CZĘŚĆ 2 Echinakozyd hamuje uwalnianie glutaminianu poprzez tłumienie zależnego od napięcia wejścia Ca2 plus oraz kinazy białkowej C w zakończeniach nerwów kory mózgowej szczura

Aby uzyskać więcej informacji prosimy o kontakt:Joanna.jia@wecistanche.com

KLIKNIJ TUTAJ, ABY CZĘŚĆ 1

3. Dyskusja

W tym badaniu echinakozyd, związek aktywny wHerba Cistanche, hamował 4-wywoływane aminopirydyną uwalnianie glutaminianu w zakończeniach nerwowych kory mózgowej szczura. Możliwe mechanizmy leżące u podstaw hamowania uwalniania glutaminianu za pośrednictwem echinakozydu są dalej badane i omawiane tutaj.

Cistanche deserticola ma wiele efektów, kliknij tutaj, aby dowiedzieć się więcej

3.1. Mechanizmy leżące u podstaw hamowania uwalniania glutaminianu za pośrednictwem echinakozydu Uwalnianie glutaminianu

wywołana przez 4-aminopirydynę zawiera dwa składniki: fizjologicznie istotny składnik zależny od Ca2 plus, który jest wytwarzany przez egzocytozę pęcherzyków synaptycznych zawierających glutaminian; oraz składnik niezależny od Ca2plus, który pochodzi z przedłużonej depolaryzacji powodującej pośredniczone przez błonę przesunięcie stanu stacjonarnego transportera glutaminianu w kierunku na zewnątrz, wpływając w ten sposób na wypływ glutaminianu z cytozolu [31]. Tutaj zaobserwowaliśmy, żeechinakozydnie hamował znacząco uwalniania glutaminianu wywołanego 4-aminopirydyną w obecności podłoża wolnego od Ca2 plus (uwalnianie niezależne od Ca2 plus). Ponadto obserwowaneechinakozydhamowaniu uwalniania glutaminianu wywołanego 4-aminopirydyną skutecznie zapobiegała bafilomycyna A1 (która zubaża zawartość glutaminianu w pęcherzykach synaptycznych), ale nie DL-TBOA (która nieselektywnie hamuje wszystkie podtypy transporterów aminokwasów pobudzających). Te wyniki sugerują, żeechinakozydwpływa na zależną od Ca2plus-egzocytozę uwalniania glutaminianu bez wpływu na niezależny od Ca2plus-wypływ glutaminianu do cytozolu poprzez odwrócenie transportera glutaminianu w błonie komórkowej końca nerwu. W zakończeniach synaptycznych hamowanie kanału Na plus lub aktywacja kanału K plus stabilizuje pobudliwość błony, a w konsekwencji zmniejsza wywołane wejście Ca2 plus i uwalnianie neuroprzekaźników [32,33]. Dlatego potencjalny mechanizm leżący u podstawechinakozydZahamowanie uwalniania glutaminianu, w którym pośredniczy, obejmuje zmniejszenie pobudliwości synaptosomalnej. Jednakże możliwość ta jest nie do przyjęcia na podstawie dwóch obserwacji: (1) depolaryzacja potencjału błony wywołana przez 4-aminopirydynę, mierzona barwnikiem wrażliwym na potencjał błony DiSC3(5), nie miała wpływu na dodanieechinakozyd; oraz (2) echinakozyd nie wpływał na wywołane przez 4-aminopirydynę uwalnianie Ca2 plus niezależne od glutaminianu, składnika uwalniania zależnego tylko od potencjału błonowego [31]. Jeśli efekt ten nie jest spowodowany supresją pobudliwości synaptosomalnej, może objawiać się zmniejszeniem aktywności Cav2.2 (typ N) i Cav2.1 (typ P/Q) Ca2 plus sprzężonych z egzocytozą glutaminianu w zakończenia nerwowe [34–36]. Używając fury-2, pokazujemy, żeechinakozydznacznie zmniejsza wywołany przez 4-aminopirydynę wzrost stężenia Ca2 plus. Ponadto nasze dane pokazują, że hamujący wpływechinakozydw przypadku 4-wywołanego przez aminopirydynę uwalniania glutaminianu zmniejszyło się z 42,4 procent ˘ 2,3 procent do 12,1 procent ˘ 3,9 procent po ekspozycji na bloker Cav2.2 (typ N) i Cav2.1 (typ P/Q) Ca2 plus kanały. Ponadto zaobserwowaliśmy, żeechinakozydnadal znacząco hamował uwalnianie glutaminianu wywołane 4-aminopirydyną w obecności wewnątrzkomórkowego Ca2 plus inhibitory uwalniania. Wyniki te wskazują, że jednoczesne tłumienie Cav2.2 (typu N) i Cav2.1 (typu P/Q) Ca2 plus aktywność kanału jest potencjalnym mechanizmem leżącym u podstawechinakozydpośredniczone hamowanie uwalniania glutaminianu. Jednak połączona aktywacja Cav2.2 (typu N) i Cav2.1 (typu P/Q) Ca2 plus aktywność kanału nie mogła zablokować działaniaechinakozydcałkowicie. Dlatego też inne niezidentyfikowane typy kanałów Ca2 plus lub inne szlaki presynaptyczne mogą być zaangażowane w hamowanie. Na przykład receptory GABAA są obecne na poziomie presynaptycznym i wykazano, że ich aktywacja hamuje napływ Ca2 plus i uwalnianie glutaminianu [37]. W niniejszym badaniu antagoniści receptora GABAA SR95531 i bikukulina nie blokowali hamowania uwalniania glutaminianu za pośrednictwem echinakozydu, co sugeruje, że receptory GABAA nie są zaangażowane w redukcję zależnej od napięcia aktywności kanału Ca2 plus, a następnie w hamowanie uwalniania glutaminianu.

