Rola alternatywnego splicingu w regulacji odpowiedzi gospodarza na infekcję wirusową

Abstrakcyjny: Powszechnie uznano znaczenie regulacji transkrypcji genów gospodarza we wrodzonej odporności na infekcje wirusowe. Niedawno posttranskrypcyjne mechanizmy regulacyjne zyskały uznanie jako dodatkowa i ważna warstwa regulacji w celu dostrojenia odpowiedzi immunologicznych gospodarza. Tutaj dokonujemy przeglądu funkcjonalnego znaczenia alternatywnego splicingu we wrodzonych odpowiedziach immunologicznych na infekcję wirusową. Opisujemy, jak kilka głównych składników szlaków interferonu typu I i III koduje splicowane izoformy w celu regulacji aktywacji i funkcji IFN. Dodatkowo omówiono funkcjonalną rolę czynników splicingowych i modulatorów w odporności przeciwwirusowej. Na koniec omawiamy, w jaki sposób szlaki śmierci komórkowej są regulowane przez alternatywny splicing, a także potencjalną rolę tej regulacji w odporności gospodarza i infekcji wirusowej. W sumie badania te podkreślają znaczenie splicingu RNA w regulacji interakcji gospodarz-wirus i sugerują rolę w obniżaniu wrodzonej odporności przeciwwirusowej; może to mieć kluczowe znaczenie w zapobieganiu patologicznemu zapaleniu.

Słowa kluczowe: alternatywny splicing; odpowiedź przeciwwirusowa; odporność wrodzona; szlaki śmierci komórkowej

Korzyści z suplementu Cistanche - jak wzmocnić układ odpornościowy

1. Wstęp

Odpowiedź gospodarza na infekcję wirusową jest wieloaspektowa i obejmuje indukcję przeciwwirusowego programu transkrypcji, w tym ekspresję interferonów (IFN) i cytokin oraz aktywację szlaków śmierci komórkowej (apoptoza, nekroptoza i piroptoza). Wśród tych szlaków wiele etapów jest ściśle regulowanych na kilku poziomach, aby zapewnić homeostazę tkanek. W tym przeglądzie omawiamy funkcjonalną rolę alternatywnego splicingu i różnych izoform splicingowych w kształtowaniu odporności gospodarza na infekcję wirusową. Splicing RNA przed komunikatorem jest ważnym etapem dojrzewania RNA, który obejmuje łączenie eksonów i usuwanie intronów. Przytłaczająca większość transkryptów wytwarzanych przez polimerazę RNA II (RNAP II), w tym większość mRNA, zawiera introny i dlatego musi zostać splicowana. Splicing odbywa się w jądrach komórkowych przez jeden z dwóch makrocząsteczkowych kompleksów rybonukleoproteinowych, znanych jako główny i mniejszy spliceosom [1]. Szacuje się, że ponad 90% ludzkich genów ulegających ekspresji ulega alternatywnemu splicingowi (AS) [2], który umożliwia pojedynczym genom wytwarzanie wielu odrębnych mRNA, które mogą kodować różne białka, znacznie zwiększając w ten sposób złożoność proteomu. Opisano wiele typów zdarzeń AS i obejmują one przede wszystkim eksony kasetowe, wzajemnie wykluczające się eksony, zastosowanie alternatywnych miejsc 50 splicingowych, zastosowanie alternatywnych miejsc 30 splicingowych i zatrzymywanie intronów. Ponieważ zdarzenia mogą być regulowane w sposób czasoprzestrzenny [1] poprzez połączone działanie elementów cis (np. wzmacniaczy splicingu eksonów (ESE)) i czynników trans (np. białek wiążących RNA) [3]. Nieprawidłowe splicing powiązano z wieloma chorobami [4,5], co dodatkowo podkreśla znaczenie tego wysoce regulowanego procesu. Izoformy AS i mRNA odgrywają ważną rolę w praktycznie wszystkich procesach i szlakach komórkowych, dlatego nie jest zaskakujące, że obydwie zostały uznane za krytyczne dla skutecznej odpowiedzi przeciwwirusowej.

