Część pierwsza Wpływ polifenoli na choroby nerek: celowanie w mitochondria

Abstrakcyjny

Funkcje mitochondriów, w tym fosforylacja oksydacyjna (OXPHOS), biogeneza mitochondriów i dynamika mitochondriów, są niezbędne do utrzymania zdrowia nerek. Poprzez modulację funkcji mitochondriów nerki mogą podtrzymywać lub regenerować ostre uszkodzenie nerek (AKI), przewlekłą chorobę nerek (CKD), nefrotoksyczność, nefropatię i perfuzję niedokrwienną. Terapeutyczna poprawa funkcji mitochondriów w nerkach związana jest z regulacją produkcji adenozynotrójfosforanu (ATP), wychwytywaniem wolnych rodników, spadkiem apoptozy i stanem zapalnym. Przeciwutleniacze dietetyczne, zwłaszcza polifenole obecne w owocach, warzywach i roślinach, przyciągają uwagę jako skuteczne interwencje dietetyczne i farmakologiczne. Znaczące dowody wskazują, że polifenole chronią przed uszkodzeniem mitochondriów w różnych eksperymentalnych modelach chorób nerek. Z mechanicznego punktu widzenia polifenole regulują status redoks mitochondriów, apoptozę i wiele międzykomórkowych szlaków sygnałowych. Dlatego w niniejszym przeglądzie podjęto próbę skupienia się na roli polifenoli w zapobieganiu lub leczeniu chorób nerek oraz zbadaniu mechanizmów molekularnych związanych z ich aktywnością farmakologiczną.

Słowa kluczowe

nerka; funkcja mitochondrialna; polifenole; ostre i przewlekłe choroby nerek.

Kliknij tutaj, aby wiedziećjakie są korzyści Cistanche

Wstęp

Nerki są jednymi z najbardziej energochłonnych narządów i odgrywają istotną fizjologiczną rolę w utrzymaniu homeostazy soli i wody [1]. Nerki otrzymują około 25% pojemności minutowej serca i są odpowiedzialne za regulację ciśnienia krwi oraz ciągłą filtrację krwi [2]. Fizjologicznie nerki zużywają około 7 procent całkowitego tlenu dostępnego dla ogólnej funkcji człowieka, co wskazuje na znaczącą rolę mitochondriów w ich fizjologii [2]. Mitochondria występują obficie w narządach aktywnych metabolicznie, w tym w nerkach, zwłaszcza w komórkach kanalików nerkowych [3,4]. Rzeczywiście, nerka jest metabolicznie aktywnym narządem zawierającym więcej mitochondriów na wagę niż jakikolwiek inny organ ludzki [5,6]. Ostre i przewlekłe choroby nerek, takie jak niedokrwienie nerek, toksyczność i ostre uszkodzenie, obejmują dysfunkcję mitochondriów [7-9]. Badania wykazały powiązania zarówno ostrych, jak i przewlekłych chorób nerek z upośledzoną biogenezą mitochondriów, OXPHOS i mitofagią mitochondriów [10]. Dysfunkcja mitochondriów w nerkach jest również związana ze stanem zapalnym, apoptozą i uszkodzeniem tkanek, przyczyniając się w ten sposób do śmiertelności i zachorowalności [11]. Badania wykazały, że wzorce żywieniowe i składniki dietetyczne mogą modulować czynność nerek i choroby [12,13]. Dieta bogata w rośliny, warzywa i owoce wiąże się z mniejszą częstością występowania chorób przewlekłych, takich jak choroby układu krążenia, nowotwory, cukrzyca typu 2 i choroby nerek [14,15]. Te biologiczne funkcjonalności są związane z obecnością aktywnych przeciwutleniaczy, zwłaszcza polifenoli [15]. „Polifenol” nie jest ścisłym terminem chemicznym i jest używany w odniesieniu do flawonoidów, garbników i kwasów fenolowych oraz ich różnych chemicznie modyfikowanych lub polimeryzowanych pochodnych [16]. W ciągu ostatnich dwóch dekad wiele polifenoli przyciągnęło uwagę jako środki nefroprotekcyjne, szczególnie ze względu na ich zdolność do utrzymania homeostazy oksydacyjnej i aktywacji sygnalizacji cytoprotekcyjnej in vivo (ryc. 1) [17]. Ostatnie badania wykazały działanie terapeutyczne związków bioaktywnych i ich korzystny wpływ na zdrowie; jednakże niewiele wysiłku włożono w podsumowanie wpływu interwencji polifenolowych na dysfunkcję mitochondriów w różnych chorobach nerek [12,18,19]. W niniejszym przeglądzie literatury podjęto próbę skupienia się na roli polifenoli w zapobieganiu i/lub leczeniu chorób nerek oraz zbadaniu mechanizmów komórkowych związanych z ich aktywnością farmakologiczną. Koncentrujemy się głównie na badaniach przedklinicznych, zarówno komórkowych, jak i zwierzęcych, które wykazały zdolność polifenoli do zmniejszania powikłań fizjologicznych i poprawy funkcji mitochondriów.

Biodostępność polifenoli

Ostatnie badania potwierdziły prozdrowotne dowody polifenoli w oparciu o różne modele eksperymentalne [20,21]. Jednak ich głównym problemem jest niska biodostępność i szybki metabolizm [22]. Dlatego biodostępność polifenoli została uznana za istotne ograniczenie ich oceny klinicznej i translacji.

Po podaniu polifenoli utlenianie, redukcja, hydroliza i koniugacja powodują wytwarzanie różnych rozpuszczalnych w wodzie metabolitów koniugatów, które mogą przechodzić przez barierę jelitową w celu dalszej dystrybucji do narządów [20,23]. W procesach tych pośredniczą hydrolaza laktazy floryzyny (LPH) i β-glukozydaza cytozolowa (CBG) [24]. Białka związane z opornością wielolekową (MRP{7}} i MRP{8}}) ​​również odgrywają istotną rolę w biodostępności polifenoli i akumulacji w tkankach [25]. Podczas pasażu jelitowego MRP{10}} na wierzchołkowej powierzchni komórek transportuje wewnątrzkomórkowe polifenole do światła jelita. MRP-1, zlokalizowany w biegunie naczyniowym enterocytów, promuje przejście polifenoli z enterocytu do krwioobiegu [24]. MRP-3 i transporter glukozy 2 (GLUT2) usuwają metabolity polifenoli z błony podstawno-bocznej enterocytu do krążenia wrotnego i docierają do wątroby [24]. Podaje się, że jelito cienkie może wchłonąć tylko około 5–10 procent całkowitego spożycia polifenoli po deglikozylacji [26]. Około 90-95 procent niezmodyfikowanych polifenoli i form skoniugowanych przechodzi przez przewód pokarmowy do jelita grubego w celu działania na mikroflorę jelitową. Mikroflora jelitowa może wytwarzać różne metabolity wywierające wpływ fizjologiczny [27].

Pomimo stosunkowo niewielu badań wykazujących niższy wychwyt polifenoli przez mitochondria, ich lipofilowość i pKa sprawiają, że są one bardziej odpowiednie do wzbogacania mitochondriów (28). Niedawne badania wykazały, że polifenole są bardziej biodostępne i mogą docierać do mitochondrialnych miejsc działania, niż wcześniej zakładano (29). Wartość pH komórek wpływa na dyfuzję polifenoli. Polifenole są neutralnymi fenolami i tworzą aniony fenolanowe w cytozolu (29,30). Ich lipofilowość warunkuje ich zdolność do przenikania przez błony komórkowe oraz błony wewnętrzne i zewnętrzne mitochondriów.Ze względu na wartości pKa zbliżone do pH i współczynników dystrybucji cytozolu i mitochondriów, wiele polifenoli może dotrzeć do macierzy mitochondrialnej i uwolnić proton w stosunkowo zasadowej (29). W tym czasie aniony fenolanowe przesuwają się z powrotem w dół gradientu elektrochemicznego do stosunkowo kwaśnej przestrzeni międzybłonowej. Następnie protony są transportowane z wewnętrznej błony mitochondrialnej do macierzy, aby regulować gradient elektrochemiczny (Am) (29,30 Ogólnie rzecz biorąc, badania wykazały, że polifenole są biodostępne, a ich metabolizm poprzez różne mechanizmy jest odpowiedzialny za ich aktywność biologiczną (31,32).