Wejście Ca2plus przez zależne od napięcia kanały Ca2plus aktywuje kilka kinaz białkowych związanych z uwalnianiem glutaminianu w zakończeniach nerwowych, w tym kinazę białkową aktywowaną mitogenami, kinazę białkową C i kinazę białkową A. Tutaj pokazujemy, że inhibitory kinazy białkowej C skutecznie antagonizowałyechinakozydpośredniczone hamowanie uwalniania glutaminianu; niemniej jednak, inhibitor kinazy białkowej aktywowanej mitogenami PD98059 lub inhibitor kinazy białkowej A H89 były nieskuteczne. Co więcej, to. J. Mol. Nauka. 2016, 17, 1006 8 indukowanej przez 13 4-aminopirydynę fosforylacji kinazy białkowej C zmniejszyło się w synaptosomach po wstępnym leczeniuechinakozydw stężeniu skutecznym do hamowania uwalniania glutaminianu. Dlatego ścieżka sygnalizacyjnaechinakozydZahamowanie uwalniania glutaminianu, w którym pośredniczy, może obejmować kinazę białkową C. Kinaza białkowa C jest ważnym wewnątrzkomórkowym układem sygnalizacyjnym obecnym na poziomie presynaptycznym i odgrywa kluczową rolę w egzocytozie neuroprzekaźników. Na przykład kilka białek synaptycznych zaangażowanych w ruch pęcherzyków synaptycznych lub rekrutację i egzocytozę, takich jak mirystoilowany, bogaty w alaninę substrat kinazy C, jest fosforylowanych przez kinazę białkową C [38, 39]. Ten proces fosforylacji może być wzmocniony przez stymulowane depolaryzacją wejście Ca2 plus, co ułatwia uwalnianie glutaminianu [40]. Dlatego możemy rozsądnie spekulować, że hamujący efektechinakozydobserwowane tutaj wejście Ca2 plus może zmniejszać aktywność kinazy białkowej C iw konsekwencji uwalnianie glutaminianu.

3.2. Implikacje terapeutyczne

Ekscytotoksyczność, patologiczny proces spowodowany nadmiernym uwalnianiem glutaminianu i aktywacją receptora glutaminianu, jest główną przyczyną śmierci neuronów w ostrych i przewlekłych zaburzeniach mózgu, takich jak udar, urazowe uszkodzenie mózgu, choroba Parkinsona i Alzheimera [13,41] oraz strategie terapeutyczne obejmujące hamowanie uwalniania glutaminianu mogą być obiecującymi strategiami neuroprotekcyjnymi w leczeniu takich chorób.Echinakozydpotwierdzono, że przenika przez barierę krew-mózg (BBB) ​​i wykazuje działanie neuroprotekcyjne w różnych modelach neurotoksyczności in vivo [8,10–12,42]. Chociaż mechanizm tych efektów neuroprotekcyjnych nie jest w pełni poznany, opisano kilka możliwych mechanizmów, w tym hamowanie odpowiedzi zapalnej, stabilizację funkcji mitochondriów, antyoksydację, zmiatanie wolnych rodników i naśladowanie funkcji neurotroficznych [5,9,12,42]. W obecnym badaniu zdolność echinakozydu do zmniejszania uwalniania glutaminianu z zakończeń nerwowych może również częściowo wyjaśniać jego mechanizm neuroprotekcyjny. Jednak to, czy efekt ten przyczynia się do widocznego potencjału terapeutycznego echinakozydu w zaburzeniach mózgu związanych z ekscytotoksycznością glutaminianu, uzasadnia dalsze badania.