cistanche tubulosa – poprawiają układ odpornościowy

2. Alternatywny splicing RNA i jego izoformy w odpowiedziach IFN typu I i III

Odpowiedź przeciwwirusowa rozpoczyna się, gdy receptory rozpoznawania wzorców komórkowych (PRR) wykrywają wzorce molekularne związane z patogenami (PAMP). Gen I indukowany cytozolowym kwasem retinowym (RIG-I) i białko związane z różnicowaniem czerniaka 5 (MDA-5) wyczuwają dwuniciowy RNA (dsRNA) (RIG-I specyficznie wykrywa 50 -trifosforan lub {{8 }}difosforan cząsteczek RNA) i ulegają zmianom konformacyjnym, aby połączyć się z znajdującym się poniżej mitochondrialnym przeciwwirusowym białkiem sygnalizacyjnym (MAVS). Następnie MAVS łączy się z kinazą wiążącą TANK 1 (TBK1) i kinazą I-kappa-B epsilon (IKKε), promując fosforylację czynnika regulującego interferon 3 (IRF3) i czynnika regulującego interferon 7 (IRF7). Te dwa czynniki transkrypcyjne przemieszczają się do jądra i napędzają transkrypcję i produkcję mRNA interferonu (IFN) typu I i III. Cytozolowy czujnik DNA, cykliczna syntaza GMP-AMP (cGAS), może wykryć DNA w cytoplazmie jako PAMP, gdy wirusy DNA infekują komórki i wytwarzają cykliczny dinukleotyd 20,30 -cykliczny GMP–AMP (20,{{21 }}cGAMP) [6]. Ten wtórny przekaźnik z kolei aktywuje rezydujący w ER stymulator genów interferonu (STING) i prowadzi do zależnej od TBK1-fosforylacji IRF3 w celu wytwarzania IFN typu I i III. Należy zauważyć, że wykazano, że cGAS reaguje również na infekcję wirusem RNA, prawdopodobnie z powodu cytoplazmatycznego uwalniania mitochondrialnego DNA gospodarza [7]. Dodatkowo związany z błoną receptor Toll-podobny 3 (TLR3) może rozpoznawać dsRNA w przedziałach endosomalnych. Wykrycie liganda przez TLR3 wyzwala jego powiązanie z adapterem interferonu indukującym adapter (TRIF) zawierającym domenę TIR i indukuje zależną od TBK1/IKKε fosforylację IRF3. Wszystkie te procesy kończą się indukcją transkrypcji genów IFN typu I i III oraz produkcją tych IFN (ryc. 1).

Rycina 1. Alternatywny splicing w odpowiedzi IFN typu I i typu III gospodarza. Izoformy AS, które zwiększają odpowiedź przeciwwirusową, pokazano na zielono, a te, które zwiększają odpowiedź przeciwwirusową, pokazano na czerwono.

