Wrodzona odporność przeciwwirusowa oparta na RNAi u roślin, część 1

Abstrakcyjny:

Opracowano wiele odporności przeciwwirusowych w celu obrony przed infekcją wirusową u gospodarzy. Wrodzona odporność przeciwwirusowa oparta na interferencji RNA (RNAi) jest ewolucyjnie konserwowana u eukariontów i odgrywa istotną rolę przeciwko wszystkim typom wirusów. Podczas wyścigu zbrojeń między gospodarzem a wirusem wiele wirusów ewoluuje wirusowe supresory wyciszania RNA (VSR), aby hamować wrodzoną odporność przeciwwirusową. Tutaj dokonaliśmy przeglądu mechanizmu na różnych etapach wrodzonej odporności przeciwwirusowej opartej na RNAi u roślin i przeciwdziałania różnym VSR, głównie po zakażeniu wirusami RNA w modelowej roślinie Arabidopsis. Zaproponowano również kilka krytycznych wyzwań w tej dziedzinie i uważamy, że dalsze wyjaśnienie konserwatywnej wrodzonej odporności przeciwwirusowej może dostarczyć szerokiego spektrum strategii przeciwwirusowych w celu zapobiegania chorobom wirusowym w przyszłości.

Istnieje ścisły związek między odpornością przeciwwirusową a odpornością.

1. Odporność jest kluczem do walki z wirusami: Układ odpornościowy jest jednym z najważniejszych mechanizmów obronnych organizmu. Układ odpornościowy chroni organizm przed chorobami poprzez niszczenie, kontrolowanie i zapobieganie przedostawaniu się wirusów do organizmu. Jeśli masz silny układ odpornościowy, będziesz miał lepszą przeciwwirusową odpowiedź immunologiczną i lepszą zdolność do zwalczania infekcji wirusowych.

2. Odporność przeciwwirusowa jest kluczem do odporności: przeciwwirusowa odpowiedź immunologiczna odnosi się do odpowiedzi immunologicznej układu odpornościowego na inwazję wirusa do organizmu. W tym procesie organizm wytwarza przeciwciała i komórki odpornościowe, które rozpoznają i eliminują wirusa. Te przeciwciała i komórki odpornościowe są ściśle powiązane z odpornością, wzmacniając funkcje układu odpornościowego i poprawiając zdolność organizmu do zwalczania wirusów.

3. Odporność i odporność przeciwwirusowa są współzależne: Odporność i odporność przeciwwirusowa są współzależne. Osoby o słabej odporności mają obniżoną odporność na wirusa i są podatne na infekcje i poważne konsekwencje, podczas gdy osoby o słabej odpowiedzi immunologicznej przeciwwirusowej są podatne na infekcje wirusowe, co wpływa na funkcjonowanie układu odpornościowego.

Dlatego utrzymanie dobrej odporności może poprawić przeciwwirusową odpowiedź immunologiczną i zapobiec infekcji wirusowej. Tymczasem w przypadku niektórych określonych wirusów, takich jak koronawirusy, szczepionki można również stosować w celu aktywacji i wzmocnienia przeciwwirusowej odpowiedzi immunologicznej układu odpornościowego. Dlatego powinniśmy zwrócić uwagę na promocję odporności. Cistanche może poprawić odporność, a mieszanka mięsna jest bogata w różne substancje przeciwutleniające, takie jak witamina C, karotenoidy itp., Które mogą usuwać wolne rodniki, zmniejszać stres oksydacyjny i poprawiać odporność układu odpornościowego.

Kliknij proszek ekstraktu cistanche tubulosa

Słowa kluczowe:

wirus; wrodzona odporność przeciwwirusowa; RNAi; małe RNA; VSR.

1. Wstęp

Zjawisko wyciszania RNA po raz pierwszy zaobserwowano u roślin w 1990 r., kiedy to wprowadzenie transgenu syntazy chalkonu do petunii doprowadziło do supresji endogennych genów homologicznych [1,2]. W 1998 roku Andrew Fire i Craig Mello odkryli, że dwuniciowe RNA (dsRNA) powodowały silną i specyficzną interferencję w Caenorhabditis elegant [3] i nazwali to zjawisko interferencją RNA (RNAi), które zdobyło Nagrodę Nobla w dziedzinie fizjologii i medycyny w 2006 roku i otworzył rewolucję w dziedzinie biologii [3,4]. Liczne badania wykazały, że RNAi był ewolucyjnie konserwowany u eukariontów i regulował wszystkie aspekty zdarzeń biologicznych [5,6]. Ustalono sygnalizację RNAi, identyfikując niektóre kluczowe elementy szlaku.