4. Materiały i metody

4.1. Chemikalia

Ester fura-2-acetoksymetylowy (Fura-2-AM) i jodek 3',3',3'-dipropylotiadikarbocyjaniny [DiSC3(5)] zakupiono z firmy Invitrogen (Carlsbad, CA, USA). ω-konotoksyna MVIIC, rottlerin, 2-[1-(3-dimetyloaminopropylo)indol-3-yl]-3-(indol-3-yl)maleimid ( GF109203X), 5,6,7,13-tetrahydro-13-metylo-5-okso-12H-indolo[2,3-a]pirolo[3,{ {27}}c]karbazol-12-propanonitryl (Go6976) i N-[2-(p bromocinnamyloamino)etylo]-5-izochinolinosulfonamid (H89) zakupiono od TocrisBioscience (Bristol, Wielka Brytania). Echinakozyd, dantrolen, DL-treo-beta-benzylo-oksyasparaginian (DL-TBOA), 7-chloro-5-(2-chlorofen)-1,5-dihydro -4, 1-benzotiazepin-2(3H)-on (CGP37157), 2-(2-amino-3-metoksyfenyl)-4 Zakupiono H-1-benzopiran-4-on) (PD98059), bis(-aminoetyloeter) glikolu etylenowego-N,N,N1,N1-kwas tetraoctowy (EGTA) i wszystkie inne odczynniki z Sigma-Aldrich Co. (St. Louis, MO, USA).

4.2. Zwierząt

Użyto dwumiesięcznych samców szczurów Sprague-Dawley. Zwierzęta trzymano w znormalizowanych warunkach środowiskowych (22 ± 1°C; 50% względna wilgotność; 12-godzinny cykl światło/ciemność) z nieograniczonym dostępem do pożywienia i wody. Zwierzęta uśmiercono przez dekapitację, a kora mózgowa została szybko usunięta w 4°C. Procedury doświadczalne zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Utilization Committee Fu Jen (A10259), zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Dołożono wszelkich starań, aby zminimalizować cierpienie zwierząt i wykorzystać minimalną liczbę zwierząt niezbędną do uzyskania wiarygodnych wyników.

4.3. Preparaty synaptosomalne

Synaptosomy oczyszczono z kory mózgowej szczurów na nieciągłych gradientach Percoll, jak opisano wcześniej [43,44]. W skrócie, tkankę homogenizowano w pożywce zawierającej 0.32 M sacharozę (pH 7,4), homogenat wirowano przez 10 min przy 3000ˆ g (5{{25 }}00 obr./min w rotorze JA 25.5; Beckman Coulter, Inc., Miami, FL, USA) i 4 ˝C, a supernatant ponownie wirowano przez 12 min przy 14500 g ( 11, 000 obr/min w wirniku JA 25.5). Osad delikatnie ponownie zawieszono w 0,32 M sacharozie (pH 7,4) i próbkę tej zawiesiny synaptosomalnej (2 ml) umieszczono w 3 ml nieciągłym gradiencie Percoll zawierającym 0,32 M sacharozę, 1 mM EDTA, 0,25 mM DL-ditiotreitol i 3 procent, 10 procent i 23 procent Percoll (pH 7,4). Po odwirowaniu przy 32 500ˆ g (16 500 obr./min w rotorze JA 20,5) przez 7 min w 4 ˝C, synaptosomy odzyskano z od 10 do 23 procent prążków Percoll i rozcieńczono je do końcowej objętości 30 ml pożywki buforowej HEPES (140 mM NaCl, 5 mM KCl, 5 mM NaHCO3, 1 mM MgCl2¨ 6H2O, 1,2 mM Na2HPO4, 10 mM glukozy i 10 mM HEPES (pH 7,4)). Po dalszym wirowaniu przy 27,000ˆ g (15000 rpm w JA 25,5) przez 10 min, osad synaptosomu ponownie zawieszono w 3 ml pożywki buforowej HEPES, a zawartość białka określono przy użyciu testu Bradforda. Na koniec 0,5 mg zawiesiny synaptosomów rozcieńczono w 10 ml pożywki buforowej HEPES i odwirowano przy 3000ˆg (5000 obr./min w rotorze JA 20,1) przez 10 min. Supernatant odrzucono, a osady zawierające synaptosomy przechowywano na lodzie i zużyto w ciągu 4–6 godzin.