Ekstrakt Cistanche i proszek Cistanche

Mitochondria i nerki

1. System fosforylacji oksydacyjnej (OXPHOS).

Mitochondria są centralnym miejscem produkcji ponad 90 procent ATP w komórkach [33,34]. ∆Ψm w mitochondriach ma kluczowe znaczenie dla funkcji mitochondriów i jest szeroko stosowany jako wskaźnik funkcji mitochondriów i stresu oksydacyjnego [35]. Nadprodukcja reaktywnych form tlenu (ROS), głównie anionu ponadtlenkowego (O2·−), podczas przenoszenia elektronów do tlenu oraz niedobór enzymów antyoksydacyjnych, takich jak dysmutaza ponadtlenkowa (SOD) i glutation (GSH) [36], prowadzi do stresu oksydacyjnego, dysfunkcji mitochondriów i apoptozy [37]. Ponieważ mitochondrialne ROS mogą hamować wiele szlaków sygnałowych i zapobiegać prawidłowemu funkcjonowaniu i aktywności białek zależnych od redoks, doniesiono, że mitochondrialne ROS mogą być szkodliwe dla przeżycia komórek i zdrowia komórki nerki [38]. ROS są wytwarzane zarówno w korze nerkowej, jak i rdzeniu nerki, co powoduje zmianę przepływu krwi w nerkach, stan zapalny, zmiany włókniste i białkomocz [39].

2. Biogeneza mitochondrialna

Biogeneza mitochondrialna jest skomplikowanym i adaptacyjnym procesem odpowiedzi komórkowej [40]. Wymaga skoordynowanej transkrypcji i replikacji mitochondrialnego DNA, której towarzyszy synteza i import białek [5]. Biogeneza mitochondrialna jest regulowana przez rodzinę koaktywatorów transkrypcyjnych aktywowanych przez proliferatory receptorów gamma -1 (PGC{5}} ) [12]. Biogeneza mitochondriów, oddychanie, utlenianie kwasów tłuszczowych i OXPHOS są kontrolowane przez interakcję PGC{8}} z różnymi czynnikami transkrypcyjnymi, takimi jak jądrowe czynniki oddechowe 1 i 2 (Nrf1/2) oraz receptory aktywowane przez proliferatory peroksysomów ( PPAR) [38]. Koaktywator transkrypcyjny PGC-1 ulega silnej ekspresji w kanalikach proksymalnych nerki i odgrywa kluczową rolę w homeostazie kanalików [11]. Kinaza białkowa aktywowana przez AMP (AMPK) i rodzina deacetylaz zależnych od NAD plus, znanych jako sirtuiny (SIRT1–7), w tym SIRT1, są niezbędnymi modulatorami metabolizmu energetycznego. AMPK z fosforylacją i SIRT1 poprzez deacetylację mogą pozytywnie regulować PGC-1 [41–43]. Stymulacja PGC-1 poprzez deacetylację lub fosforylację może stymulować szlak, po którym następuje aktywacja jądrowych czynników transkrypcyjnych, takich jak Nrf1, Nrf2 i ekspresja mitochondriów czynnika transkrypcyjnego A (TFAM), co w konsekwencji prowadzi do transkrypcji mitochondrialnego DNA (mtDNA) i replikacja [44]. Ponadto aktywacja PGC{29}} poprawia biosyntezę dinukleotydu nikotynoamidoadeninowego (NAD plus ), cząsteczki kluczowej dla metabolizmu oksydacyjnego i ochrony komórek [11]. Doniesiono, że transgeniczna ekspresja PGC{31}} prowadzi do zwiększonej zawartości mitochondriów i ekspresji genów mitochondrialnych. I odwrotnie, utrata PGC{32}} powoduje zmniejszenie ekspresji genów mitochondrialnych i powoduje dysfunkcję mitochondriów u myszy [38]. Istnieje wiele dowodów na zmniejszoną biogenezę mitochondriów, jak również niski poziom PGC{34}} w AKI i CKD [45]. Ponadto ustalono szlak antyoksydacyjny Nrf2, aby radzić sobie ze stresem oksydacyjnym wywołanym przez CKD w komórkach nerkowych. Nrf2 jest związany ze swoim represorem w normalnych warunkach fizjologicznych; pod wpływem stresu oksydacyjnego Nrf2 ulega szybkiej dysocjacji i translokacji do jądra, kodując gen enzymu antyoksydacyjnego [46]. Z drugiej strony ROS, stres oksydacyjny i stany zapalne hamują potencjał antyoksydacyjny komórek nerkowych poprzez hamowanie ekspresji Nrf2 [47]. Homeostaza komórkowa jest zintegrowana z funkcją mitochondriów i biogenezą. Prowadzi do zespołu metabolicznego, chorób neurodegeneracyjnych i raka, jeśli szlak wewnątrzkomórkowy jest zaburzony [44]. Zgodnie z szerokim zaangażowaniem PGC-1 i Nrf1/2 jako ważnych czynników biogenezy mitochondriów, mogą one służyć jako istotne cele farmakologiczne w chorobach metabolicznych.

3. Dynamika mitochondrialna

Aby utrzymać homeostazę komórkową i funkcję mitochondriów, niezbędna jest dynamika mitochondriów, taka jak podział, fuzja i ruch [48–50]. Istnieją również białka rozszczepienia regulujące dynamikę mitochondriów, w tym rozszczepienie mitochondrialne 1 (Fis1), białka fuzyjne i zanik optyczny (OPA1) [7,51]. Dla optymalnej funkcji mitochondriów musi istnieć równowaga między zdarzeniami rozszczepienia i fuzji, ponieważ niezrównoważona dynamika mitochondriów ostatecznie doprowadzi do chorób, takich jak insulinooporność i cukrzyca typu 2, nadciśnienie, choroby sercowo-naczyniowe i otyłość [11,38,52]. ]. Ponadto choroby i upośledzenie czynności nerek są związane ze zwiększoną fragmentacją mitochondriów [53]. Odkrycia te sugerują, że zrównoważone rozszczepienie i fuzja mitochondriów są niezbędne do optymalnej funkcji mitochondriów w komórkach nerki.

4. Mitofagia

Mitofagia to autofagia nagromadzonych dysfunkcyjnych mitochondriów modulowanych przez szlaki domniemanej kinazy 1 (PINK1)-parkiny RBR E3 indukowanej przez PTEN (PARK2) (mechanizm zależny od ubikwityny) i chłoniaka z komórek B 2 (Bcl2) białko 3 (mechanizm niezależny od ubikwityny) [3,54–56]. Istnieje związek między zaburzoną mitofagią a chorobami nerek, takimi jak ostre uszkodzenie nerek, nefropatia cukrzycowa i stwardnienie kłębuszków nerkowych [11]. W modelach z nokautem PINK1 i / lub PARK2 produkcja ROS, stan zapalny, fragmentacja mitochondriów i apoptoza komórek zostały zwiększone w komórkach nerki, co spowodowało poważne uszkodzenie nerek. Sugeruje to, że szlaki PINK1 i PARK2 działają jako mechanizmy ochronne w AKI w celu utrzymania integralności kanalików nerkowych i funkcji nerek [57].