Stwierdzono, że niekodujący mały RNA jest wyzwalany przez samokomplementarne lub dwuniciowe RNA (dsRNA) i działa jako prawdziwy wyznacznik sygnału i specyficzności wyciszania genów. Pierwotny dupleksowy mały RNA jest odpowiednio wytwarzany przez przetwarzanie spinki do włosów RNA lub dsRNA do mikroRNA lub siRNA przy użyciu specyficznego Dicera [7]. Ponadto drugorzędowy mały RNA zwykle musi być wytwarzany przez amplifikację przez polimerazę RNA zależną od RNA (RdRP) w celu skutecznego wyciszenia genów. Dupleksowy mały RNA może być następnie metylowany przez HEN1 w celu zwiększenia stabilności i jest ładowany do białek efektorowych Argonaute (AGO) [8]. Pasażująca nić dupleksu małego RNA jest degradowana przez AGO, a nić kierowana pozostanie, tworząc indukowany przez RNA kompleks wyciszający (RISC) [9]. Następnie RISC celuje w komplementarny RNA przez parowanie zasad, aby pośredniczyć w degradacji lub hamowaniu translacji w potranskrypcyjnym wyciszeniu genów (PTGS) lub indukować wyciszanie genów transkrypcji (TGS).

Istnieją dwie główne klasy endogennego małego RNA w roślinach: mikroRNA (miRNA) i siRNA [10]. miRNA i siRNA są odpowiednio wytwarzane w wyniku przetwarzania RNA lub dsRNA typu spinki do włosów przez określony Dicer. miRNA, zwykle o długości 21 nt, jest wytwarzane przez Dicer-like 1 (DCL1) u Arabidopsis. Endogenne miRNA zwykle pośredniczą w PTGS i odgrywają istotną rolę we wszystkich aspektach procesów rozwojowych roślin.

Ponadto siRNA o długości 21, 22 i 24 nt są odpowiednio wytwarzane przez DCL4, DCL2 lub DCL3 u Arabidopsis, a także regulują różne procesy biologiczne. Podczas gdy endogenne siRNA o długości 21 i 22 nt zwykle pośredniczą w PTGS, takie jak tasiRNA o długości 21 nt zaangażowane w morfogenezę liści, endogenne siRNA o długości 24 nt pośredniczą głównie w TGS poprzez metylację DNA.

Po zakażeniu patogenem wytwarzane są również różne rozmiary siRNA pochodzących z RNA patogenu, aby wywołać odporność przeciwdrobnoustrojową opartą na RNAi, aby nadać gospodarzowi oporność [10,11]. Obrona przeciwwirusowa oparta na RNAi została po raz pierwszy odkryta w roślinach [12,13]. Następnie stwierdzono, że odgrywa istotną rolę w odporności przeciwwirusowej u bezkręgowców [14] i ssaków [15,16]. Na podstawie wyników wyciszania transgenów i endogennych genów scharakteryzowano funkcję DCL, AGO i RDR (polimerazy RNA zależne od RNA) w odporności przeciwwirusowej.

Obecnie wiadomo, że wrodzona odporność przeciwwirusowa oparta na RNAi zostanie wywołana, aby zapobiec agresji wszystkich rodzajów wirusów RNA lub DNA u prawie wszystkich eukariontów (ryc. 1). Z drugiej strony wiele wirusów, zwłaszcza wirusów patogennych, ewoluuje, aby kodować VSR w celu atakowania różnych etapów szlaku przeciwwirusowego opartego na RNAi (ryc. 1). Częstość występowania VSR przyczynia się do epidemii wirusowych; zaślepia również nasze uznanie dla wrodzonej odporności przeciwwirusowej opartej na RNAi. Ponadto VSR utrudniał nam również stosowanie klasycznych genetycznych badań przesiewowych do identyfikacji nowych regulatorów szlaku przeciwwirusowego przez dziesięciolecia, aż do niedawna opracowano skuteczną metodę genetyczną do ominięcia bariery [17,18].

Tutaj dokonamy przeglądu percepcji wirusowego RNA i inicjacji obrony przeciwwirusowej opartej na RNAi, produkcji i amplifikacji wirusowego siRNA (siRNA) oraz funkcji efektora przeciwwirusowego RNAi Argonautes, z naciskiem na ostatnie postępy w dziedzinie, podważając istniejące pytania dotyczące modelowej rośliny Arabidopsis. Podsumowano również niektóre VSR wirusów roślinnych i ich funkcje, aby lepiej zrozumieć wyścig zbrojeń między żywicielami roślinnymi a wirusami. Przepraszamy, że niektóre postępy badawcze w tej dziedzinie mogą nie zostać uwzględnione.