4.4. Uwalnianie glutaminianu

Uwalnianie glutaminianu oznaczano metodą fluorymetrii on-line, jak opisano wcześniej [45,46]. Osady synaptosomalne ponownie zawieszono w pożywce buforowej HEPES (0,5 mg/ml) i wstępnie inkubowano w 37 ?C przez 10 min w obecności 16 µM albuminy surowicy bydlęcej w celu związania wszelkich wolnych kwasów tłuszczowych uwolnionych z synaptosomów podczas wstępnej inkubacji. 2-mL porcję synaptosomów przeniesiono do mieszanej kuwety zawierającej 2 mM NADP plus, 50 jednostek dehydrogenazy glutaminianowej i 1,2 mM CaCl2, a fluorescencję FL NADPH zmierzono w Perkin-Elmer LS{{ 14}} spektrofluorymetr (PerkinElmer Life and Analytical Sciences, Waltham, MA, USA) przy długościach fali wzbudzenia i emisji odpowiednio 340 i 460 nm. Ponieważ synaptosomy nie są podatne na stymulację elektryczną, do stymulowania uwalniania glutaminianu zastosowano bloker kanału potasowego 4-aminopirydynę. [47 ]. Dane uzyskano w odstępach 2 s. Na koniec każdego eksperymentu dodawano wzorzec egzogennego glutaminianu (5 nmoli). Wartość zmiany fluorescencji FL wytworzonej przez dodanie wzorca wykorzystano do obliczenia uwolnionego glutaminianu jako nanomol glutaminianu na miligram białka synaptosomalnego (nmol/mg). Podane w tekście wartości uwalniania są poziomami osiąganymi w stanie stacjonarnym po 5 min depolaryzacji (nmol/mg/5 min). Dane zbiorcze analizowano przy użyciu arkuszy kalkulacyjnych Lotus 1-2-3 (IBM, White Plains, NY, USA) i MicroCal Origin (OriginLab Corporation, Northampton, MA, USA).

4.5. Potencjał membrany plazmowej

Potencjał błony plazmatycznej oznaczano barwnikiem wrażliwym na potencjał błonowy DiSC3(5) [48]. Synaptosomy ponownie zawieszono w pożywce buforowej HEPES i porcje 2 ml przeniesiono do mieszanej kuwety zawierającej 5 µM DiSC3(5) w temperaturze 37 ?C w spektrofluorometrze Perkin-Elmer LS-55 (PerkinElmer Life and Analytical Sciences, Waltham, MA, USA). Po pozostawieniu mieszaniny do zrównoważenia przez 3 minuty, fluorescencję FL określono przy długościach fali wzbudzenia i emisji odpowiednio 646 i 674 nm. Dane zbierano w odstępach 2 s. Dane zbiorcze analizowano przy użyciu MicroCal Origin (OriginLab Corporation, Northampton, MA, USA) i wyrażano w jednostkach fluorescencji FL.

4.6. Cytozolowe stężenie Ca2 plus ([Ca2 plus ]C)

[Ca2 plus ]C zmierzono za pomocą wskaźnika Ca2 plus fura-2. Synaptosomy (0,5 mg/ml) wstępnie inkubowano w pożywce buforowej HEPES zawierającej 5 µM fura-2 i 0,1 mM CaCl2, przez 30 min w temperaturze 37 ˝C w teście z mieszaniem rura. Po załadowaniu fura-2 synaptosomy odwirowano w mikrowirówce przez 30 s przy 3000ˆ g (5000 rpm). Osad synaptosomalny ponownie zawieszono w pożywce buforowej HEPES, a zawiesinę synaptosomalną mieszano w termostatowanej kuwecie w spektrofluorometrze Perkin-Elmer LS-55 (PerkinElmer Life and Analytical Sciences, Waltham, MA, USA). CaCl2 (1 mM) dodano po 3 min, a dalsze dodawanie wykonano po dodatkowych 10 min. Dane dotyczące fluorescencji gromadzono przy długościach fali wzbudzenia 340 i 380 nm (długość fali emisji 505 nm) w odstępach 2 s. [Ca2 plus ]C (nM) obliczono stosując procedury kalibracyjne [49] i równania opisane wcześniej [50]. Dane zbiorcze analizowano stosując MicroCal Origin (OriginLab Corporation, Northampton, MA, USA).

