Preparatywna izolacja i oczyszczanie czterech związków z Cistanches Deserticola YC Ma metodą szybkiej chromatografii przeciwprądowej

Kontakt: Audrey Hu Whatsapp/hp: 0086 13880143964 E-mail:audrey.hu@wecistanche.com

Abstrakcyjny:

Po etapie wzbogacania składników na kolumnie z żelem krzemionkowym czteryglikozydy fenyloetanoidowezostały skutecznie odizolowane odCistanches deserticolai oczyszczono metodą preparatywnej wysokoobrotowej chromatografii przeciwprądowej (HSCCC) z dwufazowym układem rozpuszczalników składającym się z octan etylu-n-butanol-etanol-woda (40:6:6:50, v/v /v/v). Łącznie 30,9 mg akteozydu, 13,0 mg izoakteozydu, 12,5 mg syringalidu A 3'- -L-ramnopiranozydu i 7,2 mg 2'-acetyloakteozydu o czystości powyżej 95 procent, jak określono metodą HPLC-ELSD, otrzymany w jednoetapowej separacji z 297 mgEkstrakt z Cistanche deserticola, odpowiednio. Ich struktury zidentyfikowano metodą HR-MS, 1H-NMR i 13C-NMR.

Słowa kluczowe: szybka chromatografia przeciwprądowa;Cistanches deserticola YC Ma;glikozydy fenyloetanoidowe; akteozyd; izoakteozyd; syringalid A 3'- -L-ramnopiranozyd; 2'-acetyloakteozyd.

Wstęp

Cistanches deserticolaYC Ma, gatunekCistanchesnależący do rodziny Orobanchaceae, jest dobrze znaną Tradycyjną Medycyną Chińską w leczeniu niewydolności nerek, niepłodności kobiecej, chorobliwej białaczki, neurapraksji i zaparć starczych [1]. Jest to roślina pasożytnicza szeroko rozpowszechniona w północno-zachodnich Chinach. Do tej pory z tego gatunku wyizolowano kilka związków, w tym glikozydy fenyloetanoidowe (PhG), irydoidy i lignany [2]. Doniesiono, że niektóre z PhG mają działanie antyoksydacyjne, hepatoprotekcyjne i neuroprotekcyjne [3–6]. Jednak procedura izolacji i oczyszczania PhGs jest trudna i czasochłonna. Co więcej, klasyczne metody wielokrotnej chromatografii nie tylko wykorzystują dużą liczbę rozpuszczalników organicznych, ale także zapewniają niższy odzysk próbki. Szybka chromatografia przeciwprądowa (HSCCC), beznośnikowa technika chromatograficzna z rozdziałem ciecz-ciecz, oferuje doskonałe odzyskiwanie próbki w porównaniu z niektórymi konwencjonalnymi metodami i jest szeroko stosowana do separacji i oczyszczania różnych produktów naturalnych [7–9]. . Chociaż kilka PhG zostało oczyszczonych zCistanchesrodzaju i innych przez HSCCC [10–14], żadna praca nie donosiła o oczyszczaniu akteozydu, izoakteozydu, syringalidu A 3'- -L-ramnopiranozydu i 2'-acetyloakteozydu w jednym układzie dwufazowym.

W tym artykule przedstawiamy prostą metodę separacji i oczyszczania czterech PhG z C. deserticola. Ostatecznie w jednym etapie otrzymano 30,9 mg akteozydu, 13,0 mg izoakteozydu, 12,5 mg syringalidu A 3'- -L-ramnopiranozydu i 7,2 mg 2'-acetyloakteozydu oddzielenie od 297 mg frakcji o czystości odpowiednio 99 procent, 95 procent, 99 procent i 98 procent. Ich struktury scharakteryzowano na podstawie danych spektralnych 1H- i 13C-NMR oraz widm HR-MS. Struktury czterech PhG zidentyfikowanych w tym badaniu przedstawiono na rysunku 1.

