. Szybkość przepływu wynosiła 0,4 mL min-1, a objętość wstrzyknięcia wynosiła 5 µl. Do przetwarzania danych wykorzystano oprogramowanie MassHunter Qualitative Analysis (wersja B.10, Agilent Technologies, Waldbronn, Niemcy). Wszystkie metabolity zidentyfikowano poprzez bezpośrednie porównanie ze standardami i potwierdzono ich masą cząsteczkową. Krzywe kalibracyjne uzyskano dla EA i różnych Uros z dobrą liniowością (R2 > 0,99).

Hematologia i chemia kliniczna

Zmienne hematologiczne określono w heparynizowanej krwi przy użyciu automatycznego analizatora hematologicznego ze specyficznym oprogramowaniem do próbek krwi szczurów (AVDIA 120, Siemens, Monachium, Niemcy). Analizowanymi zmiennymi były: średnia objętość krwinki (MCV), średnia hemoglobina w krwince komórkowej (MCH), średnie stężenie hemoglobiny w krwince czerwonej (MCHC), dystrybucja erytrocytów (RDW), średnia objętość płytek krwi (MPV), współczynnik płytek krwi (PCT), szerokość dystrybucji płytek krwi (PDW). , średni składnik płytkowy (MPC), średnia masa płytek krwi (MPM), liczba płytek krwi (PLT), zawartość hemoglobiny w retikulocytach (CHr) i średnia objętość krwinki retikulocytów (MCVr). Zmienne biochemiczne osocza, wapń (Ca) i fosfor (P) analizowano przy użyciu analizatora chemii i toksykologii Olympus AU400 (Beckman Coulter, Kalifornia, USA). Zmiennymi biochemicznymi były białka całkowite (PROT), albumina (ALBU), globulina (GLOB), kreatynina (CREA), glukoza (GLUC), cholesterol (CHOL), trójglicerydy (TRIGL), fosfataza alkaliczna (ALP), transpeptydaza gamma-glutamylowa ( GGT), aminotransferaza asparaginianowa (AST) i aminotransferaza alaninowa (ALT). Na koniec analizowano poziomy tyroksyny (T4) przy użyciu systemu immunologicznego IMMULITE® 1000 (Siemens).

Analiza statystyczna

Dane wyrażono jako średnią ± odchylenie standardowe (SD). Analizę statystyczną przeprowadzono przy użyciu oprogramowania SPSS w wersji 27.0 (SPSS Inc., Chicago, IL, USA), a różnice przy p < 0,05 uznano za istotne statystycznie. Normalność danych oceniano za pomocą testu Shapiro-Wilka. Porównania pomiędzy różnymi grupami terapeutycznymi przeprowadzono przy użyciu powtarzanej analizy wariancji (RM ANOVA) z testem post hoc T3 Tukeya lub Dunnetta, w zależności od tego, czy dane miały, odpowiednio, rozkład normalny czy nienormalny. Różnice między mężczyznami i kobietami zbadano za pomocą testu t-Studenta dla par lub testu rangi znaku Wilcoxona, gdy dane miały odpowiednio rozkład normalny lub nienormalny. Do wykrycia różnic w cechach bakteryjnych pomiędzy grupami zastosowano liniową analizę dyskryminacyjną chi-kwadrat (LEfSe). Korelację Pearsona zastosowano do analizy możliwych powiązań między zmiennymi w danych o rozkładzie normalnym, natomiast korelację Spearmana zastosowano w danych o rozkładzie innym niż normalny. Wykresy danych wykonano przy użyciu Sigma Plot 14.5 (Systat Software, San Jose, Kalifornia, USA).

Naturalny lek ziołowy do łagodzenia zaparć-Cistanche

Cistanche to rodzaj roślin pasożytniczych należących do rodziny Orobanchaceae. Rośliny te są znane ze swoich właściwości leczniczych i od wieków stosowane są w Tradycyjnej Medycynie Chińskiej (TCM). Gatunki Cistanche występują głównie w suchych i pustynnych regionach Chin, Mongolii i innych części Azji Środkowej. Rośliny Cistanche charakteryzują się mięsistymi, żółtawymi łodygami i są wysoko cenione ze względu na potencjalne korzyści zdrowotne. W TCM uważa się, że Cistanche ma właściwości tonizujące i jest powszechnie stosowany do odżywiania nerek, zwiększania witalności i wspierania funkcji seksualnych. Jest również stosowany w leczeniu problemów związanych ze starzeniem się, zmęczeniem i ogólnym samopoczuciem. Chociaż Cistanche ma długą historię stosowania w medycynie tradycyjnej, badania naukowe nad jego skutecznością i bezpieczeństwem są w toku i są ograniczone. Zawiera jednak różne związki bioaktywne, takie jak glikozydy fenyloetanoidowe, irydoidy, lignany i polisacharydy, które mogą przyczyniać się do jego działania leczniczego.

Wecistanche’aproszek Cistanche, tabletki Cistanche, kapsułki Cistanche,i inne produkty są opracowywane przy użyciupustyniacistanchejako surowce, z których wszystkie mają dobry wpływ na łagodzenie zaparć. Specyficzny mechanizm jest następujący: Uważa się, że Cistanche ma potencjalne korzyści w łagodzeniu zaparć, ze względu na jego tradycyjne zastosowanie i pewne zawarte w nim związki. Chociaż badania naukowe dotyczące wpływu Cistanche na zaparcia są ograniczone, uważa się, że ma on wiele mechanizmów, które mogą przyczyniać się do jego potencjału łagodzenia zaparć. Działanie przeczyszczające:Cistancheod dawna stosowany jest w Tradycyjnej Medycynie Chińskiej jako lek na zaparcia. Uważa się, że ma łagodne działanie przeczyszczające, które może pomóc w pobudzeniu wypróżnień i wywoływaniu zaparć. Efekt ten można przypisać różnym związkom występującym w Cistanche, takim jak glikozydy fenyloetanoidowe i polisacharydy. Nawilżanie jelit: W oparciu o tradycyjne zastosowanie uważa się, że Cistanche ma właściwości nawilżające, szczególnie działające na jelita. Promowanie nawodnienia i nawilżenia jelit może pomóc zmiękczyć narzędzia i ułatwić przejście, łagodząc w ten sposób zaparcia. Działanie przeciwzapalne: Zaparcia mogą czasami być związane ze stanem zapalnym przewodu pokarmowego. Cistanche zawiera pewne związki, w tym glikozydy fenyloetanoidowe i lignany, które uważa się za mające właściwości przeciwzapalne. Zmniejszając stan zapalny jelit, może pomóc poprawić regularność wypróżnień i złagodzić zaparcia.