4.7. Western Blotting

Synaptosomy homogenizowano w buforze do lizy (10 mM bufor HEPES, pH 7,4), 1% Triton X-100 i mieszaninie inhibitorów proteazy. Lizaty sklarowano przez odwirowanie, a stężenie białka określono przy użyciu zestawu do oznaczania białek (Bio-Rad Laboratories, Hercules, CA, USA). Równe ilości białek rozdzielono metodą elektroforezy w żelu poliakrylamidowym z dodecylosiarczanem sodu (SDS-PAGE) i przeniesiono na membranę nitrocelulozową. Błony zablokowano roztworem soli buforowanym Tris, który zawierał 5% mleka o niskiej zawartości tłuszczu i inkubowano z odpowiednim przeciwciałem pierwszorzędowym (kinaza fosfoproteinowa C (pan), 1:3000, NOVUS Biologicals Inc., Beverly, MA, USA) przez noc w 4˝C. Po trzech przemyciach w soli fizjologicznej buforowanej Tris, błonę traktowano następnie drugorzędowym przeciwciałem sprzężonym z peroksydazą chrzanową (1:3000) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Błony następnie przepłukano co najmniej trzy razy solą fizjologiczną buforowaną Tris i wizualizowano przy użyciu systemu wzmocnionej chemiluminescencji (Amersham, Buckinghamshire, Wielka Brytania). Porcję próbek załadowano i sondowano przeciwciałem anty-PKC w celu wykrycia PKC jako kontroli ładowania. Poziom ekspresji lub fosforylacji oceniano na podstawie gęstości prążków, którą określano ilościowo za pomocą densytometrii. Densytometryczną kwantyfikację prążków analizowano przy użyciu oprogramowania Syngene (Synoptics, Cambridge, Wielka Brytania).

4.8. Analiza statystyczna

Dane uzyskano z pojedynczego preparatu synaptosomalnego i nie były od siebie niezależne. Aby przetestować istotność wpływu leku w porównaniu z kontrolą, zastosowano dwustronny test t Studenta. Gdy wymagane było dodatkowe porównanie (np. czy drugie leczenie wpłynęło na działanie echinakozydu), stosowano jednokierunkową analizę wariancji ANOVA, a następnie test Tukeya. Analizę przeprowadzono za pomocą oprogramowania SPSS (17.0; SPSS Inc., Chicago, IL, USA). Dane są wyrażone jako średnia SEM; istotność oceniono przy p < 0,05="" dla="" wszystkich="" miar="">

5. Wnioski

To pierwsze badanie pokazujące, żeechinakozydhamuje uwalnianie glutaminianu z synaptosomów kory mózgowej szczura poprzez redukcję Ca2 plus napływ przez kanały Cav2.2 i Cav2.1, a to hamowanie uwalniania jest prawdopodobnie zależne, przynajmniej częściowo, od tłumienia szlaku kinazy białkowej C. Obecne odkrycie jest cenne, ponieważ zapewnia nowy wgląd w mechanizmy działania echinakozydu w mózgu.

Podziękowanie:Praca ta była finansowana z grantu Ministerstwa Nauki i Technologii (MOST 103-2320-B-030-001 MY3).

Autorskie Wkłady:Tzu Yu Lin i Su Jane Wang wymyślili i zaprojektowali eksperymenty; Cheng Wei Lu przeprowadził eksperymenty; Cheng Wei Lu i Shu Kuei Huang przeanalizowali dane; Gazeta napisała Su Jane Wang.

Konflikt interesów:Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Konflikty interesów: Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Bibliografia

1. Wt, PF; Wang, B.; Deyama, T.; Zhang, ZG; Lou, ZC Analiza glikozydów fenyloetanoidowychHerba cistanchemetodą RP-HPLC. Acta Pharm. Grzech. 1997, 32, 294-300.

2. Dalby-Brown, L.; Barrett, H.; Landbo, AK; Meyera, AS; Molgaard, P. Synergistyczne działanie przeciwutleniające alkamidów, pochodnych kwasu kawowego i frakcji polisacharydowych z Echinacea purpurea na utlenianie in vitro ludzkich lipoprotein o niskiej gęstości. J. Rolnictwo. Chemia Spożywcza 2005, 53, 9413-9423. [Odsyłacz] [PubMed]

3. Dapas, B.; Dall'Acqua, S.; Bulla, R.; Agostinis, C.; Perissutti, B.; Invernizzi, S.; Grassi, G.; Voinovich, D. Immunomodulacja za pośrednictwem syropu ziołowego zawierającego standaryzowany ekstrakt z korzenia Echinacea: badanie pilotażowe na zdrowych ludziach dotyczące ekspresji genów cytokin. Fitomedycyna 2014, 21,1406-1410. [Odsyłacz] [PubMed]

4. On, WJ; Kieł, TH; Tu, PF Postępy badań nad działaniem farmakologicznym echinakozydu. Chiny J. Chin. Matko. Med. 2009, 34, 476-479.