Wyniki i dyskusja

Analiza HPLC surowego ekstraktu

Wzbogaconą w składniki frakcję ekstraktu n-butanowego z C. deserticola analizowano metodą HPLC-UV. Zastosowano kolumnę Accurasil C18 (250 mm × 4,6 mm, średnica wewnętrzna 5 μm) (Thermo-Fisher Scientific Instruments, miasto, skrót stanu, USA), fazą ruchomą był metanol-woda (30:70, v/v). Szybkość przepływu wynosiła 1 ml/min. Długość fali detektora ustawiono na 254 nm. Chromatogram HPLC pokazano na Figurze 2. Piki 1 do 4 odpowiadają akteozydowi (1), izoakteozydowi (2), syringalidowi A 3'- -L-ramnopiranozydowi (3) i 2'-acetyloakteozydowi (4), odpowiednio.

Wybór dwufazowego systemu rozpuszczalników

Pomyślne oddzielenie przez HSCCC w dużej mierze zależy od wyboru odpowiedniego dwufazowego układu rozpuszczalników, dwufazowy układ rozpuszczalników został wybrany zgodnie z wartościami współczynnika podziału (K) każdego docelowego składnika, a optymalny zakres K powinien wynosić od {{ 2}}.5 do 2.

W eksperymencie wartości K dla docelowych składników kilku dwufazowych układów rozpuszczalników pokazano w Tabeli 1 (chociaż nieco wyższe dla piku 4, wyniki okazały się akceptowalne). Wśród nich odpowiednie współczynniki podziału dla związków docelowych uzyskano dla octanu etylu-n-butanolu-etanolu-woda (40:6:6:50, obj./obj./obj./obj.). Ostatecznie do wyizolowania i oczyszczenia czterech związków C. deserticola zastosowano układ rozpuszczalników składający się z octan etylu-n-butanol-etanol-woda (40:6:6:50, v/v/v/v). Rysunek 3. Jak pokazano na rysunku 2, analiza HPLC każdej frakcji HSCCC wykazała, że ​​cztery czyste PhG (akteozyd 99 procent; izoakteozyd 95 procent; syringalid A 3′- -L-ramnopiranozyd 99 procent i 2′- acetyloakteozyd 98%) można było otrzymać z surowej frakcji.

Eksperymentalny

Aparat

Sprzętem HSCCC zastosowanym w niniejszym badaniu był system szybkiej chromatografii przeciwprądowej TBE-300B (Shanghai Tauto Biotech Co., Szanghaj, Chiny) z trzema preparatywnymi wielowarstwowymi kolumnami do separacji wężownic połączonymi szeregowo (średnica rury=2,6 mm, całkowita objętość=300 ml) i 20 ml pętla próbki. Promień obrotu lub odległość między osią uchwytu a środkiemoś wirówki (oś wirówki (R) wynosiła 5 cm, a wartość zmieniała się od 0.5 na końcówce wewnętrznej do 0.8 na końcówce zewnętrznej (=r/R, gdzie r jest odległością od cewki do wałka oprawki). Do kontrolowania temperatury w eksperymencie zastosowano urządzenie do cyrkulacji w stałej temperaturze HX 105 (Beijing Changliu Lab Instrument Company, Pekin, Chiny). System HSCCC został wyposażony w średniociśnieniową pompę stałoprzepływową model TBP-5002, detektor UV model TBP-2000 działający przy 254 nm oraz stację roboczą model V4.0 (Jinda Biochemistry Instrument Company, Szanghai Chiny).

Zastosowanym sprzętem do wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC) był system Agilent 1200, który składa się z pompy binarnej G1312A, autosamplera G1329A, detektora zmiennej długości fali G1314A (VWD), termostatowanego przedziału kolumny G1316A, degazera G1379B i Agilent LC stacja robocza. Do wykrywania czystości użyto Alltech 3300 ELSD. Do identyfikacji strukturalnej związków wykorzystano spektrometry Agilent 6520 Q-TOF i Bruker AVANCE III 500-NMR. Widma 1H i 13C-NMR (odpowiednio przy 500 i 125 MHz) mierzono w temperaturze pokojowej (22 stopnie/295,1 K).

