Aplikacja kwercetyny dla karpia pospolitego (Cyprinus carpio): I. Wpływ na wydajność wzrostu, odporność humoralną, status przeciwutleniaczy, geny związane z odpornością i odporność na stres cieplny

Badanie to przeprowadzono w celu oceny wpływu różnych poziomów kwercetyny na wzrost, reakcje immunologiczne, stan antyoksydacyjny, czynniki biochemiczne w surowicy i reakcje na stres wysokotemperaturowy u karpia pospolitego (Cyprinus carpio). Ogółem 216 karpi pospolitych o średniej masie 27:21 ± 53 g podzielono na 12 zbiorników (cztery zabiegi × trzy powtórzenia) i karmiono 0 mg/kg kwercetyny (T0), 200 mg/kg kwercetyny (T1), 400 mg/kg kwercetyny (T2) i 600 mg/kg kwercetyny (T3) przez 60 dni. Zaobserwowano znaczące różnice w wydajności wzrostu, a najwyższą końcową masę ciała (FBW), przyrost masy ciała (WG), właściwe tempo wzrostu (SGR) i spożycie paszy (FI) zaobserwowano w T2 i T3 (P < 0:05) .

Istnieje ścisły związek między czynnikami biochemicznymi w surowicy a odpornością. Czynniki biochemiczne w surowicy są głównymi metabolitami w organizmie człowieka, a wzrost lub spadek ich poziomu będzie miał wpływ na odporność organizmu.

Czynniki biochemiczne w surowicy obejmują białka, węglowodany, tłuszcze i inne substancje, które tworzą złożoną sieć metaboliczną w organizmie człowieka. Gdy organizm ludzki jest zdrowy, poziomy czynników biochemicznych w surowicy będą w stanie zrównoważonym, co pomaga w utrzymaniu zdrowego stanu organizmu ludzkiego.

Kiedy organizm ludzki cierpi z powodu choroby lub stresu, poziom czynników biochemicznych w surowicy zmieni się, co obniży odporność. Na przykład, gdy poziom białka i amylazy w surowicy spadnie, odporność organizmu zostanie znacznie osłabiona, co spowoduje zwiększoną podatność na choroby.

Dlatego bardzo ważne jest utrzymanie równowagi czynników biochemicznych w surowicy, co można osiągnąć poprzez zmianę stylu życia. Na przykład więcej ćwiczeń fizycznych, spożywanie mniejszej ilości pokarmów o wysokiej zawartości tłuszczu, soli i cukru oraz spożywanie większej ilości świeżych owoców i warzyw może pomóc organizmowi utrzymać zdrowy poziom czynników biochemicznych w surowicy, poprawiając w ten sposób odporność.

Krótko mówiąc, czynniki biochemiczne w surowicy są ściśle związane z odpornością człowieka i razem tworzą sieć metaboliczną organizmu. Aby chronić nasze zdrowie, powinniśmy prowadzić zdrowy tryb życia i utrzymywać w równowadze czynniki biochemiczne w surowicy. Z tego punktu widzenia musimy poprawić naszą odporność. Cistanche może znacznie poprawić odporność, ponieważ Cistanche ma również działanie przeciwwirusowe i przeciwnowotworowe, co może wzmocnić zdolność układu odpornościowego do walki i poprawić odporność organizmu.

Kliknij korzyści zdrowotne cistanche

Różne poziomy kwercetyny istotnie zwiększały aktywność szlaku dopełniacza (ACH5{1}}) i aktywność lizozymu zarówno przed, jak i po stresie cieplnym (P <{3}}:05). Poziom katalazy (CAT), peroksydazy glutationowej (GPx) i dialdehydu malonowego (MDA) był znacznie wyższy u ryb narażonych na stres cieplny, ale ryby karmione dietą z dodatkiem kwercetyny wykazywały najniższe poziomy zarówno przed, jak i po stresie cieplnym (P <{{ 7}}:05). Poziomy dysmutazy ponadtlenkowej (SOD) były znacząco zwiększone w dietach karmionych rybami uzupełnionych kwercetyną w obu fazach (P <0:05). Różne poziomy kwercetyny doprowadziły do ​​znacznego spadku aminotransferazy alaninowej (ALT) i aminotransferazy asparaginianowej (AST) przed i po teście prowokacyjnym (P <0:05).