5. Deng, M.; Zhao, JY; Wt, PF.; Jiang, Y; Li, ZB; Wang, YH Echinakozyd ratuje komórki neuronalne SHSY5Y przed apoptozą indukowaną TNFalfa. Eur. J. Pharmacol. 2004, 505, 11-18. [Odsyłacz] [PubMed]

6. Koo, KA; Śpiewane, SH; Park, JH; Kim, SH; Lee, KY; Kim, YC In vitro neuroprotekcyjne działanie glikozydów fenyloetanoidowych z dychotoma Callicarpa. Planta Med. 2005, 71, 778-780. [Odsyłacz] [PubMed]

7. Wang, YH; Xuan, ZH; Tian S.; Du, GH Echinakozyd chroni przed 6-zaburzeniami mitochondrialnymi i reakcjami zapalnymi w komórkach PC12 wywołanymi przez 6-hydroksydopaminę poprzez zmniejszenie produkcji ROS. Ew. Uzupełnienie oparte. Alternatywnie. Med. 2015, 2015, 189239. [Odsyłacz] [PubMed]

8. Zhu, M.; Lu, C.; Li, W. Przejściowa ekspozycja na echinakozyd wystarcza do aktywacji sygnalizacji Trk i ochrony komórek neuronalnych przed rotenonem. J. Neurochem. 2013, 124, 571-580. [Odsyłacz] [PubMed]

9. Geng, X.; Tian X.; Tu, P.; Pu, X. Neuroprotekcyjne działanie echinakozydu w mysim modelu MPTP choroby Parkinsona. Eur. J. Pharmacol. 2007, 564, 66-74. [Odsyłacz] [PubMed]

10. Wei, LL; Chen, H.; Jiang, Y; Wt, PF.; Zhong, M.; Du, J.; Liu, F.; Wang, L.; Liu, CY Wpływ echinakozydu na histiocentralne poziomy aktywnej masy u szczurów z zamknięciem tętnicy środkowej mózgu. Biomed. Otaczać. Nauka. 2012, 25, 238-244. [PubMed]

11. Wu, CR; Lin, HC; Su, MH Odwrócenie za pomocą wodnych ekstraktówCistanche tubulosaz deficytów behawioralnych w modelu szczurzym podobnym do choroby Alzheimera: związek z odkładaniem się amyloidu i funkcją ośrodkowego neuroprzekaźnika. Uzupełnienie BMC. Alternatywnie. Med. 2014, 14, 202. [Odsyłacz] [PubMed]

12. Zhao, Q.; Gao, J.; Li, W.; Cai, D. Neurotroficzne i neurorescue efekty echinakozydu w podostrym mysim modelu choroby Parkinsona MPTP. Mózg Res. 2010, 1346, 224-236. [Odsyłacz] [PubMed]

13. Meldrum, BS Glutaminian jako neuroprzekaźnik w mózgu: przegląd fizjologii i patologii. J. Nutr. 2000, 130, 1007S-1015S. [PubMed]

14. Lee, D.; Podkładka, MS; Kim, KY; Nie, JH; Kim, H.; Kim, SY; Weinreba, RN; Ju, WK Koenzym Q10 hamuje ekscytotoksyczność glutaminianu i zmiany mitochondrialne za pośrednictwem stresu oksydacyjnego w mysim modelu jaskry. Dochodzenie. Oftalmol. Vis. Nauka. 2014, 55, 993-1005. [Odsyłacz] [PubMed]

15. Choi, DW Uszkodzenie neuronów wapniowych i ekscytotoksycznych. Anny. Akademia Nowego Jorku. Nauka. 1994, 747,162-171. [Odsyłacz] [PubMed]

16. Lau, A.; Tymianski, M. Receptory glutaminianu, neurotoksyczność i neurodegeneracja. Pflugery. Łuk. 2010, 460, 525-542. [Odsyłacz] [PubMed]

17. Sattler, R.; Tymianski, M. Molekularne mechanizmy śmierci komórek neuronalnych za pośrednictwem receptora glutaminianu. Mol. Neurobiol. 2001, 24, 107-129. [Odn.]

18. Schauwecker, PE Neuroprotekcja przez antagonistów receptora glutaminianu przed ekscytotoksyczną śmiercią komórek wywołaną napadem w starzejącym się mózgu. Do potęgi. Neurol. 2010, 224, 207-218. [Odsyłacz] [PubMed]

19. Jegane, F.; Nikbacht, F.; Bahmanpoui; S.; Rastegar, K.; Namavar, R. Neuroprotekcyjne działanie NMDA i antagonistów metabotropowego receptora glutaminianu grupy I przeciwko neurodegeneracji indukowanej przez homocysteinę w hipokampie szczura: badanie in vivo. J. Mol. Neurosci. 2013, 50, 551-557. [Odsyłacz] [PubMed]

20. Doble, A. Rola ekscytotoksyczności w chorobie neurodegeneracyjnej: implikacje dla terapii. Pharmacol. Tam. 1999, 81,163-221. [Odn.]