Odczynniki i materiały

Octan etylu, n-butanol i etanol były czystości analitycznej, a metanol czystości HPLC. Wszystkie rozpuszczalniki zakupiono w Tianjin Concord Technology Company (Tianjin, Chiny). Do wszystkich roztworów i rozcieńczeń zastosowano wodę Milli-Q (18,2 MΩ) (Millipore, Bedford, MA, USA). Kłącze C. deserticola zostało zebrane z Prowincji Mongolii Wewnętrznej w Chińskiej Republice Ludowej w czerwcu 2009 roku. Roślinę zidentyfikował prof. Lijuan Zhang, a egzemplarz kuponu (nr 20091001) został zdeponowany w naszym laboratorium.

Przygotowanie próbki surowej

Sproszkowane, suszone na powietrzu, mięsiste łodygi C. deserticola (1 kg) dwukrotnie ogrzewano pod chłodnicą zwrotną z wodnym etanolem (8 l, 60 procent v/v) przez 2 godziny za każdym razem. Ekstrakt odparowano pod zmniejszonym ciśnieniem iw temperaturze 60 stopni aż do całkowitego odparowania etanolu. Pozostałość zawieszono w wodzie i wyekstrahowano kolejno trzykrotnie chloroformem, octanem etylu i n-butanolem, otrzymując 5,16 g ekstraktu n-butanowego po odparowaniu do sucha pod zmniejszonym ciśnieniem. Ekstrakt n-butanowy następnie rozdzielono na kolumnie z żelem krzemionkowym (200–300 mesh) stosując stopniową elucję gradientową (CHCl3–MeOH, 10:1→1:1), uzyskując osiem frakcji. Frakcję 6 (297 mg) zastosowano do dalszej izolacji i rozdziału HSCCC.

Wybór systemów dwufazowych rozpuszczalników

Dwufazowe układy rozpuszczalników dobrano zgodnie ze współczynnikiem podziału (K) docelowych składników we frakcji C. deserticola. Wartości K określono za pomocą analizy LC w następujący sposób: Odpowiednią ilość surowego proszku ekstraktu (frakcja 6) rozpuszczono w dolnej fazie układu rozpuszczalników i analizowano metodą HPLC. Powierzchnie pików zarejestrowano jako A1. Następnie do roztworu dodano równą objętość górnej fazy i dokładnie wymieszano do osiągnięcia równowagi podziału. Dolną fazę następnie ponownie analizowano metodą HPLC. Te ostatnie powierzchnie pików zapisano jako A2. Wartości K obliczono według następującego równania: K=(A1 − A2)/A2 [15,16].

Przygotowanie układu dwufazowego rozpuszczalnika i roztworu próbki

W niniejszej pracy do rozdziału HSCCC zastosowano dwufazowy układ rozpuszczalników octan etylu-n-butanol-etanol-woda (40:6:6:50, obj./obj./obj.). Każdy rozpuszczalnik dodano do rozdzielacza i dokładnie zrównoważono w temperaturze pokojowej. Fazę górną i fazę dolną oddzielono i odgazowano przez sonikację przez 30 min tuż przed użyciem. Roztwór próbki przygotowano przez rozpuszczenie 297 mg frakcji 6 w 15 ml dolnej fazy octan etylu-n-butanol-etanol-woda (40:6:6:50, v/v/v/v).