Nowo zsyntetyzowane IFN typu I i III są wydzielane i aktywują dalszą sygnalizację zarówno w sposób zależny od autokrynnego, jak i parakrynnego. Te dwie klasy IFN wiążą się z różnymi receptorami błonowymi. IFN typu I wiążą się z podjednostkami 1 i 2 receptora interferonu alfa i beta (IFNAR1 i IFNAR2), podczas gdy IFN typu III wykorzystują receptor 1 interferonu lambda (IFNLR1) i podjednostkę beta receptora interleukiny 10 (IL10-RB) [8 ] Gdy receptory te zwiążą się ze swoimi ligandami, zmiany konformacyjne rekrutują wewnątrzkomórkowe kinazy, które następnie fosforylują przetwornik sygnału i aktywator transkrypcji 1 (STAT1) oraz przetwornik sygnału i aktywator transkrypcji 2 (STAT2). Fosforylowane STAT1 i STAT2 łączą się z czynnikiem regulującym interferon 9 (IRF9), tworząc kompleks ISGF3, który przemieszcza się do jądra i aktywuje setki genów stymulowanych IFN (ISG), aby ustanowić komórkowy stan przeciwwirusowy. Geny PRR kodują kilka wariantów składania w celu regulacji ich funkcji. Donoszono, że wariant splicingowy RIG-I pozbawiony eksonu 2 ulega ekspresji wraz z izoformą pełnej długości po leczeniu IFN i zakażeniu wirusem Sendai (SeV) [9]. Ten wariant splotu ma delecję w swojej N-końcowej domenie CARD i ta delecja zapobiega ubikwitynacji RIG-I przez trójdzielny motyw zawierający 25 (TRIM25), warunek wstępny aktywacji RIG-I. W rezultacie wykazano, że ten wariant splotu działa jako dominująca negatywna forma RIG-I. Ektopowa ekspresja tego wariantu splicingowego RIG-I hamuje indukowaną przez SeV transkrypcję IFN. Wykazano, że TLR3 ma kilka izoform [10,11]. Izoforma pozbawiona domeny transbłonowej i większości pierwotnej wewnątrzkomórkowej domeny TIR odgrywa rolę hamującą w odpowiedzi na IFN [10]. Negatywne skutki regulacyjne tej izoformy TLR3 mogą być spowodowane konkurencją o wiązanie liganda, ponieważ ta izoforma TLR3 ma miejsca wiązania dsRNA, podczas gdy brakuje jej cytoplazmatycznej domeny TIR wymaganej do przekazywania sygnału. Te izoformy PRR sugerują istnienie pętli ujemnego sprzężenia zwrotnego, która reguluje odpowiedź przeciwwirusową IFN. Kluczowe białka efektorowe sygnalizacyjne znajdujące się poniżej czujników wirusowych w odpowiedziach typu I i typu III wyrażają również różne izoformy AS, a wiele z nich działa w dominujący sposób negatywny. Zaobserwowano wiele izoform MAVS: MAVS 1a, 1b i 1c [12]. MAVS 1a jest wytwarzany w wyniku pominięcia eksonu 2 i koduje skrócony MAVS z powodu przedwczesnego kodonu stop. To skrócone białko ma nienaruszoną N-końcową domenę CARD, a jego nadekspresja blokuje transkrypcję IFN, prawdopodobnie poprzez sekwestrację białek czynnika 2 związanego z receptorem TNF (TRAF2). MAVS1b, pozbawiony eksonu 3, koduje również skrócone białko przez przedwczesny kodon stop z powodu przesunięcia ramki odczytu. Jednakże ten MAVS1b jest zdolny do aktywacji transkrypcji IFN- i hamowania replikacji wirusa pęcherzykowego zapalenia jamy ustnej (VSV), co sugeruje dwukierunkowy mechanizm, za pomocą którego regulowana jest aktywność MAVS. Dodatkowo STING, dalszy efektor cGAS, ma izoformę splicowaną, zwaną MRP [13]. W porównaniu ze STING, MRP nie zawiera eksonu 7, a zatem nie ma C-końcowej domeny oddziałującej z TBK1. Wykazano, że MRP może dimeryzować ze STING i blokować interakcję STING-TBK1. Ta ingerencja w asocjację STING-TBK wyjaśnia, dlaczego MRP hamuje transkrypcję IFN za pośrednictwem STING. Zgodnie z tym odkryciem, knock-down MRP zmniejsza replikację VSV, prawdopodobnie poprzez derepresję odpowiedzi IFN gospodarza. Co ciekawe, chociaż MRP blokuje szlak sygnałowy IFN za pośrednictwem STING indukowany przez zakażenie SeV, MRP wzmacnia odpowiedź IFN indukowaną przez wirusa opryszczki pospolitej typu 1 (HSV-1). Wydaje się zatem, że MRP odgrywa odmienną rolę w odpowiedzi na infekcje wirusami RNA i DNA. TRIF jest krytycznym adapterem dla ścieżki sygnalizacyjnej inicjowanej przez TLR. Wariant splicingowy pozbawiony centralnej domeny TIR, nazwany TRIS, zaobserwowano w szerokim spektrum linii komórkowych [14]. Poprzednie badania wykazały, że TRIF jest powiązany z TLR3 poprzez odpowiadające im domeny TIR [15]; dlatego można oczekiwać, że TRIS z niedoborem TIR będzie działał jako inhibitor sygnalizacji, w której pośredniczy TLR. Jednakże nadekspresja TRIS, chociaż w mniejszym stopniu niż TRIF, aktywuje transkrypcję IFN i obniżenie transkrypcji IFN indukowanej zredukowanym TRIS poli (I:C). Wyniki te sugerują zaskakującą, choć niezbędną rolę TRIS w sygnalizacji za pośrednictwem TLR. Czynnik związany z receptorem czynnika martwicy nowotworu 3 (TRAF3) jest białkiem dodatkowym w szlakach RIG-I-MAVS i podlega AS w komórkach T [16]. W tym zdarzeniu pominięcia eksonu 8 w TRAF3 pośredniczą głównie członkowie rodziny 2 CUGBP ElavLike (CELF2) i heterogenne białka jądrowej rybonukleoproteiny C (hnRNP C) [17]. Niemniej jednak rola tego zdarzenia AS w odpowiedzi przeciwwirusowej gospodarza pozostaje do ustalenia.