21. Muir, KW Podejścia terapeutyczne oparte na glutaminianie: Badania kliniczne z antagonistami NMDA. Aktualn. Opinia. Pharmacol. 2006, 6, 53-60. [Odsyłacz] [PubMed]

22. Gonzalez, JC; Egea, J.; del Carmen Godino, M.; Fernandez-Gomez, FJ; Sanchez-Prieto, J.; Gandia, L.; Garcia AG; Jordan, J.; Hernandez-Guijo, JM Neuroprotekcyjna minocyklina hamuje neuroprzekaźnictwo glutaminergiczne i sygnalizację Ca2 plus w neuronach hipokampa. Eur. J. Neurosci. 2007, 26, 2481-2495. [Odsyłacz] [PubMed]

23. Lu, CW; Lin, TY; Wang, SJ Memantyna hamuje uwalnianie glutaminianu poprzez hamowanie zależnego od napięcia wejścia Ca2 plus i kinazy białkowej C w zakończeniach nerwowych kory mózgowej szczura: mechanizm niezależny od receptora NMDA. Neurochem. wewn. 2010, 57, 168-176. [Odsyłacz] [PubMed]

24. Wang SJ; Sihra, TS Niekompetycyjny metabotropowy antagonista receptora glutaminianu 5 (E)-2-metylo-6-styrylo-pirydyna (SIB1893) hamuje uwalnianie glutaminianu poprzez hamowanie zależnego od napięcia Ca2 oraz wnikania do zakończeń nerwów kory mózgowej szczura (synaptosomów). J. Pharmacol. Do potęgi. Tam. 2004, 309, 951-958. [Odsyłacz] [PubMed]

25. Dunkley, PR.; Jarvie, PE; Heath, ŚJ; Kidd, GJ; Rostas, JA Szybka metoda izolacji synaptosomów na gradientach Percoll. Mózg Res. 1986, 372,115-129. [Odn.]

26. Araque, A.; Li, N.; Doyle'a, RT; Haydon, PG SNARE zależne od białka uwalnianie glutaminianu z astrocytów. J. Neurosci. 2000, 20, 666-673. [PubMed]

27. Dunlop, J. Podejścia terapeutyczne oparte na glutaminianie: ukierunkowanie na system transportu glutaminianu. Aktualn. Opinia. Pharmacol. 2006, 6,103-107. [Odsyłacz] [PubMed]

28. Zucchi, R.; Ronca-Testoni, S. Siateczka sarkoplazmatyczna Ca2 plus kanał / receptor rianodynowy: Modulacja przez endogenne efektory, leki i stany chorobowe. Pharmacol. Rev 1997, 49, 1-51. [PubMed]

29. Wentylator, Y.; Li, J.; Zhang, YQ; Jiang, LH; Zhang, YN; Yan, CQ Cytotoksyczność 6-hydroksydopaminy pośredniczona przez kinazę białkową C delta poprzez trwałą, regulowaną sygnałem zewnątrzkomórkową aktywację kinazy 1/2 w komórkach PC12. Neurol. Res. 2014, 36, 53-64. [Odsyłacz] [PubMed]

30. Gschwendt, M.; Müllera, HJ; Kielbassa, K.; Zang, R.; Kittstein, W.; Rincke, G.; Marks, F. Rottlerin, nowy inhibitor kinazy białkowej. Biochem. Biofizyka. Res. Komunia. 1994, 199, 93-98. [Odsyłacz] [PubMed]

31. Nicholls, DG; Sihra, TS; Sanchez-Prieto, J. Zależne od wapnia i niezależne uwalnianie glutaminianu z synaptosomów monitorowane przez ciągłą fluorometrię. J. Neurochem. 1987, 49, 50-57. [Odsyłacz] [PubMed]

32. Nicoll, RA Sprzężenie receptorów neuroprzekaźników z kanałami jonowymi w mózgu. Nauka 1988, 241, 545-551. [Odsyłacz] [PubMed]

33. Wu, LG; Saggau, P. Presynaptyczne hamowanie wywołanego uwalniania neuroprzekaźników. Trendy Neurosci. 1997, 20, 204-212. [Odn.]

34. Turner, TJ; Dunlap, K. Farmakologiczna charakterystyka presynaptycznych kanałów wapniowych przy użyciu subsekundowych pomiarów biochemicznych neurosekrecji synaptosomalnej. Neurofarmakologia 1995, 34, 1469-1478. [Odn.]

35. Millan, C.; Sanchez-Prieto, J. Różnicowe sprzężenie kanałów wapniowych typu N i P/Q z egzocytozą glutaminianu w korze mózgowej szczura. Neurosci. Łotysz. 2002, 330, 29-32. [Odn.]