Cistanche tubulosa

Nerki i mitochondria

Przewlekłe i ostre uszkodzenia nerek są związane z produkcją RFT i reaktywnych form azotu (RNS) [11]. Stres oksydacyjny w AKI wynika z posocznicy, uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego, ekspozycji na odczynniki nefrotoksyczne i nefropatii cukrzycowej. Ujawniono, że równowaga między rozszczepieniem a fuzją zmierzała w kierunku rozszczepienia, przyczyniając się do fragmentacji mitochondriów w AKI [58]. W konsekwencji fragmentacja może być związana z uwalnianiem czynników apoptotycznych, takich jak cytochrom C, aktywacja kaspazy i apoptoza [53]. Dodatkowo AKI w modelach komórkowych i mysich wykazało spadek mitofagii, produkcji ROS, stanu zapalnego i wzrost uszkodzenia mitochondriów [59]. Zwłóknienie nerek, aw konsekwencji CKD, zwykle wynika z powtarzającej się lub ciężkiej AKI [60–62]. Ponadto CKD może wynikać z narażenia środowiskowego na metale, pestycydy i czynniki zakaźne, zmniejszonego wskaźnika przesączania kłębuszkowego i zwiększonego wydalania albumin z moczem [63,64]. W PChN odnotowano zwiększoną fragmentację mitochondriów w kanalikach nerkowych, zmniejszoną biogenezę mitochondriów, utratę potencjału błonowego mitochondriów (MMP), spadek wytwarzania ATP i nadprodukcję mitochondrialnych RFT [38,65]. Zatem CKD i AKI mogą zaburzać biogenezę mitochondriów, dynamikę i klirens mitofagii. Wszystkie te stany prawdopodobnie prowadzą do nagromadzenia cytokin zapalnych, uwolnienia czynników proapoptotycznych i uszkodzenia tkanek [11].

AKI wywołane przez niedokrwienie/reperfuzję (I/R) jest uszkodzeniem komórkowym wywołanym przez stan patologiczny, w wyniku którego krew powraca do tkanek, które były niedokrwione [66]. I/R przyczynia się do dysfunkcji nerek i AKI [67]. Towarzyszy temu stan zapalny, wytwarzanie RFT i cytokin, peroksydacja lipidów, zmiany w funkcji mitochondriów oraz uszkodzenie mitochondriów [68,69]. I/R może zwiększać poziomy białek czynników prozapalnych, w tym czynnika martwicy nowotworów (TNF-), interleukiny 1 (IL-1) i interleukiny 6 (IL-6) oraz ROS i dialdehyd malonowy (MDA) przy jednoczesnym obniżeniu SOD i GSH [70]. W mitochondriach oksydaza cytochromowa (kompleks IV) może katalizować transfer elektronów z cytochromu C do tlenu, tworząc gradient protonów do syntezy ATP [71]. ROS i produkty peroksydacji lipidów skutecznie hamują aktywność mitochondrialnego kompleksu IV [36,72], wpływając w ten sposób na przepływ elektronów przez łańcuch transportu elektronów i produkcję ATP [73]. W wyniku peroksydacji lipidów różne szlaki prowadzą do apoptozy i autofagii [74]. W innym badaniu szlak sygnałowy Nrf2/oksygenaza hemowa -1 (HO{20}}) zmniejszał uszkodzenie nerek I/R poprzez pośredniczenie w stresie oksydacyjnym [75]. Ca2 plus w stężeniach fizjologicznych jest niezbędnym regulatorem mitochondrialnego metabolizmu energetycznego [76]. Napływ Ca2 plus do mitochondriów jest godnym uwagi czynnikiem wyzwalającym mitochondrialną produkcję RFT [77]. Nadprodukcja ROS może wynikać ze zwiększonej akumulacji Ca2 plus w mitochondriach, co prowadzi do zahamowania transportu elektronów i/lub wzrostu aktywności enzymów odpowiedzialnych za generowanie RFT [78]. Ładunek mitochondrialnego Ca2 plus zmniejsza potencjał transbłonowy i otwiera pory przejściowe przepuszczalności mitochondriów (MPT), uszkadzając mitochondria i mitochondrialne łańcuchy oddechowe, a następnie gwałtowny wzrost RFT [79]. Z drugiej strony stwierdzono, że uszkodzenie niedokrwienne zmniejsza wychwyt OXPHOS i Ca2plus w mitochondriach nerkowych, co może wpływać na metabolizm mitochondrialny [69]. Badania te wykazały, że zapalenie wywołane I/R, stres oksydacyjny i apoptoza mogą być związane z mitochondriami nerek. Ostre uszkodzenie nerek wynikające z nefrotoksyczności może spowodować uszkodzenie mitochondriów, aw konsekwencji upośledzenie funkcji nerek [80].

Kadm jest toksycznym metalem ciężkim, który ma rozległe działanie nefrotoksyczne [81]. Ekspresja PGC{1}}, Nrf1, SIRT1 i TFAM zaangażowanych w biogenezę mitochondriów była upośledzona w przypadku nefrotoksyczności wywołanej kadmem [82]. Nefrotoksyczność spowodowała rozszczepienie mitochondriów poprzez hamowanie fuzji błony mitochondrialnej i aktywację mitofagii, w której pośredniczy szlak PINK/Parkin [83]. Niewydolność nerek wywołana kadmem może zmienić stan redoks tkanek poprzez zwiększenie ilości produktów peroksydacji lipidów, takich jak MDA i tlenek azotu (NO) oraz zmniejszenie aktywności enzymów SOD i katalazy (CAT) w nerkach [84]. Prowadzi to do zakłócenia funkcji mitochondriów, potencjału błony mitochondrialnej i ostatecznie do hemostazy nerek [82,85, 86].

Antybiotyk gentamycyna jest szeroko stosowany w leczeniu zakażeń bakteryjnych [87]. Nefrotoksyczność wywołana przez gentamycynę powoduje również wytwarzanie ROS w mitochondriach, stymulując otwarcie porów MPT [88]. W ten sposób otwarcie porów MPT powoduje uwolnienie cytochromu C do cytosolu, co prowadzi do pęcznienia mitochondriów, aktywacji kaskady kaspaz i ostatecznie kończy się apoptozą [89]. Ponadto stosunek X (Bax) związany z Bcl-2/Bcl{4}}, który jest istotnym czynnikiem kontrolującym apoptozę komórek, zmniejszył się w nerkach po nefrotoksyczności [90].

Leki przeciwnowotworowe, takie jak cisplatyna, powodują sieciowanie DNA i apoptozę [91]. Podobnie nefrotoksyczność indukowana cisplatyną zwiększała utlenianie białek i peroksydację lipidów w mitochondriach nerkowych szczurów, co wynikało ze zwiększonej produkcji ROS lub zmniejszenia statusu antyoksydacyjnego [92]. Po podaniu cisplatyny poziom końcowego produktu peroksydacji lipidów MDA znacznie wzrósł wraz z wyczerpaniem GSH i SOD u szczurów [93]. Zwiększona peroksydacja lipidów w mitochondriach może powodować zmniejszenie płynności błony mitochondrialnej, wzrost rozkładu ujemnego ładunku powierzchniowego i zmienioną przepuszczalność błony jonowej [94]. Cisplatyna wyzwala kaskady sygnalizacyjne, takie jak p53, kinaza MAP (MAPK) i czynnik jądrowy kappa B (NF-κB), poprzez tworzenie ROS [95]. Ponadto cisplatyna uwalnia cytokiny prozapalne, na przykład interleukinę 12 (IL-12), TNF- i IL-1, powodując uszkodzenie nerek [96]. Dlatego cisplatyna była w stanie uszkodzić nerki, generując stres oksydacyjny, zapalenie, uszkodzenie DNA, apoptozę i dysfunkcję mitochondriów [97].

Suplementy Cistanche

Cyklosporyna A jest lekiem immunosupresyjnym stosowanym w leczeniu chorób autoimmunologicznych i zapobieganiu odrzuceniu narządu [98]. Badania wykazały, że cyklosporyna A może powodować ostrą i przewlekłą nefrotoksyczność poprzez hamowanie oddychania mitochondrialnego i zmniejszanie produkcji ATP in vivo i in vitro [99-102]. Cyklosporyna A może hamować biogenezę mitochondriów, wywołując nefrotoksyczność [103]. Ludzkie komórki nabłonkowe kanalików proksymalnych nerki leczone cyklosporyną A wykazywały zwiększoną dysfunkcję mitochondriów i śmierć komórek wywołaną przez H2O2. Produkcja ROS podczas uszkodzenia H2O2 może aktywować szlak p53. Oprócz wiązania DNA, aktywowany p53 może gromadzić się w macierzy mitochondrialnej i wywoływać martwiczą śmierć komórek poprzez otwarcie porów MPT [104].