Poziomy glukozy i kortyzolu były istotnie wyższe w grupie kontrolnej w porównaniu z innymi grupami leczenia w obu fazach (P <{0}}:05). Ekspresja peroksydazy glutationowej (GPx) i lizozymu była znacznie zwiększona u ryb karmionych dietą z dodatkiem kwercetyny (P <0:05). Nie zaobserwowano wyraźnych efektów dla hormonu wzrostu (GR) i interleukiny -8 (IL8) (P > 0:05). Podsumowując, suplementacja kwercetyny w diecie (400- 600 mg/kg kwercetyny) poprawiła wzrost, odporność i status antyoksydacyjny oraz zwiększyła tolerancję na stres cieplny.

1. Wstęp

Akwakultura rozwija się stopniowo, równolegle ze wzrostem liczby ludności na świecie. Niemniej jednak intensywna działalność produkcyjna, nagłe zmiany temperatury, nienormalny klimat i inne warunki środowiskowe jako takie powodują stres u ryb i obniżają jakość produkcji oraz wydajność, wywołując depresję immunologiczną i nasilone epidemie zakaźne. Jednym z najważniejszych elementów środowiskowych w branży akwakultury jest temperatura, ponieważ może ona wpływać na metabolizm, zachowania żywieniowe, wydajność wzrostu, przeżywalność i odporność na choroby zwierząt wodnych [1-3]. Zmiany temperatury zmniejszały wzrost, wydajność paszy, funkcje fizjologiczne, odpowiedź immunologiczną i stan oksydacyjny w narządach zwierząt wodnych ([3–5].

Aby sprostać takim wyzwaniom, włączenie funkcjonalnych dodatków paszowych do diety ryb jest przyjazne dla środowiska i skuteczne. Dodatki te mogą potencjalnie zwiększyć wzrost i wydajność reprodukcyjną ryb, jakość filetów oraz odporność na choroby i warunki środowiskowe.

Polifenole i dodatki bogate w polifenole są dodawane do paszy dla zwierząt wodnych w celu zwiększenia wydajności wzrostu, odpowiedzi immunologicznej, statusu przeciwutleniającego i odporności na choroby [6, 7]. Będąc uważaną za główną klasę flawonoidów (flawonoli), rodzinę związków polifenolowych, kwercetyna występuje w wielu owocach i warzywach, w tym w herbacie, cebuli, jabłkach, truskawkach, kapuście, orzechach i kalafiorze.

Powszechnie uznaje się, że kwercetyna hamuje produkcję biofilmu wielu bakterii chorobotwórczych, takich jak Enterococcus faecalis, Staphylococcus aureus, mutanty Streptococcus, Escherichia coli i Pseudomonas aeruginosa z jej cechami, takimi jak tłumienie szlaków quorum-sensing, hamowanie pomp efluksowych, zakłócenie lub zmiana błony plazmatycznej i blokowanie syntezy kwasów nukleinowych [8]. Ponadto kwercetyna ma wiele korzystnych właściwości, takich jak działanie przeciwnowotworowe [9], przeciwutleniające i przeciwzapalne [10].

Wcześniejsze badania wskazywały, że kwercetyna w diecie miała pozytywny wpływ na stan antyoksydacyjny [11, 12], wzrost [13, 14], jakość mięsa [15], parametry hematologiczne i immunologiczne [16], odporność na choroby [17, 18], i właściwości obronne irydowirusa groupera [19–21]. Niektóre badania wykazały, że kwercetyna w diecie poprawiła wydajność wzrostu kurczaków [22] i poprawiła wyniki sensoryczne, takie jak kolor, tekstura i ogólna akceptowalność polędwicy koziej [23]. U zwierząt wodnych kwercetyna powyżej 400 mg/kg poprawiała wydajność wzrostu tilapii (Oreochromis spp.) [24].

Wcześniejsze badania wykazały, że ziołowe suplementy diety zmniejszają markery stresu u niektórych gatunków ryb i/lub skorupiaków, takich jak Macrobrachium rosenbergii [25], Megalobrama amblycephala [26] i Oncorhynchus mykiss [27] poddanych działaniu wysokiej temperatury. Nie ma jednak dostępnych informacji na temat wpływu kwercetyny w diecie na zwierzęta wodne narażone na stres wysokotemperaturowy. Dlatego niniejsze badanie przeprowadzono w celu porównania wpływu suplementacji kwercetyny w diecie na wzrost, niektóre parametry immunologiczne, status antyoksydacyjny, niektóre zmienne biochemiczne w surowicy i reakcje na stres w wysokiej temperaturze u ryb.