2. Percepcja wirusowego RNA i inicjacja obrony przeciwwirusowej opartej na RNAi

Wirusy to prawie najmniejsze organizmy na Ziemi, o klasycznej budowie, w której materiał genetyczny, RNA lub DNA, jest upakowany w białku płaszcza. Wirusy muszą zostać sparaliżowane w żywicielu i rozmnażane przy użyciu materiałów i energii żywiciela. W przeciwieństwie do innych drobnoustrojów chorobotwórczych, nie stwierdzono, aby receptory rozpoznawania wzorców (PRR) postrzegały wirusy na błonie komórkowej gospodarza. Po tym, jak wirus dostanie się do komórki gospodarza, podczas replikacji wirusa będą wytwarzane dwuniciowe wirusowe RNA, białka gospodarza Dicer będą postrzegać i kroić dwuniciowe wirusowe RNA w celu wytworzenia siRNA o długości 21–24 nt. Zatem białko Dicer można uznać za wirusowy PRR stosowany do inicjowania szlaku przeciwwirusowego opartego na RNAi.

Dicer należy do rodziny podobnych do RNazy III i ma wysoce konserwatywną endonukleazę u eukariontów [19]. W Arabidopsis występują cztery białka podobne do Dicer (DCL): DCL1, DCL2, DCL3 i DCL4. Wszystkie zawierają pięć domen, którymi są DExD-helikaza, helikaza-C, domena o nieznanej funkcji 283 (DUF283), domena Piwi/Argonaute/Zwille (PAZ), dwie tandemowe domeny RNazy III i jedna lub dwie domeny wiążące dsRNA ( dsRBD) od N-końca do C-końca [20] (Rysunek 2). DCL3 nie ma domeny helikazy-C. Ogólnie rzecz biorąc, domena helikazy wykorzystuje hydrolizę ATP w celu ułatwienia rozwijania dsRNA [19,21].

Niedawno opisano domenę DUF283, która ułatwia parowanie zasad RNA-RNA i wiązanie RNA [22,23]. Domeny PAZ i RNazy III są niezbędne do cięcia dsRNA, domena PAZ rozpoznaje koniec domen dsRNA i RNazy III i przecina jedną z nici dsRNA, a odległość między domeną PAZ a domenami RNazy III jest określona przez długość produktów [22,24]. Domena dsRBD ułatwia wiązanie dsRNA, a także służy jako nieklasyczny sygnał lokalizacji jądrowej [23].

DCL1 bierze udział głównie w szlaku biogenezy 21-nt mikro-RNA (miRNA), które odgrywają istotną rolę we wszystkich aspektach rozwoju roślin i odpowiedzi roślin na bodźce środowiskowe [25]. DCL1, białko wiążące DsRNA 1 (DRB1) (znane również jako HYPONASTIC LEAVES 1, HYL1) i SERRATE (SE) tworzą ciała do krojenia w jądro, aby rozpoznać strukturę spinki do włosów pri-miRNA i sekwencyjnie ciąć pri-miRNA do prekursora miRNA (pre -miRNA) i pre-miRNA do dojrzałego miRNA [21,26]. Ostatnio doniesiono, że separacja faz SE napędza składanie ciała do kostkowania i promuje przetwarzanie miRNA przez DCL1 u Arabidopsis [27]; SE-Associated Protein 1 promuje również biogenezę miRNA poprzez modulację splicingu, przetwarzania i stabilności pri-miRNA [28].

W związku z tym mutanty DCL1 z utratą funkcji, śmiercionośne embrionalne, a nawet hipomorficzne mutanty DCL1 również wykazywały plejotropowe defekty rozwojowe z powodu zakłócenia biogenezy miRNA [29]. DCL1 może pośrednio działać we wrodzonej odporności przeciwwirusowej opartej na RNAi poprzez kontrolowanie biogenezy niektórych miRNA. Doniesiono, że miR168 negatywnie reguluje akumulację AGO1 w roślinach [30], a odpowiednio miR482 lub miR6019/miR6020 zmniejsza przeciwwirusową oporność genów R w pomidorach lub tytoniu [31,32]. DCL1 może również promować inną biogenezę siRNA za pośrednictwem DCL [33,34].