Procedura separacji HSCCC

HSCCC przeprowadzono w następujący sposób. Wielowarstwową zwiniętą kolumnę najpierw napełniono górną organiczną fazą stacjonarną. Dolną wodną fazę ruchomą następnie wpompowano do górnej części kolumny z szybkością przepływu 1,5 ml/min, a jednocześnie aparat HSCCC pracował z prędkością obrotową 900 obr./min. Po ustaleniu się równowagi hydrodynamicznej, na co wskazuje wyraźna faza ruchoma eluująca u wylotu ogona (około dwie godziny później), 15 ml roztworu próbki zawierającego 297 mg surowego ekstraktu (frakcja 6) wstrzyknięto przez zawór wtryskowy. Wyciek z kolumny monitorowano w sposób ciągły przy 254 nm. Frakcje z czterema pikami zebrano zgodnie z chromatogramem, a następnie odparowano pod zmniejszonym ciśnieniem. Temperaturę aparatu ustawiono na 25 stopni .

Analiza HPLC i identyfikacja frakcji pików HSCCC

Frakcje pików z HSCCC analizowano metodą HPLC-ELSD. Użytą kolumną była Accurasil C18 (250 mm × 4,6 mm, średnica wewnętrzna 5 μm), fazą ruchomą był metanol-woda (30:70, v/v). Szybkość przepływu wynosiła 1 ml/min. ELSD pracował w następujących warunkach: Temp 45 stopni, gaz 1,6 l/min. Identyfikację strukturalną czterech frakcji pików HSCCC przeprowadzono za pomocą spektroskopii HR-ESI-MS, 1H i 13C-NMR.

Identyfikacja strukturalna

Frakcja I: HR-ESI-MS obserwowany przy m/z 623,2001 (M-H)-, obliczono dla C29H35O15, 623,1981. 1H-NMR (500 MHz, CD3OD) δ ppm: 1.09 (3H, d, J=6 Hz, CH3 ramnozy), 2.79 (2H, t, J=7.5 Hz, Ar-CH 2-), 4,37 (1H, d, J=8 Hz, H-1 glukozy), 5,18 (1H, d, J=1 Hz, H{{34} } ramnozy), 6,27 (1H, d, J=15,5 Hz, Ar-CH=CH-), 7,59 (1H, d, J=15,5 Hz, Ar -CH=CH-), 6,5-7,1 (6H, aromatyczne H).13C-NMR (125 MHz, CD3OD) δ ppm: 131,5 (C-1), 117,2 (C{{65} }), 146,2 (C-3), 144,7 (C-4), 116,4 (C-5), 121,3 (C-6), 72,4 (C- ), 36,6 (C- ), 127,7 (Caf-1), 115,3 (Caf-2), 146,9 (Caf-3), 149,8 (Caf-4), 116,6 (Caf{{ 98}}), 123,2 (Caf-6), 168,3 (Caf- ), 114,8 (Caf- ), 148,1 (Caf- ), 104,3 (G-1), 76,1 (Glc{{116} }), 81,7 (Glc-3), 70,5 (Glc-4), 76,3 (Glc-5), 62,4 (Glc-6), 103,1 (Rha{{131} }), 72,3 (Rha-2), 72,1 (Rha-3), 73,9 (Rha-4), 70,7 (Rha-5), 18,5 (Rha{{146} }). W porównaniu z danymi podanymi w literaturze [17] frakcja I odpowiadała akteozydowi.