Doksorubicyna, środek przeciwnowotworowy, jest szeroko stosowana w leczeniu białaczki, raka piersi i guzów litych [105]. Podobnie jak w przypadku innych leków nefrotoksycznych, istniał związek między ekspozycją na doksorubicynę a spadkiem parametrów antyoksydacyjnych, takich jak peroksydaza glutationowa (GPx), SOD i CAT, a także aktywność SIRT1 [106, 107]. Badania wykazały, że doksorubicyna podniosła poziom reagentów kwasu tiobarbiturowego (TBARS) i MDA, wskaźnika uszkodzeń oksydacyjnych [108]. Aktywacja NF-κB odgrywa kluczową rolę w patogenezie zapalenia nerek wywołanego przez doksorubicynę [109]. Zgodnie z tym, NF-κB był odpowiedzialny za reakcje zapalne poprzez pośredniczenie w ekspresji TNF-, IL{10}} i IL-6 u szczurów leczonych doksorubicyną [110]. Powstawanie rodników ponadtlenkowych przez ekspozycję na doksorubicynę prowadziło do apoptozy [111,112]. Co więcej, zwierzęta leczone doksorubicyną wykazywały śmierć komórek i apoptozę charakteryzującą się zwiększoną regulacją Bax, obniżoną regulacją Bcl2, zwiększoną przepuszczalnością mitochondriów i aktywacją kaspazy -3 w nerkach [106].

Nefropatia cukrzycowa, powikłanie cukrzycy mikronaczyniowej, może powodować chorobę nerek [113]. Zmiany redoks są spowodowane uporczywą hiperglikemią i akumulacją produktów końcowych zaawansowanej glikacji (AGE) [114]. Wynikająca z tego przewlekła odpowiedź zapalna prowadzi do nieprawidłowych zmian redoks, albuminurii, białkomoczu, stwardnienia kłębuszków nerkowych i zwłóknienia śródmiąższowego kanalików [115]. Powikłania związane z cukrzycą są spowodowane wytwarzaniem ROS, mogą uszkadzać mitochondrialne DNA i indukować dysfunkcję komórek [116, 117]. Te zmiany w komórkach nerkowych, w tym w komórkach śródbłonka kłębuszków nerkowych, komórkach mezangium i komórkach nabłonka nerki, zakłócają syntezę ATP, powodują wewnątrzkomórkową nierównowagę wapnia i przyczyniają się do apoptozy i martwicy [118]. Tkanki nerek szczurów z cukrzycą wykazywały wyższe poziomy ROS, MDA, TNF-, IL{8}} i NF-κB p65 [119]. Apoptozę obserwowano również przy wyższych poziomach białka Bax i rozszczepionej kaspazy -3, zwiększonych poziomach cytochromu c w cytoplazmie i obniżeniu poziomu Bcl2. Ponadto nerki szczurów z cukrzycą wykazały znaczny spadek poziomów mRNA i poziomów jądrowych Nrf2, ze zmniejszeniem poziomów mRNA SOD oraz poziomów białek SOD i GSH. To zakłócenie żywotności komórek i homeostazy oksydacyjnej było prawdopodobnie wspierane przez wywołany hiperglikemią wzrost ROS i wyczerpaną pulę Nrf2 [120]. W nefropatii cukrzycowej stres oksydacyjny może zwiększać degradację GSH lub obniżać wrodzoną syntezę GSH. Ponadto ROS obniżają również aktywność enzymatyczną SOD i CAT [121]. Co więcej, wolne rodniki indukowane podczas nefropatii cukrzycowej obniżyły aktywność AMPK i SIRT1, krytycznych regulatorów aktywności PGC1 i metabolizmu energetycznego mitochondriów [122]. Uszkodzenie komórek podocytów, które pokrywają zewnętrzne powierzchnie naczyń włosowatych kłębuszków nerkowych, związane z Nrf1 i dysfunkcją mitochondriów, przyczyniło się do cukrzycowej choroby nerek [123]. Badania wykazały również, że uszkodzenie mitochondriów przyczyniło się do przewlekłego i ostrego uszkodzenia nerek w wyniku zmniejszenia mitochondrialnego DNA, potencjału błony mitochondrialnej i produkcji ATP wraz ze wzrostem stanu zapalnego i apoptozy [65].

Bibliografia

1. Vart, P.; Grams, ME Pomiar i ocena funkcji nerek. Semin. Nefrol. 2016, 36, 262–272.

2. Hartogh, DJD; Tsiani, E. Korzyści zdrowotne resweratrolu w chorobach nerek: dowody z badań in vitro i in vivo. Odżywka 2019, 11, 1624.

3. Forbes, JM Mitochondria – mocni gracze w funkcjonowaniu nerek? Trendy Endokrynol. Metab. 2016, 27, 441–442.

4. Hoenig, poseł; Zeidel, ML Homeostasis, Milieu Intérieur i Mądrość Nefrona. Clin. J. Am. soc. Nefrol. 2014, 9, 1272–1281.

5. Pagliarini, DJ; Calvo, SE; Chang, B.; Sheth, SA; Vafai, SB; Ong, SE; Walford, Georgia; Sugiana, C.; Boneh, A.; Chen, WK; i in. Kompendium białek mitochondrialnych wyjaśnia biologię złożonej choroby I. Komórka 2008, 134, 112–123.

6. Bhargava, P.; Schnellmann, RG Energetyka mitochondrialna w nerkach. Nat. Wielebny Nephrol. 2017, 13, 629–646.

7. Duann, P.; Lianos, EA; Ma, J.; Lin, P.-H. Autofagia, wrodzona odporność i naprawa tkanek w ostrym uszkodzeniu nerek. Int. J. Mol. nauka 2016, 17, 662.

8. Hill, NR; Fatoba, ST; OK, JL; Hirst, JA; O'Callaghan, Kalifornia; Lasserson DS; Hobbs, FDR Globalna częstość występowania przewlekłej choroby nerek — przegląd systematyczny i metaanaliza. PLoS ONE 2016, 11, e0158765.

9. Lameire, NH; Bagga, A.; Cruz, D.; De Maeseneer, J.; Endre, Z.; Kellum, J.; Liu, KD; Mehta, RL; Pannu, N.; Van Biesen, W.; i in. Ostre uszkodzenie nerek: rosnący globalny problem. Lancet 2013, 382, ​​170–179.

10. Fontecha-Barriuso, M.; Martin-Sanchez, D.; Martinez-Moreno, J.; Monsalve, M.; Ramos, A.; Sanchez-Niño, M.; Ruiz-Ortega, M.; Ortiz, A.; Sanz, A. Rola PGC{6}} i biogenezy mitochondrialnej w chorobach nerek. Biomolekuły 2020, 10, 347.

11. Duann, P.; Lin, P.-H. Uszkodzenia mitochondriów i choroby nerek. Dyn mitochondrialny. Sercowo-naczyniowy Med. 2017, 982, 529–551.

12. Mafra, D.; Gidlund, E.-K.; Borges, NA; Magliano, DC; Lindholm, B.; Stenvinkel, P.; Von Walden, F. Bioaktywna żywność i ćwiczenia w przewlekłej chorobie nerek: Celowanie w mitochondria. Eur. J. Clin. badać. 2018, 48, e13020.

13. Yi, W.; Xie, X.; Du, M.; Kupić.; Wu, N.; Yang, H.; Tian, ​​C.; Xu, F.; Xiang, S.; Zhang, P.; i in. Polifenole z zielonej herbaty łagodzą wczesne uszkodzenie nerek wywołane dietą wysokotłuszczową poprzez szlak ketogenezy / SIRT3. oksydacyjny Med. Komórka. Longev. 2017, 2017, 9032792.

14. Boeing, H.; Bechthold, A.; Bub, A.; Ellinger S.; Haller, D.; Kroke, A.; Leschik-Bonnet, E.; Müller, MJ; Oberritter, H.; Schulze, M.; i in. Recenzja krytyczna: Warzywa i owoce w profilaktyce chorób przewlekłych. Eur. J. Nutr. 2012, 51, 637–663.