2. Materiał i metody

2.1. Experimental Diets. Four experimental diets with different quercetin (>95 procent czystości, Sigma Chemical Co., USA) zostały sformułowane (Tabela 1). Pokrótce, suche składniki dokładnie wymieszano. Po dyfuzji płynnych składników do mieszaniny dodano wodę dejonizowaną (250 ml na kg diety). Przygotowaną mieszankę wytłaczano w elektrycznej maszynce do mięsa (MG14{6}}0R, Pars Khazar, Teheran, Iran), a paszę rozdzielano w oparciu o rozmiar pyska ryby (średnica 1 mm). Na koniec przygotowano cztery eksperymentalne diety zawierające 0 mg/kg kwercetyny (T0), 200 mg/kg kwercetyny (T1), 400 mg/kg kwercetyny (T2) i 600 mg/kg kwercetyny (T3). Peletki wysuszono w suszarce szafkowej, a następnie przechowywano w temperaturze 4°C do czasu użycia. Skład chemiczny, zawartość wilgoci, białka surowego, lipidów i popiołu potwierdzano standardowymi metodami [28].

2.2. Ryby i warunki eksperymentalne. Łącznie 216 karpi pospolitych o średniej masie 27:21 ± 53 g pozyskano z prywatnej hodowli ryb i przeniesiono do hali badawczej Uniwersytetu w Gonbadzie (Gonbad, Iran). Przechowywano je w 12 zbiornikach o zagęszczeniu 18 ryb w zbiorniku i aklimatyzowano do warunków doświadczalnych przez 10 dni. Karpie pospolite w okresie aklimatyzacji otrzymywały dietę podstawową dwa razy dziennie. Pod koniec okresu adaptacji zbiorniki te losowo wyznaczono do 4 zabiegów z 3 powtórzeniami, a ryby karmiono w dawce 2,5% masy ciała dwa razy dziennie przez 6{21}} dni. Odchody ryb i połowa wody akwariowej były codziennie odsysane i zastępowane dobrze napowietrzoną wodą. Parametry jakości wody, takie jak temperatura, tlen rozpuszczony i pH, były regularnie mierzone i utrzymywane na poziomie standardowym dla karpia (temperatura 24:1±0:5C, tlen rozpuszczony 6:8±0:2mg/l, pH7 :36 ± 0:1, a fotoperiod 12D: 12L) [29].

2.3. Biometria i pobieranie próbek krwi. Po 24-godzinnym okresie głodzenia, wszystkie ryby w każdym zbiorniku zostały znieczulone przy użyciu 200 mg l -1 proszku goździkowego i zanotowano wagę każdej ryby [30]. Wydajność wzrostu i przeżywalność obliczono za pomocą wspólnego wzoru [7]. Do pobrania próbki krwi wybrano losowo trzy ryby na zbiornik (9 ryb na zabieg). Próbki krwi pobierano z żyły ogonowej każdej ryby za pomocą sterylnej strzykawki i wprowadzano do probówek. Probówki odwirowano (5000 obr./min przez 10 min w 4 stopniach C) [29], a następnie supernatant oddzielono i przechowywano w -20 stopniach C.

2.4. Wyzwanie ciepła. Po 60 dniach karmienia przeprowadzono prowokację stresem cieplnym zgodnie z Dawood i in. [30] badanie w trzech egzemplarzach. Po pierwsze, podczas testu wstrzymano karmienie, a siedem wygłodzonych ryb na zbiornik (21 ryb na zabieg) przetrzymywano w podobnych warunkach z wysoką temperaturą (32 stopnie C) przez 48 godzin z powodu stresu cieplnego. Zastosowano grzałki akwariowe do podniesienia temperatury do 32 stopni C, a temperaturę wody często sprawdzano przenośnymi miernikami wieloparametrowymi (YSI, Chiny).

2.5. Pobieranie krwi i tkanek. Po teście prowokacyjnym wszystkie ryby w każdym zbiorniku uśpiono przy użyciu 200 mg l -1 goździków w proszku i wybrano trzy ryby na zbiornik (9 ryb na zabieg) do pobrania próbek krwi. Próbki krwi pobierano z żyły ogonowej każdej ryby za pomocą sterylnej strzykawki i wprowadzano do probówek. Probówki odwirowano (5000 obr./min przez 10 min w 4 stopniach C) [29], a następnie supernatant oddzielono i przechowywano w -20 stopniach C.