Frakcja II: HR-ESI-MS obserwowany przy m/z 623,1987 (M-H)-, obliczono dla C29H35O15, 623,1981. 1H-NMR (500 MHz, CD3OD) δ ppm: 1,25 (3H, d, J=6,5 Hz, CH3 ramnozy), 2,78 (2H, t, J=7 Hz, Ar-CH2-), 4,33 (1H, d, J=8 Hz, H-1 glukozy), 5,17 (1H, d, J {{ 33}} Hz, H-1 ramnozy), 6,28 (1H, d, J=15,5 Hz, Ar-CH=CH-), 7,56 (1H, d, J=15,5 Hz, Ar-CH=CH-), 6,5-7,0 (6H, aromatyczny H). 13C-NMR (125 MHz, CD3OD) δ ppm: 131,5 (C-1), 117,2 (C-2), 146,2 (C-3), 144,7 (C-4 ), 116,5 (C-5), 121,3 (C-6), 72,4 (C- ), 36,7 (C- ), 127,8 (Caf-1), 115,2 (Caf{{89 }}), 146,8 (Caf-3), 149,7 (Caf-4), 116,6 (Caf-5), 123,2 (Caf-6), 169,2 (Caf- ), 115,0 (Caf- ), 147,3 (Caf- ), 104,5 (G-1), 75,5 (Glc-2), 84,2 (Glc-3), 70,1 (Glc-4 ), 75,7 (Glc-5), 64,7 (Glc-6), 102,8 (Rha-1), 72,4 (Rha-2), 72,4 (Rha-3 ), 74,1 (Rha-4), 70,5 (Rha-5), 17,9 (Rha-6). Dane spektralne 1H-NMR i 13C-NMR były zgodne z danymi izoakteozydu opisanymi w literaturze [18].

Frakcja III: HR-ESI-MS obserwowany przy m/z 6{{108}}7,2032 (M-H)-, obliczono dla C29H35O14, 607,2032. 1H-NMR (500 MHz, CD3OD) ppm: 1.09 (3H, d, J=6 Hz, CH3 ramnozy), 2.84 (2H, t, J=7.5 Hz, Ar-CH 2-), 4,37 (1H, d, J=8 Hz, H-1 glukozy), 5,19 (1H, d, J=10,5 Hz, H{{ 35}} ramnozy), 6,27 (1H, d, J=16 Hz, Ar-CH=CH-), 7,59 (1H, d, J=16 Hz, Ar-CH =CH-), 6,6-7,1 (7H, aromatyczny H). 13C-NMR (125 MHz, CD3OD) δ ppm: 130,8 (C-1), 116,2 (C-2), 130,9 (C-3), 156,8 (C-4 ), 130,8 (C-5), 116,2 (C-6), 72,4 (C- ), 36,4 (C- ), 127,8 (Caf-1), 114,8 (Caf{{88) }}), 149,8 (Caf-3), 146,9 (Caf-4), 116,6 (Caf-5), 123,2 (Caf-6), 168,3 (Caf- ), 115,4 (Caf- ), 148,0 (Caf- ), 104,3 (G-1), 76,3 (Glc-2), 81,7 (Glc-3), 70,4 (Glc-4 ), 76,1 (Glc-5), 62,5 (Glc-6), 103,0 (Rha-1), 72,3 (Rha-2), 72,2 (Rha-3 ), 73,9 (Rha-4), 70,7 (Rha-5), 18,4 (Rha-6). Według literatury [18] frakcja III odpowiadała syringalidowi A 3'- -L-ramnopiranozydowi.

Frakcja IV: HR-ESI-MS obserwowany przy m/z 665,21{{20}} (M-H)-, obliczono dla C31H37O16, 665,2087. 1H-NMR (500 MHz, CD3OD) δ ppm: 1.09 (3H, d, J=6.5 Hz, CH3 ramnozy), 2.00 (3H, s, OAc), 2.72 (2H, t, J { {25}}0,5 Hz, Ar-CH2-), 4,55 (1H, d, J=8 Hz, H-1 glukozy), 4,90 (1H, d, J { {37}} Hz, H-1 ramnozy), 6,29 (1H, d, J=15,5 Hz, Ar-CH=CH-), 7,62 (1H, d, J=15,5 Hz, Ar-CH=CH-), 6,5-7,0 (6H, aromatyczny H). 13C-NMR (125 MHz, CD3OD) δ ppm: 131,9 (C-1), 117,3 (C-2), 146,1 (C-3), 144,7 (C-4 ), 116,4 (C-5), 121,4 (C-6), 72,7 (C- ), 36,4 (C- ), 127,7 (Caf-1), 115,4 (Caf{{93) }}), 146,9 (Caf-3), 149,9 (Caf-4), 116,6 (Caf-5), 123,2 (Caf-6), 168,1 (Caf- ), 114,7 (Caf- ), 148,2 (Caf- ), 101,8 (G-1), 75,3 (Glc-2), 80,3 (Glc-3), 70,8 (Glc-4 ), 76,2 (Glc-5), 62,3 (Glc-6), 103,3 (Rha-1), 72,0 (Rha{-2), 71,8 (Rha-3 ), 73,7 (Rha-4), 70,8 (Rha-5), 18,5 (Rha-6), 171,5 (C=O), 20,9 (OAC). Dane spektralne 1H-NMR i 13C-NMR były zgodne z danymi dla 2'-acetyloakteozydu [17].