DCL2 jest odpowiedzialny za przetwarzanie cząsteczek egzogennego dwuniciowego RNA (dsRNA) lub naturalnych antysensownych siRNA w 22-}nt siRNA u Arabidopsis [35,36]. Jednak DCL2 zastępuje inicjowanie wrodzonej odporności przeciwwirusowej opartej na RNAi u Arabidopsis tylko wtedy, gdy funkcja DCL4 jest zniesiona [37,38]. Co ciekawe, ostatnie badania wykazały, że masywne endogenne 22-nt siRNA mogą gromadzić się, gdy cytoplazmatyczny szlak rozpadu RNA i funkcja DCL4 są wadliwe; te siRNA mogą wywołać specyficzną dla genu i globalną represję translacji i prowadzić do plejotropowych zaburzeń wzrostu [39]. Jednak w innych roślinach istnieje wiele ortologów DCL2, które mogą ewoluować, aby posiadać funkcje. Na przykład badanie wykazało, że DCL2b, jeden z czterech homologów DCL2 w pomidorach, odegrał istotną rolę w zwalczaniu infekcji wirusem mozaiki pomidora (ToMV), wytwarzając 22 nt siRNA w pomidorach [40].

DCL3 generuje 24-nt siRNA do regulacji zależnej od RNA metylacji DNA (RdDM) w transkrypcyjnym wyciszaniu genów (TGS) u Arabidopsis [41]. Niedawno struktura pre-siRNA DCL{4}} ujawniła, że ​​DCL3 wykorzystywał dodatnio naładowaną kieszeń i aromatyczną czapeczkę odpowiednio do rozpoznawania 50 -fosforylowanej adenozyny nici prowadzącej i 30 nawisów nici komplementarnej . Sparowane domeny RNazy III DCL3 przecinają obie nici RNA, określając dokładną długość produktu małego RNA [42]. Endogenne 24-nt siRNA są wytwarzane głównie z heterochromatyny lub regionu bogatego w powtarzające się sekwencje przez DCL3 w celu utrzymania wyciszenia transpozonu lub stabilności genomu; SiRNA 24 nt hamują również transkrypcję transgenu lub innego egzogennego DNA, takiego jak wirusy DNA [43–45]. Doniesiono, że po zakażeniu wirusem DNA wytworzono 24 nt vsiRNA w celu modulowania metylacji DNA i modyfikacji histonów wirusowego DNA oraz zapobiegania infekcji wirusowej [46,47].

DCL4 rozszczepia długie endogenne dsRNA w celu wytworzenia 21 nt siRNA, takich jak działające w trans siRNA (ta-siRNA), które są kluczowe dla rozwoju roślin [48-51]. Mutant Arabidopsis dcl4 wykazywał fenotyp wydłużonych, zwiniętych w dół liści rozety [51,52] i zwiększonej akumulacji antocyjanów [53,54]. We wrodzonej odporności przeciwwirusowej opartej na RNAi, DCL4 postrzega i tnie długie wirusowe dsRNA, aby wytworzyć 21 nt siRNA, aby zapobiec infekcji wirusowej, zwłaszcza po infekcji wirusem RNA u Arabidopsis i innych roślin [49].

Chociaż każdy DCL jest odpowiedzialny za wytwarzanie odrębnego małego RNA, mogą one działać redundantnie lub hierarchicznie we wrodzonej odporności przeciwwirusowej opartej na RNAi. Na przykład DCL4 uznano za endogenny supresor do tłumienia produkcji 22-nt siRNA, w której pośredniczy DCL{2}} [39,55]; jednak DCL2 działa nadmiarowo we wrodzonej odporności przeciwwirusowej opartej na RNAi, zwłaszcza gdy funkcja DCL4 jest zagrożona [56]. Tak więc, przy braku zarówno DCL2, jak i DCL4, miana wirusa dramatycznie wzrosłyby [18,57,58]. Ponadto 21 nt siRNA wytwarzane przez DCL4 może również ułatwiać szlak RdDM w celu obrony przed infekcją wirusami DNA [41]. DCL2 i DCL3 muszą działać razem w obronie przed wiroidem wrzecionowatości bulw ziemniaka [59]. Ponadto DCL1 ma potencjał do wytwarzania 21 nt siRNA pod nieobecność DCL2, DCL3 i DCL4 [55,57].

Białka wiążące dsRNA (DRB) są również wymagane do właściwej percepcji i podziału wirusowych RNA przez DCL [60]. Genom Arabidopsis koduje pięć białek DRB: DRB1/HYL1, DRB2, DRB3, DRB4 i DRB5 [61]. Zawierają od jednego do trzech konserwatywnych motywów wiążących dsRNA (dsRBM), które składają się z około 70 aminokwasów, tworzących - - - - fałdy i dwie helisy do interakcji z dsRNA [62,63]. DRB wchodzą w interakcję z określonymi DCL, aby wykonać swoją specjalną funkcję w biogenezie małego RNA i obronie przeciwwirusowej [60]. Na przykład interakcja między DRB1 (HYL1) i DCL1 jest wymagana do biogenezy miRNA i bierze udział w wyborze ładowania nici prowadzącej do RISC [64–66].