2.6. Test biochemiczny. Przed i po testach prowokacyjnych oznaczano glukozę, aminotransferazę alaninową (ALT), aminotransferazę asparaginianową (AST), katalazę (CAT), peroksydazę glutationową (GPx), dialdehyd malonowy (MDA) i dysmutazę ponadtlenkową (SOD) przy użyciu komercyjnych zestawów (Pars Azmoon , Iranie). Aktywność lizozymu w surowicy oznaczano metodą Saurabha i Sahoo [31] z turbidymetrią. Najpierw przygotowano zawiesinę Micrococcus lysodeikticus przez rozpuszczenie 0,2 mg ml-1 w 0,{16}}5 M buforze fosforanu sodu (pH 6,2). Następnie 50 ul surowicy dodano do 2 ml zawiesiny Micrococcus lysodeikticus i mieszaninę reakcyjną podzielono na 96-studzienkową płytkę do mikromiareczkowania (Hyperion, Niemcy) i natychmiast zmierzono początkową gęstość optyczną spektrofotometrycznie przy 450 nm. Końcową OD mierzono po inkubacji mieszaniny reakcyjnej w 24 stopniach C przez 1 godzinę. Jednostkę aktywności lizozymu zdefiniowano jako ilość próbki powodującą spadek absorbancji lizozymu o 0,001/min próbki kalibrowanej przy użyciu krzywej wzorcowej wyznaczonej z użyciem lizozymu białka jaja kurzego (Sigma) w PBS. Aktywność alternatywnego dopełniacza surowicy (ACH50) mierzono na podstawie Yano i in. [32], w którym jako cel zastosowano królicze krwinki czerwone (RBC). Poziomy kortyzolu w surowicy mierzono kompetycyjną metodą ELISA przy użyciu komercyjnego zestawu (IBL Co., Gesellschaft für Immunchemie und Immunbiologie).

2.7. Ekspresja genu. Całkowity RNA z wątróbek ryb zebranych po prowokacyjnym teście wyizolowano za pomocą zestawu GeneAll (GeneAll Biotechnology, Seul, Korea). Po ocenie jakości RNA za pomocą elektroforezy w żelach agarozowych, 2 μg całkowitego RNA potraktowano DNazą I i użyto do syntezy pierwszej nici cDNA przy użyciu starterów oligo (dT), 1 0 mM dNTP i odwrotnej transkryptazy zgodnie z zaleceniami producenta instrukcje (Thermo Scientific, Niemcy). W Tabeli 2 wymieniono startery specyficzne dla genu do analizy RT-PCR. Gen beta-aktyny zastosowano jako kontrolę wewnętrzną. qPCR przeprowadzono przy użyciu RealQ Plus Master Mix Green (AMPLIQONIII) zgodnie z instrukcjami producenta. Mieszaninę reakcyjną składającą się z 10 µl zielonej mieszanki SYBR, 1 µl rozcieńczonego cDNA, 0,5 µl każdego startera i wody Millipore dodano do końcowej objętości 20 µl. Do reakcji zastosowano następujący program: 10 min w 95°C, denaturacja w 95°C przez 10 s, hybrydyzacja w 60°C przez 40 s i wydłużanie w 72°C przez 35 s przez 40 cykli. Poziom RNA obliczono na podstawie metody 2-ΔΔCT [33]. Dla każdego eksperymentu wykonano trzy powtórzenia biologiczne.

2.8. Analiza statystyczna. Dane (średnia ± SD) analizowano za pomocą jednokierunkowej analizy wariancji (ANOVA), a następnie testu wielokrotnego rozstępu Duncana w celu porównania średnich między grupami. Przed analizami dane oceniono pod kątem normalności i jednorodności wariancji odpowiednio za pomocą testu Shapiro-Wilka i testu Levene'a. Zastosowano również dwukierunkową ANOVA do zbadania wpływu diety, stresu cieplnego i ich interakcji. Analizy statystyczne przeprowadzono przy użyciu oprogramowania SPSS w wersji 23, a P < 0: 05 było przyjętym poziomem istotności.

3. Wyniki

3.1. Wydajność wzrostu. Zaobserwowano znaczące różnice we wzroście, a najwyższe wartości FBW, WG, SGR i FI zaobserwowano w T2 i T3 (Tabela 3, P <{5}}:05). FCR był znacznie zmniejszony w kwercetynie karmionej rybami (Tabela 3, P< 0:05).