36. Vazquez, E.; Sanchez-Prieto, J. Presynaptyczna modulacja uwalniania glutaminianu celuje w różne kanały wapniowe w szczurzych zakończeniach nerwowych kory mózgowej. Eur. J. Neurosci. 1997, 9, 2009-2018. [Odsyłacz] [PubMed]

37. Długi, P; Mercer, A.; Begum, R.; Stephens, GJ; Sihra, TS; Jovanovic, JN Nerve Terminal GABAA Receptory aktywują sygnalizację zależną od Ca2 plus/kalmoduliny w celu zahamowania napływu Ca2 plus i uwalniania glutaminianu bramkowanego napięciem. J. Biol. Chem. 2009,284, 8726-8737. [Odsyłacz] [PubMed]

38. Turner, JR; Kąt, JM; Czarny, ED; Radość, JL; Worki, DB; Madara, JL Zależna od PKC regulacja oporności przeznabłonkowej: role kinazy MLC i MLC. Jestem. J. Physiol. 1999, 277, C554-C562. [PubMed]

39. Vaughan, PF; Walker, JH; Peters, C. Regulacja wydzielania neuroprzekaźników przez kinazę białkową C. Mol. Neurobiol. 1998, 18, 125-155. [Odsyłacz] [PubMed]

40. Coffey, ET; Sihra, TS; Nicholls, DG; Pocock, JM Fosforylacja synapsyny I i MARCKS w zakończeniach nerwowych odbywa się za pośrednictwem wejścia Ca2plus przez wrażliwy na Aga-GI kanał Ca2plus, który jest sprzężony z egzocytozą glutaminianu. FEBS Lett. 1994, 353, 264-268. [Odn.]

41. Obrenovitch, TP; Urenjak, J. Zmieniona transmisja glutaminergiczna w zaburzeniach neurologicznych: od wysokiego glutaminianu pozakomórkowego do nadmiernej skuteczności synaptycznej. Wałówka. Neurobiol. 1997, 51, 39-87. [Odn.]

42. Zhang, D.; Li, H.; Wang, JB Echinakozyd hamuje fibrylizację amyloidu HEWL i chroni przed neurotoksycznością indukowaną przez Ap. wewn. J. Biol. Makromol. 2015, 72, 243-253. [Odsyłacz] [PubMed]

43. Lin, TY; Lu, CW; Wang, CC; Lu, JF; Wang, SJ Hispidulin hamuje uwalnianie glutaminianu w zakończeniach nerwów kory mózgowej szczura. Toksykol. Zał. Pharmacol. 2012, 263, 233-243. [Odsyłacz] [PubMed]

44. Chang, CY; Lin, TY; Lu, CW; Huang, SK; Wang, YC; Chou, SS; Wang, SJ Hesperydyna hamuje uwalnianie glutaminianu i wywiera neuroprotekcję przed ekscytotoksycznością wywołaną kwasem kainowym w hipokampie szczurów. Neurotoksykologia 2015,2015,157-169. [Odsyłacz] [PubMed]

45. Nicholls, DG; Sihra, TS Synaptosomy posiadają egzocytotyczną pulę glutaminianu. Natura 1986, 321, 772-773. [Odsyłacz] [PubMed]

46. ​​Wang, CC; Kuo, JR; Wang, SJ Dimebon, lek przeciwhistaminowy, hamuje uwalnianie glutaminianu w zakończeniach nerwów kory mózgowej szczura. Eur. J. Pharmacol. 2014, 734, 67-76. [Odsyłacz] [PubMed]

47. Tibbs, GR; Barrie, AP; van Mieghem, FJ; Mc-Mahon, HT; Nicholls, DG Powtarzające się potencjały czynnościowe w izolowanych zakończeniach nerwowych w obecności 4-aminopirydyny: Wpływ na uwalnianie wolnego Ca2 plus i glutaminianu w cytozolu. J. Neurochem. 1989,53,1693-1699. [Odsyłacz] [PubMed]

48. Akerman, KE; Scott, LG; Heikkila, JE; Heinonen, E. Jonowa zależność potencjału błonowego i odpowiedzi związanych z receptorem glutaminianu w synaptoneurosomach mierzona barwnikiem cyjaninowym, DiSC2 (5). J. Neurochem. 1987, 48, 552-559. [Odsyłacz] [PubMed]

49. Sihra, TS; Bogonez, E.; Nicholls, DG Zlokalizowane wejście Ca2 plus preferencyjnie wpływa na defosforylację białek, fosforylację i uwalnianie glutaminianu. J. Biol. Chem. 1992, 267,1983-1989. [PubMed]

50. Grynkiewicz G.; Poenie, M.; Tsien, RY Nowa generacja wskaźników Ca2 plus o znacznie ulepszonych właściwościach fluorescencyjnych. J. Biol. Chem. 1985, 260,3440-3450. [PubMed]