DRB4 wchodzi w interakcję z DCL4, tworząc inny rodzaj ciała do kostkowania do wydajnego przetwarzania siRNA. Doniesiono, że mutacja DRB4 spowodowała wadliwą obronę przeciwwirusową przed infekcją wirusem żółtej mozaiki rzepy (TYMV) [67]. Mutant drb3 był bardzo podatny na zakażenie wirusem kędzierzawki liści kapusty (CaLCuV) i wirusem kędzierzawki buraka (BCTV), a metylacja genomu wirusa była znacznie zmniejszona w drb3 [47]. DRB2 został ostatnio scharakteryzowany jako efektor przeciwwirusowy o szerokim spektrum działania; nadekspresja DRB2 zmniejszyła akumulację kilku różnych wirusów RNA, w tym wirusa grzechotki tytoniu (TRV), wirusa krzaczastej karłowatości pomidora (TBSV), wirusa X ziemniaka (PVX) i wirusa wachlarza winorośli (GFLV) [68].

3. Produkcja i amplifikacja siRNA

Po percepcji i pokrojeniu wirusowego dsRNA przez DCL, zostanie wytworzony pierwotny vsiRNA. Jednak odpowiednie drugorzędowe vsiRNA musi być wytwarzane przez amplifikację, aby zapewnić skuteczną obronę przeciwwirusową. Białka polimerazy RNA zależnej od RNA gospodarza (RdRP) są kluczowymi czynnikami dla wtórnej amplifikacji vsiRNA u roślin i Caenorhabditis elegant. Wykładniczo generują wirusowe dsRNA, które służy jako substraty DCL do biogenezy vsiRNA, prawdopodobnie używając skróconych wirusowych RNA jako matryc [18,69,70].

W Arabidopsis występuje sześć białek RdRP (RDR1 do RDR6). Wszystkie RDR1, RDR2 i RDR6 mają wspólny C-końcowy kanoniczny motyw katalityczny DLDGD eukariotycznych RDR i mają ortologi u wielu gatunków roślin, podczas gdy RDR3, RDR4 i RDR5 mają wspólny nietypowy motyw aminokwasowy DFDGD w domenie katalitycznej [71]. Dobrze wykazano, że RDR1, RDR2 i RDR6 kontrolują wrodzoną odporność przeciwwirusową opartą na RNAi u Arabidopsis, chociaż funkcja powtórzonych tandemowo RDR3, RDR4 i RDR5 w genomie Arabidopsis nie została zidentyfikowana.

RDR1 może być indukowany infekcją wirusową [72], wiroidem [73] lub leczeniem kwasem salicylowym [74]. Stwierdzono, że amplifikuje 21 nt lub 22 nt siRNA we wrodzonej odporności przeciwwirusowej opartej na RNAi, zwłaszcza po zakażeniu wirusami RNA. RDR1 nie reguluje ani endogennej biogenezy siRNA, ani rozwoju roślin. Stwierdzono jednak, że RDR1 pośredniczy w produkcji aktywowanego przez wirusy endogennego siRNA (siRNA), nowej klasy siRNA gospodarza, które mogą przyczyniać się do obrony przeciwwirusowej roślin [72].

RDR6 ulega konstytutywnej ekspresji w różnych tkankach Arabidopsis. RDR6 nie tylko promuje wrodzoną odporność przeciwwirusową opartą na RNAi poprzez pośredniczenie w biogenezie vsiRNA, zwłaszcza po zakażeniu wirusami RNA, ale także kontroluje rozwój roślin poprzez pośredniczenie w biogenezie endogennego siRNA, takiego jak siRNA [75,76]. RDR6 zwykle tworzy ciała siRNA z supresorem wyciszania genów 3 (SGS3), aby wspólnie funkcjonować w procesach [77-80]. Zatem mutant rdr6 i mutant sgs3 wykazują te same defekty w obronie przeciwwirusowej i rozwoju [78,81-83]. Co ciekawe, RDR6 i miR472 mogą również negatywnie regulować odporność wyzwalaną przez PAMP (PTI) i odporność wyzwalaną efektorami (ETI) poprzez posttranskrypcyjną kontrolę genów odporności na choroby [84] i przyczyniać się do tworzenia pęknięć dwuniciowych w mejozie w innych roślinach [75]. Poza tym ryż (Oryza sativa) RDR6 odgrywa rolę przeciwwirusową w obronie przed wirusem pasiastym ryżu (RSV) [85].