Cistanche suplement korzyści-zwiększają odporność

Zidentyfikowano również nowe, poddane splicingowi izoformy TBK1 i IKKε, które odgrywają negatywne role regulacyjne podczas odpowiedzi IFN. TBK1, wariant transkryptu składanego przez TBK1, nie ma eksonu 3–6, który koduje domenę kinazy serynowo/treoninowej pośredniczącą w fosforylacji IRF3 i IRF7. Dodatkowe testy funkcjonalne i biochemiczne pokazują, że TBK1 hamują transkrypcję IFN poprzez blokowanie interakcji pomiędzy RIG-I i MAVS [18]. Co ciekawe, ekspresja TBK1 w niezainfekowanych komórkach nie jest obszerna. Po zakażeniu SeV, szczególnie w późniejszych punktach czasowych, ekspresja TBK1 staje się bardziej widoczna. Ta opóźniona regulacja w górę sugeruje, że komórki wykształciły strategię negatywnej regulacji aktywacji IFN po wyleczeniu infekcji wirusowej. Ponadto po zakażeniu wirusem grypy A (IAV) obserwuje się izoformę składaną, ale jej znaczenie funkcjonalne pozostaje do scharakteryzowania [19]. Jeśli chodzi o IKKε, gen ten wyraża dwa warianty poddane splicingowi, IKKε sv1 i IKKε sv2, które różnią się regionami karboksylowymi w porównaniu z pełnej długości IKKε [20). Zarówno IKKε sv1, jak i sv2 tworzą dimery z IKKε pełnej długości i hamują indukowaną przez IKKε sygnalizację IRF3 pełnej długości, w tym jej rolę w promowaniu aktywności przeciwwirusowej. Co ciekawe, zaobserwowano, że zakażenie wirusem dengi (DENV) zwiększa ekspresję tych dwóch izoform [21], co sugeruje, że ten flawiwirus rozwinął zdolność do zakłócania wrodzonej odporności poprzez regulację AS. U ssaków scharakteryzowano wiele izoform IRF3 i IRF7. IRF3a jest wariantem IRF3 AS [22,23], który wykorzystuje alternatywny ekson 3a i wytwarza skrócone na N-końcu białko w wyniku zastosowania innego kodonu start. IRF3a nie ma funkcjonalnej domeny wiążącej DNA i dlatego nie wiąże się z promotorem IFN-. Dlatego IRF3a hamuje aktywność transkrypcyjną IRF3 [22]. Druga izoforma splicingu, IRF3-CL, jest transkryptem pochodzącym z alternatywnego miejsca splicingu 30, 16 nukleotydów powyżej eksonu 7 głównego transkryptu IRF3 [24]. IRF3-CL ma taki sam region N-końcowy jak IRF3, ale różni się na C-końcu. Ta izoforma negatywnie reguluje aktywność IRF3 i jest powszechnie wyrażana. Natomiast ekspresja IRF3-nirs3 jest ograniczona do określonych tkanek [25]. Wydaje się, że izoforma ta ulega ekspresji w ludzkich komórkach raka wątrobowokomórkowego, ale nie w pierwotnych ludzkich hepatocytach. Transkrypty IRF-nirs3 nie zawierają eksonu 6, a to wykluczenie skutkuje białkiem pozbawionym centralnej domeny asocjacyjnej IRF, która jest krytyczna dla jego homodimeryzacji lub heterodimeryzacji z IRF3 lub innymi IRF. Zgodnie z oczekiwaniami nadekspresja IRF3-nirs3 tłumiła transkrypcję IFN- i ułatwiała replikację wirusa [25]. Zidentyfikowano dodatkowe izoformy IRF3 poddane splicingowi o różnym stopniu zdolności do hamowania aktywacji transkrypcji IFN za pośrednictwem IRF3- [26]. Na koniec wykazano, że heterogenna jądrowa rybonukleoproteina A1 (hnRNPA1) oraz bogaty w serynę i argininę czynnik splicingowy 1 (SRSF1) promują włączenie eksonu 2 i eksonu 3 IRF3 oraz wytwarzają IRF3 pełnej długości, który jest wymagany dla IFN- aktywacja transkrypcji [27]. Wyczerpanie hnRNPA1 lub SRSF1 powoduje zmniejszenie aktywacji IFN indukowanej poli (I:C). Niedawno wykazano, że ekspresja IRF7 jest regulowana przez mechanizm retencji intronów poprzez białko BUD13 [28]. BUD13 tłumi retencję intronu 4 w transkrypcie IRF7. W rezultacie wytwarzany jest dojrzały transkrypt IRF7, a białko IRF7 ulega translacji w celu wsparcia odpowiedzi IFN. Na poparcie tej obserwacji, zniszczenie BUD13 zwiększa retencję intronów transkryptu IRF7, który wydaje się ulegać degradacji poprzez rozpad za