Wnioski

Metoda HSCCC do preparatywnego rozdzielania i oczyszczania akteozydu, izoakteozydu, syringalidu A 3'- -L-ramnopiranozydu i 2'-acetyloakteozydu zCistanches deserticola YC Mazostał założony. Niniejsze badanie wskazuje, że HSCCC jest bardzo potężną techniką do preparatywnej separacji i oczyszczania składników bioaktywnych z materiałów roślinnych. Ponadto związki można izolować na wystarczająco dużą skalę o wysokiej czystości, a następnie można je stosować jako substancje odniesienia do badań chromatograficznych lub bioaktywności. Metoda ta jest wykonalną, ekonomiczną i wydajną techniką szybkiej preparatywnej izolacji skomplikowanych produktów naturalnych.

Podziękowanie

Praca ta była wspierana przez Program dla Uczonych Changjiang i Zespół Badań Innowacyjnych na Uniwersytecie (PCSIRT), Projekt Planu Współpracy Międzynarodowej Ministerstwa Nauki i Technologii Chin (2008DFB30070) oraz Program Naukowy Lewego Sztandaru Alashan ({{2 }}).

Bibliografia

1. Chińska Komisja Farmakopealna. Farmakopea Chińskiej Republiki Ludowej; Ludowe Wydawnictwo Medyczne: Pekin, Chiny, 2010; Tom 1, s. 126.

2. Jiang, Y.; Tu, PF Analiza składników chemicznych gatunków Cistanche. J. Chromatogr. 2009, 1216, 1970-1979.

3. Morikawa, T.; Pan, Y.; Ninomiya K.; Imura, K.; Matsuda, H.; Yoshikawa, M.; Yuan, D.; Muraoka, O. Acylowane fenyloetanoidowe aminoglikozydy o działaniu hepatoprotekcyjnym z pustynnej rośliny Cistanche tubulosa. Bioorg. Med. Chem. 2010, 18, 1882-1890.

4. Chen, H.; Jing, FC; Li, CL; Wt, PF; Zhang, QS; Wang, ZH Echinakozyd zapobiega zmniejszeniu zewnątrzkomórkowego poziomu neuroprzekaźników monoaminowych w prążkowiu u szczurów z uszkodzeniem 6-hydroksydopaminy. J. Etnofarmakol. 2007, 114, 285-289.

5. Muraoka, O.; Ninomiya K.; Morikawa, T.; Wakayama, H.; Matsuda, H.; Yoshikawa, M. Hepatoprotekcyjne składniki z łodyg Cistanche tubulosa. Yakugaku Zasshi 2007, 127, 49-51.

6. Koo, KA; Śpiewane, SH; Park, Ohio; Kim, SH; Lee, KY; Kim, YC In vitro neuroprotekcyjne działanie glikozydów fenyloetanoidowych z dychotoma Callicarpa. Planta Med. 2005, 71, 778–780.

7. Li, M.; Liu, RM; Słońce, AL; Wu, SJ; Liu, NN Rozdzielanie i oczyszczanie rutyny i akacyny z chińskiego zioła leczniczego Herba Cirsii przez połączenie makroporowatej żywicy adsorpcyjnej i szybkiej chromatografii przeciwprądowej. J. Chromatogr. Nauka. 2009, 47, 329-332.