RDR2 wiąże się głównie z Pol IV, tworząc kompleks do transkrypcji krótkich prekursorów dsRNA, które są cięte przez DCL3 w celu wytworzenia 24-nt siRNA do kierowania metylacją DNA [86–89], chociaż RDR2 może również być w stanie wygenerować 23 do 27 nt małych RNA z genów MIR do pośredniczenia w metylacji DNA [90]. Doniesiono, że RDR2, Pol IV i DCL3, podstawowe składniki szlaku RdDM, pośredniczyły w produkcji 24 nt vsiRNA i odgrywały główną rolę w zwalczaniu infekcji wirusami DNA, takimi jak geminiwirusy [44,45]. Co ciekawe, 21 nt siRNA zamplifikowane przez RDR1 i RDR6 może również ułatwić szlak RdDM i przyczynić się do obrony roślin przed wirusami DNA [91,92].

Niedawno odkryto również kilka nowych czynników zaangażowanych w amplifikację drugorzędowego vsiRNA. Przeciwwirusowa ATPaza 2 (ALA2), ALA1 i AVI2 z defektem RNAi/przenosząca aminofosfolipidy została zidentyfikowana za pomocą solidnego badania genetycznego z użyciem mutanta wirusa mozaiki ogórka (CMV), w którym kodony startowe VSR-2b zostały zmutowane [17,93–95].

W mutancie ala1 / ala2 lub avi2 produkcja drugorzędowych vsiRNA była dramatycznie zmniejszona. ALA1/ALA2 zawierają typową strukturę ATPazy typu P4- (ryc. 2) i mogą przenosić określone fosfolipidy przez błony komórkowe roślin. ALA1 i ALA2 mogą współpracować z RDR1 i RDR6 w celu promowania wtórnej biogenezy vsiRNA, prawdopodobnie poprzez określenie lokalizacji komórkowej jego substratu fosfolipidu [17,94]. AVI2 został również nazwany wzmacniaczem nowego czynnika rdr6 3 (ENOR3), ponieważ został również zidentyfikowany za pomocą genetycznego przesiewu z tła rdr6 przy użyciu innego mutanta CMV, w którym usunięto gen 2b [96]. AVI2, domniemany transporter magnezu u Arabidopsis, również promował RDR1 i RDR6 zależne od wtórnej biogenezy siRNA [93]. Co ciekawe, niedawno odkryto, że aktywator transkrypcji wiążący kalmodulinę -3 (CAMTA3) aktywuje dwufunkcyjną nukleazę -2 (BN2) w celu stabilizacji AGO1/2 i DICER-LIKE1 oraz aktywacji RDR6 do amplifikacji vsiRNA [97 ].

RDR i nowe czynniki, takie jak ALA1/2 i AVI2, są szeroko konserwowane w roślinach i robakach, aby zapewnić wystarczającą biogenezę vsiRNA dla wydajnej wrodzonej odporności przeciwwirusowej opartej na RNAi. Jednak RDR są nieobecne u Drosophila, myszy i ludzi, u których niedawno odkryto inny mechanizm amplifikacji siRNA przez pozachromosomalny kolisty DNA [21]. To, czy nowy mechanizm istnieje również w roślinach lub robakach, pozostaje do zbadania.

4. Przeciwwirusowa funkcja RNAi Effector Argonautes

siRNA musi zostać załadowany do efektorów AGO, aby utworzyć RISC, a następnie celuje w komplementarne genomy wirusowe do PTGS lub TGS we wrodzonej odporności przeciwwirusowej opartej na RNAi. Efektorowe AGO są konserwowane ewolucyjnie i szeroko rozpowszechnione u eukariontów, chociaż nie występują u prokariotów [98]. Wykazano, że regulują one różnorodne postępy biologiczne w rozwoju roślin i reakcję roślin na bodźce środowiskowe [98-103], oprócz ich funkcji w obronie przeciwwirusowej. Badania krystalograficzne wykazały, że kanoniczne eukariotyczne AGO zawierają pięć domen zwanych domeną N-końcową (N), domeną PIWI-ARGONAUTE-ZWILLE (PAZ), domeną środkową (MID), domeną PIWI i domeną o nieznanej funkcji 1785 (DUF1785) [ 104,105] (Rysunek 2).

Domena N może blokować parowanie przewodnik-cel poza pozycją 16, domena PAZ rozpoznaje 30-końce sRNA, domena MID zakotwicza 50 fosforanów sRNA, domena PIWI posiada aktywność rybonukleazy do cięcia docelowego RNA [106-108] i niedawno wykazano, że funkcja domen DUF1785 upośledza idealnie dopasowane dupleksy siRNA i miRNA [109]. Razem wszystkie domeny ułatwiają prawidłową kombinację sRNA i docelowego RNA, aby zapewnić właściwe wyciszenie.