15. Mehmood, A.; Zhao, L.; Wang, C.; Nadeem, M.; Raza, A.; Ali, N.; Shah, AA Zarządzanie hiperurykemią poprzez dietetyczne polifenole jako naturalny lek: kompleksowy przegląd. Krytyk. Wielebny Nauka o Żywności. Nutr. 2017, 59, 1433–1455.

16. Williamson, G. Rola polifenoli we współczesnym żywieniu. Nutr. Byk. 2017, 42, 226–235.

17. Adekunle, IA; Imafidon, CE; Oladele, AA; Ayoka, AO Polifenole imbiru łagodzą wywołane cyklosporyną zaburzenia czynności nerek: Potencjalne zastosowanie w adjuwantowej terapii transplantacyjnej. Patofizjologia 2018, 25, 101–115.

18. Tovar-Palacio, C.; Noriega, LG; Mercado, A. Potencjał polifenoli do przywrócenia SIRT1 i NAD oraz metabolizmu w chorobach nerek. Składniki odżywcze 2022, 14, 653.

19. Bendokas, V.; Skemiene, K.; Trumbeckaite, S.; Stanys, V.; Passamonti S.; Borutait, V.; Liobikas, J. Antocyjany: od pigmentów roślinnych do korzyści zdrowotnych na poziomie mitochondrialnym: recenzje; Krytyczne recenzje w naukach o żywności i żywieniu; Taylor i Francis: Filadelfia, Pensylwania, USA, 2020; Tom 60.

20. Del Rio, D.; Rodriguez-Mateos, A.; Spencer, JPE; Tognolini, M.; Borges, G.; Crozier, A. Dietary (poli)fenole w zdrowiu człowieka: struktury, biodostępność i dowody na działanie ochronne przeciwko chorobom przewlekłym. przeciwutleniacz. Sygnał redoks. 2013, 18, 1818–1892.

21. Teng, H.; Chen, L. Polifenole i biodostępność: aktualizacja. Krytyk. Wielebny Nauka o Żywności. Nutr. 2019, 59, 2040–2051.

22. Brglez Mojzer, E.; Knez Hrncíc, M.; Škerget, M.; Knez, Z.; Bren, U. Polifenole: metody ekstrakcji, działanie przeciwutleniające, biodostępność i działanie przeciwnowotworowe. Cząsteczki 2016, 21, 901.

23. Spencer, JPE; Chowrimootoo, G.; Choudhury R.; Debnam, Hiszpania; Srai, SK; Rice-Evans, C. Jelito cienkie może zarówno wchłaniać, jak i glukuronidować flawonoidy prześwitu. FEBS Lett. 1999, 458, 224–230.

24. Santhakumar, AB; Battino, M.; Alvarez-Suarez, JM Polifenole dietetyczne: struktury, biodostępność i działanie ochronne przed miażdżycą. Chemia spożywcza. Toksykol. 2018, 113, 49–65.

25. Leonarduzzi, G.; Testa, G.; Sottero, B.; Gamba, P.; Poli, G. Projektowanie i rozwój systemów dostarczania opartych na nanonośnikach do profilaktycznej lub terapeutycznej suplementacji flawonoidami. bież. Med. chemia 2010, 17, 74–95.

26. Cardona, F.; Andrés-Lacueva, C.; Tulipani, S.; Tinahones, FJ; Queipo-Ortuño, MI Korzyści z polifenoli na mikroflorę jelitową i wpływ na zdrowie człowieka. J. Nutr. Biochem. 2013, 24, 1415–1422.

27. Bowey, E.; Adlercreutz, H.; Rowland, I. Metabolizm izoflawonów i lignanów przez mikroflorę jelitową: badanie na szczurach wolnych od drobnoustrojów i związanych z ludzką florą. Chemia spożywcza. Toksykol. 2003, 41, 631–636.

28. Naven, RT; Szwajcarski, R.; Klug-McLeod, J.; Will, Y.; Greene, N. Rozwój relacji struktura-aktywność dla dysfunkcji mitochondriów: rozprzęganie fosforylacji oksydacyjnej. Toksykol. nauka 2012, 131, 271–278.

29. Stevens, JF; Revel, JS; Maier, CS Mitochondria-Centric Przegląd bioaktywności polifenoli w modelach raka. przeciwutleniacz. Sygnał redoks. 2018, 29, 1589–1611.

30. Spycher, S.; Smejtek P.; Netzeva, TI; Escher, BI W kierunku niezależnego od klasy ilościowego modelu zależności struktura-aktywność dla rozprzęgaczy fosforylacji oksydacyjnej. chemia Rez. Toksykol. 2008, 21, 911–927.

31. Velderrain-Rodríguez, GR; Palafox-Carlos, H.; Wall-Medrano, A.; Ayala-Zavala, JF; Chen, C.-YO; Robles-Sánchez, M.; Astiazaran-García, H.; Alvarez-Parrilla, E.; González-Aguilar, GA Związki fenolowe: ich podróż po spożyciu. Funkcja żywności. 2014, 5, 189–197.

32. Husajn, MB; Hassan, S.; Waheed, M.; Javed, A.; Farooq, MA; Tahir, A. Biodostępność i szlak metaboliczny związków fenolowych. 5. Fizjologiczne aspekty związków fenolowych w roślinach; Marcos, SH, Rosario, GM, Mariana, PT, wyd.; IntechOpen: Rijeka, Chorwacja, 2019.

33. Barchiesi, A.; Bazzani, V.; Tolotto, V.; Elancheliyan, P.; Wasilewski, M.; Chacińska, A.; Vascotto, C. Mitochondrialny stres oksydacyjny indukuje szybką translokację przestrzeni międzybłonowej / macierzy białka endonukleazy apurynowej / apirymidynowej 1 przez kompleks TIM23. J. Mol. Biol. 2020, 432, 166713.

34. Hui, Y.; Lu, M.; Han, Y.; Zhou, H.; Liu, W.; Li, L.; Jin, R. Resweratrol poprawia funkcję mitochondriów w pozostałej nerce od 5/6 szczurów po nefrektomii. Acta Histochem. 2017, 119, 392–399.

35. Hüttemann, M.; Lee, I.; Pecinova, A.; Pecina, P.; Przyklenka K.; Doan, JW Regulacja fosforylacji oksydacyjnej, potencjał błony mitochondrialnej i ich rola w chorobach człowieka. J. Bioenerg. Biomembr. 2008, 40, 445–456.

36. Angelova, PR; Abramov, AY Rola mitochondrialnych ROS w mózgu: od fizjologii do neurodegeneracji. FEBS Lett. 2018, 592, 692–702.

37. Daenen, K.; Andries, A.; Mekahli, D.; Van Schepdael, A.; Jouret, F.; Bammens, B. Stres oksydacyjny w przewlekłej chorobie nerek. Pediatr. Nefrol. 2018, 34, 975–991.

38. Galvan, DL; zielony, NH; Danesh, FR Cechy charakterystyczne dysfunkcji mitochondriów w przewlekłej chorobie nerek. Nerki Int. 2017, 92, 1051–1057.

39. Nistala, R.; Whaley-Connell, A.; Sowers, JR Redox Kontrola funkcji nerek i nadciśnienie. przeciwutleniacz. Sygnał redoks. 2008, 10, 2047–2089.

40. Rensvold, JW; Ong, SE; Jeevananthan, A.; Carr, SA; Mootha, VK; Pagliarini, DJ Komplementarne profilowanie RNA i białek identyfikuje żelazo jako kluczowy regulator biogenezy mitochondrialnej. Przedstawiciel komórki 2013, 3, 237–245.

41. Chen, W.-L.; Kang, C.-H.; Wang, S.-G.; Lee, H.-M. -Kwas liponowy reguluje metabolizm lipidów poprzez indukcję sirtuiny 1 (SIRT1) i aktywację kinazy białkowej aktywowanej przez AMP. Diabetologia 2012, 55, 1824–1835.

42. Canto, C.; Auwerx, J. PGC-1 , SIRT1 i AMPK, sieć wykrywania energii, która kontroluje wydatek energetyczny. bież. Opinia. Lipidol. 2009, 20, 98–105.