8. Yin, H.; Zhang S.; Luo, XM; Liu, YH Preparatywna izolacja i oczyszczanie dwóch glikozydów benzoksazynoidowych z Acanthus ilicifolius L. metodą szybkiej chromatografii przeciwprądowej. J. Chromatogr. 2008, 1205, 177–181.

9. Peng, AH; Li, R.; Hu, J.; Chen, LJ; Zhao, X.; Luo, HD; Tak, HY; Yuan, Y.; Wei, YQ Gradient szybkości przepływu przy użyciu szybkiej chromatografii przeciwprądowej, rozdzielanie pięciu diterpenoidów z Triperygium wilfordii i zwiększanie skali. J. Chromatogr. 2008, 1200, 129–135.

10. Xie, J.; Deng, J.; Tan, F.; Su, J. Oddzielanie i oczyszczanie echinakozydu z Penstemon barbatus (Can.) Roth przez recykling szybkiej chromatografii przeciwprądowej. J. Chromatogr. B2010, 878, 2665-2668.

11. Li, L.; Tsao, R.; Yang, R.; Liu, C.; Młody, JC; Zhu, H. Izolacja i oczyszczanie glikozydów fenyloetanoidowych zCistanche deserticolametodą szybkiej chromatografii przeciwprądowej. Chemia Spożywcza 2008, 108, 702-710.

12. Li, L.; Tsao, R.; Liu, ZQ; Liu, SY; Yang, R.; Młody, JC; Zhu, HH; Deng, ZY; Xie, MÓJ; Fu, ZH Izolacja i oczyszczanie akteozydu i izoakteozydu z Plantago psyllium L. metodą szybkiej chromatografii przeciwprądowej. J. Chromatogr. 2005, 1063, 161-169. Cząsteczki 2012, 17 8284

13. Lei, L.; Yang, FQ; Zhang, TY; Wt, PF; Wu, LJ; Ito, Y. Preparatywna izolacja i oczyszczanie akteozydu i 2'-acetyloakteozydu z Cistanches salsa (CA Mey.) G. Beck metodą szybkiej chromatografii przeciwprądowej. J. Chromatogr. 2001, 912, 181-185.

14. Lei, L.; Yang, FQ; Zhang, TY; Wt, PF; Wu, LJ; Chen, FK; Ito, Y. Preparatywna izolacja i oczyszczanie glikozydów fenyloetanoidowych z ekstraktu kału psów rasy beagle metodą szybkiej chromatografii przeciwprądowej. J. Liq. Chromat. Wzgl. Technol. 2001, 24, 2187–2195.

15. Gao, SY; Feng, B.; Zhu, RN; Ma, JK; Wang, W. Preparatywna izolacja trzech antrachinonów z Rumex japonicus metodą szybkiej chromatografii przeciwprądowej. Cząsteczki 2011, 16, 1201–1210.

16. On, F.; Bai, YH; Wang, J.; Wei, J.; Yu, CY; Li, S.; Yang, WL; Han, CH Izolacja i oczyszczanie oridoniny z całej rośliny Isodon rubescens metodą szybkiej chromatografii przeciwprądowej. Cząsteczki 2011, 16, 7949-7957.

17. Kobayashi, H.; Oguchi, H.; Takizawa, N.; Miyase, T.; Ueno, A.; Usmanghani, K.; Ahmad, M. Nowe glikozydy fenyloetanoidowe z cistanche tubulosa (Schrenk) Hook. f. I. Chem. Farmacja Byk. 1987, 35, 3309-3314.

18. Yoshizawa, F.; Deyama, T.; Takizawa, N.; Usmanghani, K.; Ahmad, M. Składniki cistanche tubulosa (Schrenk) Hook. f. II. Izolacja i struktury nowego glikozydu fenyloetanoidowego i nowego glikozydu neolignanowego. Chem. Farmacja Byk. 1990, 38, 1927-1930.