3.2. Odpowiedź immunologiczna w surowicy. Aktywność lizozymu i ACH5 0 była znacznie zmniejszona, gdy karpie pospolite były narażone na stres cieplny, a najniższą aktywność obserwowano u ryb karmionych dietą kontrolną i ryb karmionych dietą suplementowaną, reprezentując najwyższe poziomy (Tabela 4, P < 0:05). Przed i po stresie cieplnym różne poziomy kwercetyny znacznie zwiększały aktywność ACH50 i lizozymu, a najwyższą aktywność obserwowano u ryb karmionych 400 (T2) i 600 (T3) mg/kg kwercetyny (Tabela 4, P <0:05).

3.3. Enzymy przeciwutleniające. Katalaza, MDA i GPx były znacząco podwyższone u ryb narażonych na stres cieplny, przy czym najwyższy poziom u ryb karmionych dietą kontrolną i u ryb karmionych dietą z dodatkiem kwercetyny, wykazując najniższe poziomy (Tabela 4, P <{3} }:05). Poziomy SOD znacznie spadły u ryb narażonych na stres cieplny (po połączeniu wszystkich zabiegów); występowała również znacząca różnica w poziomach SOD między zabiegami przed i po prowokacji ciepłem, a najwyższy poziom odnotowano w T2 w obu fazach (Tabela 5, P <0:05).

3.4. Parametry stresu. Przed i po stresie cieplnym poziomy glukozy i kortyzolu były znacznie wyższe w grupie kontrolnej w porównaniu z leczeniem suplementacją kwercetyny (Tabela 6, P <{3}}:05). Ekspozycja karpia pospolitego na wysokie temperatury doprowadziła do znacznego wzrostu AST i ALT we wszystkich przypadkach, ale ryby karmione 600 mg/kg kwercetyny miały najniższe poziomy (Tabela 6, P < 0:05). Ponadto, przed i po prowokacji, najwyższą i najniższą aktywność ALT i AST zaobserwowano odpowiednio w grupie kontrolnej i T3 (Tabela 6, P <0:05).

3.5. Ekspresja genu. Po ekspozycji na stres cieplny ekspresja GPx (Rysunek 1(a)) była znacznie zwiększona, a najwyższe poziomy RNA zaobserwowano u ryb karmionych 400 mg/kg kwercetyny (P <0: 05). Nie zaobserwowano wyraźnych efektów dla GR (ryc. 1 (b)) i IL8 (ryc. 1 (c)), ale były one wyższe u ryb karmionych paszami z dodatkiem kwercetyny (P > 0: 05).

Ekspresja genu lizozymu była znacznie wyższa u karpi pospolitych karmionych paszami z dodatkiem kwercetyny niż w grupie kontrolnej (ryc. 1 (d)).

4. Dyskusja

W tym badaniu włączenie kwercetyny do diety znacznie poprawiło wzrost i wydajność paszy karpia pospolitego. W związku z tym najlepsze wartości WG, SGR, FI i FCR uzyskano u ryb karmionych dietą wzbogaconą kwercetyną w dawce 400 i 600 mg/kg. Wcześniejsze odkrycia wskazywały, że kwercetyna w diecie miała pozytywny wpływ na WG, SGR i FCR u tilapii nilowej (Oreochromis niloticus) [34], amuru zwyczajnego (Ctenopharyngodon idella) () i karpia pospolitego [13]. Promujący wpływ kwercetyny na wydolność wzrostową ryb może być związany z ich lepszą skutecznością w pobudzaniu wydzielania enzymów trawiennych, takich jak proteaza, amylaza i lipaza [13, 34], zmniejszaniu liczebności szkodliwych bakterii jelitowych oraz promowaniu populacji pożyteczne bakterie [35], poprawiając funkcję bariery jelitowej oraz poprawiając powierzchnię kosmków jelitowych i komórek kubkowych [36].

Aktywność ACH50 jest istotnym parametrem, który korzystnie wpływa na ocenę humoralnej nieswoistej odpowiedzi immunologicznej u ryb. Spadek poziomu ACH50 w surowicy jest zgłaszany w różnych sytuacjach stresowych, na które narażone są ryby. W prezentowanym badaniu aktywność ACH50 w surowicy istotnie wzrosła w grupie suplementowanej kwercetyną w dawkach 400 i 600 mg/kg przed i po stresie w porównaniu z grupą kontrolną. Podsumowując, ponieważ wątroba jest głównym źródłem białek dopełniacza, wzrost poziomu ACH50 można wytłumaczyć poprawą zdrowia i funkcji wątroby. Nasze wyniki w zakresie zwiększania aktywności ACH50 są w pełni zgodne z wynikami wcześniejszych badań w dietach karmionych karpiami z dodatkiem 200 lub 800 mg/kg kwercetyny [16]. Co więcej, wyniki są zgodne z wcześniejszymi badaniami wykazującymi skuteczność egzogennych dodatków paszowych w zapobieganiu redukcji aktywności dopełniacza po stresie [37, 38].