Dziesięć AGO jest zakodowanych w Arabidopsis [110-113]. AGO1 i AGO2 są głównymi składnikami odporności przeciwwirusowej, w której pośredniczy RNAi, przeciwko wirusom RNA [100]. AGO1 działa również jako efektor miRNA regulujący wszystkie aspekty rozwoju roślin poprzez modulację ekspresji endogennych genów [114-122]. Zatem mutanty z nokautem ago1 są śmiertelne. Dlatego funkcja AGO1 we wrodzonej odporności przeciwwirusowej opartej na RNAi była badana tylko przy użyciu hipomorficznych mutantów AGO1, takich jak ago1-27, które nadal wykazywały poważne wady rozwojowe [123]. W przeciwieństwie do AGO1, AGO2 nie uczestniczy w regulacji rozwoju roślin, a mutant ago2 nie wykazuje defektów we wzroście i rozwoju; AGO2 może regulować wyłącznie obronę roślin Arabidopsis. Doniesiono, że AGO2 woli wiązać vsiRNA z 50 terminalami A, a AGO1 woli wiązać się z U [124]. AGO2 jest wymagany do uzyskania odporności na szerokie spektrum wirusów roślinnych [56,125-128].

Donoszono również, że aktywność katalityczna AGO2 jest niezbędna do miejscowej i ogólnoustrojowej aktywności przeciwwirusowej [125,127], podczas gdy mutant ago1 z nienaruszoną aktywnością katalityczną był podatny na infekcje wirusowe [123]. AGO2 bierze również udział w oporności na fitopatogenną bakterię Pseudomonas syringae [129], a AGO2 wiąże się z miR393b* i wycisza MEMB12, modulując egzocytozę przeciwdrobnoustrojowych białek PR i zwiększając aktywność przeciwwirusową [129]. Dlatego AGO1 i AGO2 mogą odgrywać różne role w obronie przeciwwirusowej roślin.

AGO4, AGO6 i AGO9 są głównymi efektorami działającymi na ścieżce RdDM u Arabidopsis. Wykazano, że AGO4, AGO6 i AGO9 wiążą 24-nt heterochromatyczne małe interferujące RNA (het-siRNA) i uczestniczą w szlaku RdDM [130,131]. Doniesiono, że AGO4 głównie zwalczał agresję wirusów DNA poprzez modulację RdDM, jak podano, że mutanty ago4 były podatne na infekcję BCTV z powodu zmniejszonej hipermetylacji genomu BCTV [47]. Co zaskakujące, mutanty ago4 są podatne na kilka wirusów RNA, takich jak wirus marszczenia rzepy (TCV), wirus mozaiki bambusa (BaMV) i wirus mozaiki Plantago asiatica (PlAMV) [132-135] poprzez mechanizm niezależny od szlaku RdDM [135 ].

Jeśli chodzi o inne efektory AGO, AGO5 wraz z AGO2 uczestniczą w zmniejszaniu ogólnoustrojowego zakażenia wirusem X (PVX) ziemniaka, podczas gdy AGO5 odgrywa jedynie drugorzędną rolę, gdy AGO2 zostaje pokonany w początkowo zakażonych liściach [136]. Stwierdzono, że AGO7 (znany również jako ZIP) jest kluczowym czynnikiem podczas infekcji TCV metodą analizy choroby opartej na obrazie [132]. AGO7 może również wiązać się z miR390 i pośredniczyć w biogenezie endogennego siRNA [137]. AGO10 współpracuje z AGO1 i pełni zbędną rolę w ochronie tkanek kwiatostanu przed infekcją wirusem mozaiki rzepy (TuMV) [125], oprócz swojej funkcji w regulacji rozwoju merystemu wierzchołkowego pędu poprzez wiązanie miR165/166 [138].

Co ciekawe, w niektórych ważnych uprawach, takich jak ryż i pomidory, znaleziono ponad 10 ortologów AGO, z 19 ortologami w ryżu i 15 w pomidorach. Mogą ewoluować, aby pełnić zróżnicowane funkcje w obronie przeciwwirusowej i rozwoju. Na przykład, po zakażeniu antywirusem pasków ryżu (RSV), białko płaszcza RSV (CP) wyzwala akumulację JA i zwiększa regulację czynnika transkrypcyjnego JAMYB reagującego na JA, aby bezpośrednio wiązał się z promotorem AGO18, aby aktywować transkrypcję AGO18 [139]. AGO18 będzie wiązać i sekwestrować miR168, co zwiększa akumulację AGO1 dla procesu przeciwwirusowego [140]. Z drugiej strony AGO18 preferencyjnie wiąże miR528 w celu zwiększenia akumulacji ROS i odporności na infekcję wirusową [141]. Nasze niepublikowane dane pokazują również, że niektóre ortologi AGO w pomidorach posiadają funkcje różnicowe w porównaniu z Arabidopsis.