43. Chang, HC; Guarente, L. SIRT1 i inne sirtuiny w metabolizmie. Trendy Endokrynol. Metab. 2013, 25, 138–145.

44. Chodari, L.; Aytemir, MD; Vahedi, P.; Alipur, M.; Vahed, SZ; Khatibi, SMH; Ahmadian, E.; Ardalan, M.; Eftekhari, A. Celowanie w biogenezę mitochondrialną za pomocą związków polifenolowych. oksydacyjny Med. Komórka. Longev. 2021, 2021, 4946711.

45. Chambers, JM; Wingert, RA PGC{1}} w chorobie: najnowsze spostrzeżenia dotyczące nerek dotyczące wszechstronnego regulatora metabolizmu. Komórki 2020, 9, 2234.

46. ​​Layal, K.; Perdhana, IS; Louisa, M.; Estuningtyas, A.; Soetikno, V. Wpływ kwercetyny na stres oksydacyjny i markery zwłóknienia w modelu szczura z przewlekłą chorobą nerek. Med. J. Indony. 2017, 26, 169–177. [Odnośnik]

47. Ruiz, S.; Pergola PE; Zager, RA; Vaziri, ND Celowanie w czynnik transkrypcyjny Nrf2 w celu złagodzenia stresu oksydacyjnego i stanu zapalnego w przewlekłej chorobie nerek. Nerki Int. 2013, 83, 1029–1041.

48. Liesa, M.; Shirihai, OS Dynamika mitochondrialna w regulacji wykorzystania składników odżywczych i wydatków na energię. Metabolizm komórkowy 2013, 17, 491–506.

49. Pernas, L.; Scorrano, L. Mito-morfoza: fuzja mitochondrialna, rozszczepienie i przebudowa cristae jako kluczowi mediatorzy funkcji komórkowych. rok Wielebny Fizjol. 2016, 78, 505–531.

50. Putti, R.; Sica, R.; Migliaccio, V.; Lionetti, L. Wpływ diety na bioenergetykę i dynamikę mitochondriów. Przód. Fizyol. 2015, 6, 109.

51. Żan, M.; Brooks, C.; Liu, F.; Słońce, L.; Dong, Z. Dynamika mitochondrialna: mechanizmy regulacyjne i pojawiająca się rola w patofizjologii nerek. Nerki Int. 2013, 83, 568–581.

52. Lahera, V.; Heras, NDL; Farre, AL; Manucha, W.; Ferder, L. Rola dysfunkcji mitochondriów w nadciśnieniu i otyłości. bież. nadciśnienie. Rep. 2017, 19, 11.

53. Brooks, C.; Wei, Q.; Cho, S.-G.; Dong, Z. Regulacja dynamiki mitochondriów w ostrym uszkodzeniu nerek w hodowli komórkowej i modelach gryzoni. J. Clin. badać. 2009, 119, 1275–1285.

54. Scheibye-Knudsen, M.; Kieł, EF; Croteau, DL; Wilson, DM; Bohr, Wirginia Ochrona elektrowni mitochondrialnej. Trendy Cell Biol. 2014, 25, 158–170.

55. Ashrafi, G.; Schwarz, TL Ścieżki mitofagii do kontroli jakości i usuwania mitochondriów. Różnica śmierci komórki. 2012, 20, 31–42.

56. Youle, RJ; Narendra, DP Mechanizmy mitofagii. Nat. Wielebny Mol. Biol komórkowy. 2011, 12, 9–14.

57. Wang, Y.; Cai, J.; Tang, C.; Dong, Z. Mitofagia w ostrym uszkodzeniu nerek i naprawie nerek. Komórki 2020, 9, 338.

58. Clark, AJ; Parikh, SM Metabolizm mitochondrialny w ostrym uszkodzeniu nerek. Semin. Nefrol. 2020, 40, 101–113.

59. Tang, C.; Han, H.; Yan, M.; Zhuohua, Z.; Liu, J.; Liu, Z.; Chengyuan, T.; Tan, J.; Liu, Y.; Liu, H.; i in. Szlak mitofagii PINK{1}}PRKN/PARK2 jest aktywowany w celu ochrony przed uszkodzeniem niedokrwienno-reperfuzyjnym nerek. Autofagia 2018, 14, 880–897.

60. Ferenbach, DA; Bonventre, JV Mechanizmy nieadaptacyjnej naprawy po AKI prowadzącej do przyspieszonego starzenia się nerek i CKD. Nat. Wielebny Nephrol. 2015, 11, 264–276. [

61. Bravi, Kalifornia; Vertosick, E.; Benfante, N.; Cyna, A.; Sjöberg, D.; Hakimi, AA; Touijer, K.; Montorsi, F.; Eastham, J.; Russo, P.; i in. Wpływ ostrego uszkodzenia nerek i czasu jego trwania na długoterminową czynność nerek po częściowej nefrektomii. Eur. Urol. 2019, 76, 398–403.

62. Forni, LG; Darmon, M.; Ostermann, M.; Straaten, HMO-V.; Pettilä, V.; Prowle, J.; Schetz, M.; Joannidis, M. Odzyskiwanie nerek po ostrym uszkodzeniu nerek. intensywny Pielęgnacja med. 2017, 43, 855–866.

63. Scammell, MK; Sennett, CM; Petropoulos, Z.; Kamal, J.; Kaufman, JS Narażenia środowiskowe i zawodowe w chorobie nerek. Semin. Nefrol. 2019, 39, 230–243.

64. Zheng, LY; Sanders, AP; Saland, JM; Wright, RO; Arora, M. Ekspozycje środowiskowe oraz funkcja i choroba nerek u dzieci: przegląd systematyczny. Otaczać. Rez. 2017, 158, 625–648.

65. Granata S.; Gassa, AD; Tomei, P.; Lupo, A.; Zaza, G. Mitochondria: nowy cel terapeutyczny w przewlekłej chorobie nerek. Nutr. Metab. 2015, 12, 49.

66. Amani, H.; Habibey R.; Shokri, F.; Hajmiresmail, SJ; Akhavan, O.; Mashaghi, A.; Pazoki-Toroudi, H. Nanocząsteczki selenu do ukierunkowanej terapii udaru poprzez modulację sygnalizacji zapalnej i metabolicznej. nauka Rep. 2019, 9, 6044.

67. Liu, H.; Chen, Z.; Weng, X.; Chen, H.; Du, Y.; Diao, C.; Liu, X.; Wang, L. Wzmacniacz homologu zeste 2 moduluje piroptozę za pośrednictwem stresu oksydacyjnego in vitro oraz w mysim modelu uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerki. FASEB J. 2019, 34, 835–852.

68. Kamarauskaite, J.; Baniene R.; Trumbeckas, D.; Strazdauskas, A.; Trumbeckaite, S. Ester fenetylowy kwasu kawowego chroni mitochondria nerek przed urazem wywołanym niedokrwieniem / reperfuzją w modelu szczura in vivo. Przeciwutleniacze 2021, 10, 747.

69. Trumbeckaite, S.; Pauziene, N.; Trumbeckas, D.; Jievaltas, M.; Baniene, R. Ester fenetylowy kwasu kawowego zmniejsza wywołane niedokrwieniem uszkodzenie mitochondriów nerek u szczurów. oksydacyjny Med. Komórka. Longev. 2017, 2017, 1697018.

70. Liu, Q.; Liang, X.; Liang, M.; Qin, R.; Qin, F.; Wang, X. Kwas elagowy łagodzi uraz niedokrwienno-reperfuzyjny nerek poprzez szlak sygnalizacyjny NOX4/JAK/STAT. Zapalenie 2019, 43, 298–309.

71. Roede, JR; Jones, DP Reaktywne gatunki i dysfunkcja mitochondriów: Mechanistyczne znaczenie 4-hydroksynonenalu. Otaczać. Mol. Mutagen. 2010, 51, 380–390.

72. Wang, H.; Guan, Y.; Karamercan, MA; Tak, L.; Bhatti, T.; Becker, LB; Baur, JA; Sims, Kalifornia Resweratrol ratuje funkcję mitochondriów nerek po wstrząsie krwotocznym. Szok 2015, 44, 173–180.