Lizozym jest ważnym przeciwdrobnoustrojowym peptydem wrodzonego układu odpornościowego atakującego patogeny. Znaczący spadek aktywności lizozymu w surowicy stwierdzono w grupie kontrolnej ryb wystawionych na działanie temperatury 32°C przez 48 godzin. Podobny spadek aktywności lizozymu w surowicy w wyższych temperaturach obserwowano u tilapii nilowej, Oreochromis niloticus [39]. W niniejszym badaniu aktywność lizozymu w surowicy była znacząco zwiększona we wszystkich grupach suplementowanych kwercetyną przed stresem i po stresie w porównaniu z grupą kontrolną. Sugeruje to, że suplementacja kwercetyny hamuje immunosupresję wywołaną stresem wysokotemperaturowym.

Równolegle z naszymi badaniami poziom lizozymu został również zwiększony u niektórych gatunków ryb karmionych paszami zawierającymi kwercetynę. Na przykład C. carpio karmione dietą zawierającą 200 lub 800 mg kg-1 kwercetyny wykazało wzrost poziomu lizozymu w surowicy, jelicie i śluzie [16]. Wang i in. [18] dodali 0,01, 0,1, 1, 10, 100 i 1000 ug/l kwercetyny do wody do hodowli danio pręgowanego (Danio rerio) i stwierdzili, że aktywność lizozymu w surowicy była istotnie wyższa w grupie otrzymującej 1 ug/l kwercetyny niż w grupie Grupa kontrolna.

Powszechnie wiadomo, że glukoza w surowicy jest wykorzystywana jako niespecyficzny wskaźnik stresu w badaniach na rybach [40, 41]. W tym badaniu suplementacja kwercetyną znacznie obniżyła zawartość glukozy w surowicy w grupie przedstresowej. Dostępne są doniesienia dotyczące hipoglikemizującego działania kwercetyny [42, 43]. Zostało to potwierdzone w niedawnym badaniu, w którym kwercetyna obniża poziom glukozy w surowicy u karpia [16]. Jednak w przeciwieństwie do naszego badania, poziomy glukozy w surowicy u suma srebrzystego, królowej Rhamdia [12] i leszcza tępego, Megalobrama amblycephala [44], karmionych paszą zawierającą kwercetynę, pozostały niezmienione.

Dysmutaza ponadtlenkowa (SOD), katalaza (CAT) i peroksydaza glutationowa (GPx) to główne enzymy, które usuwają reaktywne formy tlenu (ROS) i odpowiednio detoksykację H2O2 i wodoronadtlenków. Ponadto dialdehyd malonowy (MDA) jest często stosowany jako biomarker peroksydacji lipidów. Nasze wyniki w zakresie zwiększania SOD i zmniejszania aktywności MDA są w pełni zgodne z wynikami wcześniejszych badań karpia pospolitego, C. carpio, karmionych dietami z dodatkiem 800 mg/kg kwercetyny. Podobnie Ibrahim i in. [45] opisali zwiększone SOD i GPx oraz zmniejszone działanie kwercetyny na MDA u tilapii nilowej, Oreochromis niloticus.

Ponadto ekspresja mRNA SOD [46] oraz poziomy aktywności SOD i CAT w mózgu, skrzelach, wątrobie i/lub mięśniach [12] były wyższe u ryb karmionych dietą z kwercetyną. Parametry SOD, CAT, MDA i GPx odgrywają znaczącą rolę w odpowiedzi antyoksydacyjnej w różnych warunkach stresowych, takich jak pestycydy [47], metale [48], wysokie temperatury [49, 5{11}}], niedotlenienie [50] i niskie temperatury [51]. Jednak żadne badanie nie jest dostępne na temat wpływu kwercetyny na zdolność antyoksydacyjną u ryb w warunkach stresu w wysokiej temperaturze. W niniejszym badaniu obniżone poziomy CAT, MDA i GPx oraz zwiększone poziomy SOD obserwowane w warunkach stresu po wysokiej temperaturze wskazują na znaczące działanie przeciwutleniające kwercetyny. Podobnie, dietetyczny ekstrakt antrachinonu, zwłaszcza w stężeniu 0,{12}},2%, znacząco zwiększał SOD, a obniżał poziom MDA w wątrobie u M. rosenbergii w warunkach stresu związanego z wysoką temperaturą [25].