5. Wirusowe supresory RNAi

W wyścigu zbrojeń w obronie i kontrobronie między roślinami żywicielskimi a wirusami wirusy ewoluują białka VSR, aby hamować wrodzoną odporność przeciwwirusową opartą na RNAi. VSR celują w różne etapy szlaku przeciwwirusowego opartego na RNAi, aby przeciwdziałać zachowanej odporności przeciwwirusowej (Tabela 1) [142,143].

Bardzo częstym przeciwdziałaniem VSR jest utrudnianie amplifikacji siRNA. Na przykład, 2b wirusa CMV, C1 wirusa żółtej kędzierzawki liści pomidora z Chin (TYLCCNV) i P6 wirusa karłowatości żółtej ryżu (RYSV) zakłócają zależną od RDR1/{4}}biogenezę drugorzędowego siRNA [155,180,185]. V2 geminiwirusa żółtej kędzierzawki liści pomidora (TYLCV), P2 RSV i P4 wirusa mozaiki pasiastej ryżu (RMSV) oddziałują z SGS3 hamując biogenezę drugorzędowego siRNA [181,182,189]. Stwierdzono również, że białko Geminivirus V2 zakłóca interakcję kalmoduliny z CAMTA3, co zmniejsza ekspresję RDR6 w celu zmniejszenia biogenezy vsiRNA [97].

Stwierdzono, że niektóre VSR utrudniają percepcję lub cięcie wirusowego dsRNA. Na przykład CP z TCV może hamować aktywność DCL4 w kostce [55], a P6 z wirusa mozaiki kalafiora (CaMV) oddziałuje z DRB4, blokując wiązanie dsRNA [154]. Niektóre VSR, takie jak NS wirusa plamistej plamistości pomidora (TSWV) i Hc-Pro wirusa Y ziemniaka (PVY), również wiążą się z długim wirusowym dsRNA, co może blokować wykrywanie lub przetwarzanie wirusowych RNA przez DCL. Niektóre inne VSR mogą bezpośrednio celować w vsiRNA w celu hamowania wrodzonej odporności przeciwwirusowej opartej na RNAi. Na przykład P19, dobrze znany VSR wirusów tombus, wiąże i sekwestruje vsiRNA, podczas gdy RNaza III kryniwirusa chlorotycznego karłowatości słodkich ziemniaków (SPCSV) wiąże i pośredniczy w degradacji siRNA, a HC-Pro wirusa żółtej mozaiki cukinii (ZYMV) zmniejsza siRNA stabilność poprzez zakłócenie metylacji siRNA przez HEN1. Zakłócanie przeciwwirusowej funkcji efektorowych AGO to kolejna strategia stosowana przez niektóre VSR. Na przykład P0 wirusa liściozwoju ziemniaka (PLRV) może pośredniczyć w degradacji AGO1, a 2b CMV może zakłócać AGO1 i AGO4 i zakłócać ich funkcje.

Co zaskakujące, w przeciwieństwie do powyższych VSR, które przeciwdziałają wrodzonej odporności przeciwwirusowej opartej na RNAi, stwierdzono, że inne mechanizmy antagonizują odpowiedzi przeciwwirusowe niektórych VSR. Niedawno badanie wykazało, że VSR p19 może wchodzić w interakcje z kinazą podobną do receptora (RLK) BARELY ANY MERISTEM 1 (BAM1) i BAM2, hamując ruch między komórkami wyciszania RNA [193, 194]. VSR C4 wirusa Guangdong kędzierzawki liści pomidora (ToLCGdV) może również oddziaływać z BAM1 w celu stłumienia PTGS i TGS, w którym pośredniczy odwrotna metylacja [195]. Ponadto zgromadzone dowody wskazują na modulowane przez autofagię interakcje roślina-wirus [196,197]. Doniesiono, że receptor cargo NEIGHBOR OF BRCA1 (NBR1) może celować w HC-Pro w celu powstrzymania wirusowej akumulacji TuMV [198]. Jednak B, VSR wirusa mozaiki pasków jęczmienia (BSMV), celował w AUTOPHAGY PROTEIN7 (ATG7), aby zakłócić interakcję ATG7 – ATG8 i promować infekcję wirusową [199].

Teraz wiemy, że prawie wszystkie wirusy roślinne, zwłaszcza chorobotwórcze wirusy roślinne, posiadają jeden lub więcej VSR. Istnienie VSR przyczynia się do skutecznej agresji wirusów i epidemii wirusowych; poważnie utrudniają nam również docenienie niezbędnej wrodzonej odporności przeciwwirusowej u roślin i innych eukariotów.

For more information:1950477648nn@gmail.com