73. Chong, SJF; Niski, ICC; Pervaiz, S. Mitochondrialny ROS i zaangażowanie Bcl -2 jako mitochondrialnego regulatora ROS. Mitochondrium 2014, 19, 39–48.

74. Su, L.-J.; Zhang, J.-H.; Gomez, H.; Murugan, R.; Hong, X.; Xu, D.; Jiang, F.; Peng, Z.-Y. Peroksydacja lipidów indukowana przez reaktywne formy tlenu w apoptozie, autofagii i ferroptozie. oksydacyjny Med. Komórka. Longev. 2019, 2019, 5080843.

75. Jiang, G.; Liu, X.; Wang, M.; Chen, H.; Chen, Z.; Qiu, T. Oxymatrine łagodzi uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne nerek spowodowane stresem oksydacyjnym poprzez szlak Nrf2/HO{3}}. Acta Cir. Biustonosze. 2015, 30, 422–429.

76. Kumaran, KS; Prince, PSM Kwas kawowy chroni mitochondria serca szczura przed uszkodzeniami oksydacyjnymi wywołanymi przez izoproterenol. Opiekunowie stresu komórkowego 2010, 15, 791–806.

77. Camello-Almaraz, C.; Gomez-Pinilla, PJ; Pozo, MJ; Camello, PJ Mitochondrialne reaktywne formy tlenu i sygnalizacja Ca2 plus. Jestem. J. Physiol. Fizjol komórkowy. 2006, 291, C1082 – C1088.

78. Robert, FF; Feissner, RF; Skalska, J.; Gaum, MY; Sheu, S.-S. Sygnalizacja przesłuchu między mitochondrialnym Ca2 plus a ROS. Przód. Biologia. 2009, 14, 1197–1218.

79. Qu, J.; Chen, W.; Hu, R.; Feng, H. Uraz i terapia reaktywnych form tlenu w krwotoku śródmózgowym patrząc na mitochondria. oksydacyjny Med. Komórka. Longev. 2016, 2016, 2592935.

80. Basile, DP; Anderson, doktor medycyny; Sutton, TA Patofizjologia ostrego uszkodzenia nerek. komp. Fizyol. 2012, 2, 1303–1353.

81. Genchi, G.; Sinicropi, MS; Lauria, G.; Carocci, A.; Catalano, A. Skutki toksyczności kadmu. Int. J. Środowisko. Rez. Zdrowie Publiczne 2020, 17, 3782.

82. Zhang, Q.; Zhang, C.; Ge, J.; Lv, M.-W.; Talukder, M.; Guo, K.; Li, Y.-H.; Li, J.-L. Łagodzące działanie resweratrolu na nefrotoksyczność wywołaną kadmem poprzez modulowanie odpowiedzi jądrowego receptora ksenobiotycznego i mitofagii za pośrednictwem PINK1/Parkina. Funkcja żywności. 2020, 11, 1856–1868.

83. Liu, L.; Tao, R.; Huang, J.; On, X.; Qu, L.; Jin, Y.; Zhang, S.; Fu, Z. Wątrobowy stres oksydacyjny i reakcje zapalne z ekspozycją na kadm u samców myszy. Otaczać. Toksykol. Farmakol. 2015, 39, 229–236.

84. Karaca, S.; Eraslan, G. Wpływ oleju lnianego na stres oksydacyjny wywołany kadmem u szczurów. Biol. Śledzić Elem. Rez. 2013, 155, 423–430.

85. Cannino, G.; Ferruggia, E.; Rinaldi, AM Białka uczestniczące w regulacji potranskrypcyjnej mitochondrialnej podjednostki IV oksydazy cytochromu c poprzez elementy zlokalizowane w 30 UTR. Mitochondrium 2009, 9, 471–480.

86. Xu, S.; Pi, H.; Zhang, L.; Zhang, N.; Li, Y.; Zhang, H.; Tang, J.; Li, H.; Feng, M.; Deng, P.; i in. Melatonina zapobiega nieprawidłowej dynamice mitochondriów wynikającej z neurotoksyczności kadmu poprzez blokowanie zależnej od wapnia translokacji Drp1 do mitochondriów. J. Szyszynka Res. 2016, 60, 291–302.

87. Khan, F.; Pham, DTN; Kim, Y.-M. Alternatywne strategie stosowania antybiotyków aminoglikozydowych przeciwko bakteriom chorobotwórczym człowieka tworzącym biofilm. Aplikacja Mikrobiol. Biotechnologia. 2020, 104, 1955–1976.

88. Walker, PD; Shah, SV Gentamycyna zwiększyła produkcję nadtlenku wodoru przez mitochondria kory nerkowej. Jestem. J. Physiol. Fizyol. 1987, 253, C495 – C499.

89. Kinnaly, KW; Peixoto PM; Ryu, S.-Y.; Dejean, LM Czy mPTP jest strażnikiem martwicy, apoptozy lub obu? Biochim. Biofiza. Acta 2011, 1813, 616–622.

90. Sepand, MR; Ghahremani, MH; Razavi-Azarkhiavi, K.; Aghsami, M.; Rajabi, J.; Keshavarz-Bahaghighat, H.; Soodi, M. Kwas elagowy zapewnia ochronę przed uszkodzeniami oksydacyjnymi wywołanymi przez gentamycynę, dysfunkcją mitochondriów i nefrotoksycznością związaną z apoptozą. J. Pharm. Farmakol. 2016, 68, 1222–1232.

91. Zhang, S.; Zhong, X.; Yuan, H.; Guo, Y.; Piosenka, D.; Qi, F.; Zhu, Z.; Wang, X.; Guo, Z. Interferowanie w apoptozie i naprawie DNA komórek nowotworowych w celu pokonania oporności na cisplatynę przez proleki platyny (iv). chemia nauka 2020, 11, 3829–3835.

92. Waseem, M.; Kaushik, P.; Parvez, S. Mitochondria-Łagodząca rola kurkuminy w nefrotoksyczności indukowanej cisplatyną. Biochemia Komórkowa. Funkcja 2013, 31, 678–684.

93. Kumar, M.; Dahiya, V.; Kasala, ostry dyżur; Bodduluru, LN; Lahkar, M. Renoprotekcyjne działanie hesperetyny w nefrotoksyczności wywołanej cisplatyną u szczurów: dowody molekularne i biochemiczne. Biomed. Farmakoterapeuta. 2017, 89, 1207–1215.

94. Szewczyk, A. Mitochondria jako cel farmakologiczny. Farmakol. Rev. 2002, 54, 101–127.

95. Sung, MJ; Kim, DH; Jung, YJ; Kang, KP; Lee, AS; Lee, S.; Kim, W.; Davaatseren, M.; Hwang, J.-T.; Kim, H.-J.; i in. Genisteina chroni nerki przed uszkodzeniem wywołanym przez cisplatynę. Nerki Int. 2008, 74, 1538–1547.

96. Guerrero-Beltrán, CE; Mukhopadhyay, P.; Horvath, B.; Rajesh, M.; Tapia, E.; García-Torres, I.; Pedraza-Chaverri, J.; Pacher, P. Sulforaphane, naturalny składnik brokułów, zapobiega śmierci komórek i stanom zapalnym w nefropatii. J. Nutr. Biochem. 2012, 23, 494–500.

97. Wang, Z.; Słońce, W.; Słońce, X .; Wang, Y.; Zhou, M. Kaempferol łagodzi nefrotoksyczność wywołaną cisplatyną poprzez modulowanie stresu oksydacyjnego, stanu zapalnego i apoptozy poprzez szlaki ERK i NF-κB. AMB Express 2020, 10, 1–11.

98. Ciarcia, R.; Damiano S.; Florio, A.; Spagnuolo, M.; Zachia, E.; Squillacioti, C.; Mirabella, N.; Florio, S.; Pagnini U.; Garofano, T.; i in. Ochronny wpływ apocyniny na nadciśnienie wywołane cyklosporyną A i nefrotoksyczność u szczurów. J. Komórka. Biochem. 2015, 116, 1848–1856.