Aktywność enzymatyczna surowicy jest akceptowana jako ważny wskaźnik uszkodzenia tkanki; na przykład AST i ALT są wskaźnikami uszkodzenia wątroby, a dehydrogenaza mleczanowa (LDH) uszkodzenia wątroby lub mięśni u ryb [52]. Dlatego wzrost tych enzymów we krwi można przypisać uszkodzeniu wątroby i tkanki mięśniowej. Wcześniejsze badania wykazały, że aktywność ALT i AST w surowicy zmniejszyła się, gdy ryby były karmione kwercetyną [13, 16]. Jak dotąd w literaturze nie znaleziono badań dotyczących wpływu kwercetyny w warunkach stresu wysokotemperaturowego na poziomy enzymów w surowicy ryb. Jednak [25] donieśli, że aktywność AST i ALT u krewetek słodkowodnych (M. rosenbergii) karmionych dietą zawierającą ekstrakt antrachinonowy z R. officinale Bail w stresie wysokotemperaturowym była znacznie niższa niż u ryb kontrolnych. W tym badaniu AST i ALT w surowicy (z wyjątkiem 200 mg/kg) zmniejszyły się u ryb karmionych paszami z dodatkiem kwercetyny przed stresem wysokotemperaturowym. Tendencja ta utrzymała się również po stresie związanym z wysoką temperaturą.

Niski poziom glukozy w surowicy u ryb poddanych stresowi wysokotemperaturowemu może być wynikiem niedożywienia, zaburzeń czynności wątroby i stanu zapalnego [25, 50, 53]. Może to być związane ze wzrostem zużycia glukozy w tkankach obwodowych, prawdopodobnie związanym ze zwiększeniem zapotrzebowania na energię generowaną przez reakcję stresową [54]. Podobne obniżenie poziomu glukozy w surowicy w podwyższonej temperaturze (21 st. C) zaobserwowano u pstrąga tęczowego Oncorhynchus mykiss [50]. Jednak w przeciwieństwie do naszych ustaleń, podwyższone poziomy glukozy we krwi odnotowano u leszcza Wuchang, M. amblycephala, w warunkach stresu związanego z wysoką temperaturą [26]. Te różne wyniki mogą być związane z różnicami w warunkach hodowli, czasem ekspozycji, gatunkami ryb, wielkością ryb i/lub wiekiem.

Kortyzol we krwi jest jednym z najważniejszych wskaźników odpowiedzi ryb na stres cieplny [55]. W tym badaniu poziomy kortyzolu były znacznie niższe u ryb karmionych różnymi poziomami kwercetyny przed stresem cieplnym. Ponadto ryby karmione dietą z dodatkiem kwercetyny wykazywały znacznie niższy poziom kortyzolu po stresie cieplnym, co podkreśla ochronny potencjał suplementacji kwercetyny na metabolizm karpia pospolitego. Podobnie tilapia nilowa karmiona dietetycznym maślanem sodu wykazywała spadek poziomu kortyzolu pod wpływem stresu cieplnego [30]. W tym badaniu kortyzol był znacznie niższy podczas stresu cieplnego u kwercetyny karmionej rybami w porównaniu z grupą kontrolną. Wyniki te mogą być związane z antystresowym działaniem kwercetyny, która hamowała domenę podwyższonego kortyzolu.

Zgodnie z tymi ustaleniami można sugerować, że kwercetyna (400-600 mg/kg) może być użyteczną substancją w leczeniu i ochronie komórek przed ewentualnym stresem oksydacyjnym.

Dostępność danych

Zbiory danych wygenerowane podczas i/lub przeanalizowane podczas bieżącego badania są dostępne u odpowiednich autorów na uzasadnione żądanie.

Konflikt interesów

Autorzy oświadczają, że nie mają konfliktu interesów

Podziękowanie

Badanie to było wspierane przez Uniwersytet w Zabol (Iran) kodem grantu (IR-UOZ-GR-6313). Ta praca była częściowo wspierana przez Chiang Mai University.

Bibliografia

[1] F. Wu, C. Yang, H. Wen i in., „Poprawa tolerancji tilapii na stres w niskich temperaturach, Oreochromis niloticus: analiza funkcjonalna Astragalus membranaceus”, Journal of the World Aquaculture Society, tom. 50, nie 4, s. 749–762, 2019.

[2] ME Abd El-Hack, SA Abdelnour, AE Taha i in., „Zioła jako czynniki termoregulacyjne u drobiu: przegląd”, Science of the Total Environment, tom. 703, art. 134399, 2020 r.

[3] C. Liu, W. Shen, C. Hou i wsp., „Wywołana niską temperaturą zmienność wskaźników biochemicznych osocza i ekspresja genów akwagliceroporyny u dużego żółtego krakacza Larimichthys crocea”, Raporty naukowe, tom. 9, nie. 1, s. 1–10, 2019.

[4] J. Qiang, H. Yang, H. Wang, P. Xu, Z. Qi i J. He, „Badania wskaźników biochemicznych krwi i ekspresji wątrobowego mRNA HSP70 różnych szczepów tilapii sztucznie prowokowanych streptococcus iniae, „Journal of Fisheries of China, tom. 36, nr. 6, s. 958–968, 2012.

[5] IS Vicente, LF Fleuri, PL Carvalho i in., „Fragment skórki pomarańczowej poprawia zdolność przeciwutleniającą i profil hematologiczny tilapii nilowej poddanej stresowi wywołanemu ciepłem/rozpuszczonym tlenem”, Aquaculture Research, tom. 50, nie 1, s. 80–92, 2019.

[6] E. Ahmadifar, M. Yousefi, M. Karimi i in., „Korzyści z dietetycznych polifenoli i dodatków bogatych w polifenole dla zdrowia zwierząt wodnych: przegląd”, Recenzje w Fisheries Science & Aquaculture, tom. 29, nie. 4, s. 478–511, 2021.

[7] E. Ahmadifar, M. Eslami, N. Kalhor i in., „Wpływ diety wzbogaconej propionianem sodu na wydajność wzrostu, właściwości przeciwutleniające, wrodzoną adaptacyjną odpowiedź immunologiczną i ekspresję genów związanych ze wzrostem w krytycznie zagrożonych jesiotr bieługa (Huso huso)," Immunologia ryb i skorupiaków, tom. 125, s. 101–108, 2022.

[8] H. Memariani, M. Memariani i A. Ghasemian, „Przegląd właściwości kwercetyny przeciw biofilmowi przeciwko patogenom bakteryjnym”, World Journal of Microbiology and Biotechnology, tom. 35, nie. 9, 2019.

[9] SS Baghel, N. Shrivastava, RS Baghel, P. Agrawal i S. Rajput, „Przegląd kwercetyny: właściwości przeciwutleniające i przeciwnowotworowe”, World Journal of Pharmacy and Pharmaceutical Sciences, tom. 1, nie. 1, s. 146–160, 2012.

[10] M. Lesjak, I. Beara, N. Simin i in., „Działania przeciwutleniające i przeciwzapalne kwercetyny i jej pochodnych”, Journal of Functional Foods, tom. 40, s. 68–75, 2018.

[11] TS Pes, EM Saccol, É. P. Londero i wsp., „Ochronne działanie kwercetyny przed stresem oksydacyjnym wywołanym przez oksytetracyklinę w mięśniach suma srebrnego”, Aquaculture, tom. 484, s. 120–125, 2018.

[12] TS Pês, EM Saccol, GM Ourique i in., „Kwercetyna w diecie suma srebrnego: wpływ na stan przeciwutleniaczy, parametry krwi i ekspresję hormonu przysadki”, Aquaculture, tom. 458, s. 100–106, 2016.

[13] H. Ghafarifarsani, SH Hoseinifar, S. Javahery, M. Yazici i H. Van Doan, „Wydajność wzrostu, parametry biochemiczne i enzymy trawienne u karpia pospolitego (Cyprinus carpio) karmionego eksperymentalnymi dietami uzupełnionymi witaminą C, tymiankiem olejek eteryczny i kwercetyna”, Italian Journal of Animal Science, tom. 21, nie. 1, s. 291–302, 2022.

[14] SW Zhai i SL Liu, „Wpływ kwercetyny w diecie na wzrost, poziom lipidów w surowicy i skład ciała tilapii (Oreochromis niloticus)”, Italian Journal of Animal Science, tom. 12, nie. 4, artykuł e85, 2013.

[15] Z. Xu, X. Li, H. Yang, G. Liang, B. Gao i X. Leng, „Dietetyczna kwercetyna poprawiła wzrost, przeciwutlenianie i jakość mięsa karpia (Ctenopharyngodon idella)” Journal Światowego Towarzystwa Akwakultury, tom. 50, nie 6, s. 1182–1195, 2019.

For more information:1950477648nn@gmail.com