99. Tedesco, D.; Haragsim, L. Cyklosporyna: przegląd. J. Przeszczep. 2012, 2012, 230386.

100. Niemann, CU; Saeed, M.; Akbari, H.; Jacobsen, W.; Benet, Luizjana; Chrześcijanie, U.; Serkowa, N.; Saeed, M. Bliski związek między zmniejszeniem metabolizmu energii w mięśniu sercowym a rozmiarem zawału: ocena odpowiedzi na dawkę cyklosporyny. J. Pharmacol. Do potęgi. Ter. 2002, 302, 1123–1128.

101. Serkova, N.; Jacobsen, W.; Niemann, CU; Litt, L.; Benet, Luizjana; Leibfritz, D.; Chrześcijanie, U. Sirolimus, ale nie strukturalnie spokrewniony RAD (everolimus), wzmacnia negatywny wpływ cyklosporyny na metabolizm mitochondriów w mózgu szczura. J. Cereb. Metabolizm przepływu krwi. 2001, 133, 875–885.

102. Serkova, N.; Klawitter, J.; Niemann, CU Specyficzna dla narządu odpowiedź na hamowanie metabolizmu mitochondriów przez cyklosporynę u szczurów. Transpl. Int. 2003, 16, 748–755.

103. Rehman, H.; Krishnasamy, Y.; Haque, K.; Thurman, RG; Lemasters, JJ; Schnellmann, RG; Zhong, Z. Polifenole z zielonej herbaty stymulują biogenezę mitochondriów i poprawiają czynność nerek po przewlekłym leczeniu cyklosporyną u szczurów. PLoS JEDEN 2013, 8, e65029.

104. Księżyc, D.; Kim, J. Cyklosporyna A pogarsza śmierć komórek wywołaną nadtlenkiem wodoru w komórkach nabłonka kanalików proksymalnych nerki. Anat. Biol komórkowy. 2019, 52, 312–323.

105. Wu, Q.; Li, W.; Zhao, J.; Słońce, W.; Yang, Q.; Chen, C.; Xia, P.; Zhu, J.; Zhou, Y.; Huang, G.; i in. Apigenina łagodzi uszkodzenie nerek wywołane przez doksorubicynę poprzez hamowanie stresu oksydacyjnego i stanu zapalnego. Biomed. Farmakoterapeuta. 2021, 137, 111308.

106. Alagal, RI; AlFaris, NA; Alshammari, GM; Altamimi, JZ; AlMousa, Luizjana; Yahya, MA Kaempferol osłabia nefropatię za pośrednictwem doksorubicyny u szczurów poprzez aktywację sygnalizacji SIRT1. J. Funkcja. Żywność 2021, 89, 104918.

107. Kocahan, S.; Dogan, Z.; Erdemli, E.; Taskin, E. Ochronny wpływ kwercetyny na toksyczność wywołaną stresem oksydacyjnym związaną z doksorubicyną i cyklofosfamidem w nerkach szczura i tkance wątroby. Iranu. J. Choroba nerek. 2017, 11, 124–131.

108. Chenais, B.; Andriollo, M.; Guiraud, P.; Belhoussine, R.; Jeannesson, P. Udział stresu oksydacyjnego w indukowanym chemicznie różnicowaniu komórek K562. Bezpłatny. radykalny. Biol. Med. 2000, 28, 18–27.

109. Sutariya, B.; Saraf, M. -asarone zmniejsza białkomocz poprzez przywrócenie aktywności enzymów antyoksydacyjnych i regulację szlaku sygnałowego czynnika martwicy κB w zespole nerczycowym wywołanym przez doksorubicynę. Biomed. Farmakoterapeuta. 2017, 98, 318–324.

110. Hekmat, AS; Chenari, A.; Alipanah, H.; Javanmardi, K. Ochronny wpływ alamandyny na nefrotoksyczność wywołaną doksorubicyną u szczurów. Firma farmaceutyczna BMC. Toksykol. 2021, 22, 31.

111. Pedrycz, A.; Czerny, K. Badanie immunohistochemiczne białek związanych z apoptozą w komórkach nerki płodu szczura po podaniu matce adriamycyny przed ciążą. Acta Histochem. 2008, 110, 519–523.

112. Pedrycz, A.; Wieczorski, M.; Czerny, K. Późne skutki pojedynczej dawki adriamycyny na nerki płodu szczura — ocena ultrastrukturalna. Otaczać. Toksykol. Farmakol. 2005, 20, 157–160.

113. de Zeeuw, D.; Remuzzi, G.; Parving, H.-H.; Keane, WF; Zhang, Z.; Shahinfar, S.; Snapinn, S.; Cooper, ja; Mitch, MY; Brenner, BM Białkomocz, cel renoprotekcji u pacjentów z nefropatią cukrzycową typu 2: Lekcje z RENAAL. Nerki Int. 2004, 65, 2309–2320.

114. Cepas, V.; Collino, M.; Mayo, JC; Sainz, RM Sygnalizacja redoks i zaawansowane produkty końcowe glikacji (AGE) w chorobach dietozależnych. Antyoksydanty 2020, 9, 142.

115. Tiwari, BK; Pandey, KB; Abidi, AB; Rizvi, SI Markery stresu oksydacyjnego podczas cukrzycy. J. Biomark. 2013, 2013, 378790.

116. Forbes, JM; Coughlan, MT; Cooper, ME Stres oksydacyjny jako główny winowajca choroby nerek w cukrzycy. Cukrzyca 2008, 57, 1446–1454.

117. A Nath, K.; Norby, SM Reaktywne formy tlenu i ostra niewydolność nerek. Jestem. J. Med. 2000, 109, 665–678.

118. Fernandes SM; Cordeiro, PM; Watanabe, M.; da Fonseca, CD; Vattimo, MDFF Rola stresu oksydacyjnego w nefropatii cukrzycowej wywołanej streptozotocyną u szczurów. Łuk. Endokrynol. Metab. 2016, 60, 443–449.

119. Malik, S.; Suchal K.; Khan, SI; Bhatia, J.; Kishore, K.; Dinda, AK; Arya, DS Apigenin łagodzi nefropatię cukrzycową wywołaną przez streptozotocynę u szczurów poprzez szlaki MAPK-NF-κB-TNF- i TGF- 1-MAPK-fibronektyna. Jestem. J. Physiol. Fizyol. 2017, 313, F414 – F422.

120. Altamimi, JZ; AlFaris, NA; Alshammari, GM; Alagal, RI; Aljabryn, DH; Aldera, H.; Alrfaei, BM; Alkhateeb, MA; Yahya, MA Kwas elagowy chroni przed nefropatią cukrzycową u szczurów poprzez regulację transkrypcji i aktywności Nrf2. J. Funkcja. Żywność 2021, 79, 104397.

121. Abdu, HM; Elkader, H.-TAEA Potencjalne efekty terapeutyczne ekstraktu Trifolium alexandrinum, hesperetyny i kwercetyny przeciwko nefropatii cukrzycowej poprzez osłabienie stresu oksydacyjnego, stanu zapalnego, GSK{2}} i apoptozy u samców szczurów. chemia Oddziaływać. 2021, 352, 109781.

122. Rius-Pérez, S.; Torres-Cuevas, I.; Millán, I.; Ortega, AL; Pérez, S. PGC-1, Zapalenie i stres oksydacyjny: integracyjne spojrzenie na metabolizm. Utleniony. Med. Komórka. Longev. 2020, 2020, 1452696.

123. Bao, L.; Cai, X.; Dai, X.; Ding, Y.; Jiang, Y.; Li, Y.; Zhang, Z.; Li, Y. Ekstrakty proantocyjanidyny z pestek winogron poprawiają uszkodzenie podocytów poprzez aktywację koaktywatora receptora aktywowanego przez proliferatory peroksysomów 1 u szczurów z cukrzycą wywołanych niską dawką streptozotocyny i dietą wysokowęglowodanową / wysokotłuszczową. Funkcja żywności. 2014, 5, 1872–1880.

Fatemeh Ashkar, Khushwant S. Bhullar i Jianping Wu

Wydział Rolno-Spożywczych i Nauk o Żywieniu, Uniwersytet Alberty, Edmonton, AB T6G 2R3, Kanada; fashkar@ualberta.ca (FA); bhullar@ualberta.ca (KSB)