pośrednictwem nonsensu (NMD). W konsekwencji poziom białka IRF7 jest obniżony, aby ułatwić replikację wirusa [28]. Donoszono o kilku innych wariantach transkryptu IRF7, a niektóre mogą być indukowane przez zakażenie syncytialnym wirusem oddechowym (RSV) [29,30]. Większość genów IFN typu I nie zawiera intronów, podczas gdy geny IFN typu III zwykle mają wiele intronów, co sugeruje potencjalny mechanizm regulacyjny przez AS. Niedawno odkryty IFNL4, IFN typu III, jest kodowany przez gen składający się z pięciu eksonów i zaobserwowano kilka wariantów transkryptu [31]. Charakterystyka funkcjonalna pokazuje, że izoformy IFNL4 pełnej długości, ale nie krótsze, wykazują działanie przeciwwirusowe [32]. Co zaskakujące, warianty genetyczne w eksonie 1, które ujemnie korelują z ekspresją funkcjonalnego IFNL4, są powiązane z usuwaniem wirusa zapalenia wątroby typu C (HCV) [31,33]. Białka IFN typu I i III spełniają swoje funkcje (np. wyzwalają wytwarzanie przeciwwirusowych ISG) poprzez wiązanie się z odpowiednimi receptorami, które ulegają ekspresji w postaci różnych izoform. IFNAR1 i IFNAR2 tworzą kompleks receptorowy dla IFN typu I, a IFNAR2 wytwarza trzy warianty mRNA AS, w tym dwie izoformy związane z błoną (IFNAR2b i 2c) oraz izoformę rozpuszczalną (IFNAR2a) [34]. Transfekcja ludzkich IFNAR1 i IFNAR2c, ale nie IFNAR2b, odtworzyła przeciwwirusową odpowiedź IFN [35]. Jest to spójne z danymi wskazującymi, że IFNAR2b może działać jako dominujący, negatywny regulator odpowiedzi na IFN [36]. W komórkach ludzkich opisano wiele wariantów składania IFNLR1, z którymi IL-10RB tworzy receptor IFN typu III [37–39]. Związany z błoną IFNLR1 jest funkcjonalną podjednostką receptora, podczas gdy rozpuszczalna izoforma po splicowaniu, której brakuje domeny transbłonowej kodującej egzon 6, służy jako dominująca forma ujemna. Dodatek rekombinowanego rozpuszczalnego IFNLR1 zmniejszył indukowaną przez IFN typu III transkrypcję ISG w jednojądrzastych komórkach krwi obwodowej (PBMC) i komórkach Huh7.5 [40]. Po związaniu IFN typu I i III z ich receptorami, fosforylowane STAT1 i STAT2 ostatecznie przemieszczają się do jądra, kierując ekspresją ISG. STAT1 ma dwie izoformy [41], alfa i beta, które różnią się domeną transaktywacji na C-końcu. Początkowo uważano, że STAT1 alfa jest jedyną funkcjonalną izoformą, a STAT1 beta prawdopodobnie działa jako dominujący negatywny regulator [42,43]. Niemniej jednak ostatnie badania sugerują, że STAT1 alfa i beta aktywują nakładający się, ale nie zbędny zestaw genów, które są ważne w regulacji odporności [44]. Oprócz tych dwóch izoform, białka SM wirusa Epsteina-Barra (EBV) łączą się z czynnikiem splicingowym gospodarza SRSF3 i promują wykorzystanie tajemniczego miejsca splicingowego 50, generując wariant transkryptu STAT1 alfa0 [45,46]. Rola transkryptu alfa0 STAT1 i to, czy ulega translacji, czy też nie, jest jeszcze niejasna. Biorąc pod uwagę znaczenie STAT1 i STAT2 w kierowaniu ekspresją ISG dla ustalenia stanu przeciwwirusowego, nieprawidłowe składanie tych genów powiązano z upośledzoną odpornością i ciężką chorobą wirusową [47–49]. Na przykład homozygotyczna mutacja prowadząca do pominięcia eksonu 3 STAT1 skutkuje jego zmniejszoną ekspresją i fosforylacją. Pacjenci homozygotyczni pod względem tej mutacji wykazują dużą podatność na infekcje [49]. Mutacja w intronie 4 STAT2 powoduje nieprawidłowy splicing i prawdopodobnie skutkuje NMD. Ekspresja białka STAT2 nie jest wykrywalna w homozygotycznych komórkach pacjenta, a egzogenna ekspresja STAT2 ratuje fenotyp i indukuje stan przeciwwirusowy [48]. Zaczynają się pojawiać dowody wskazujące, że funkcja ISG jest regulowana przez AS. OAS1 to kluczowy element systemu antywirusowego RNaseL 2-5A. Niedawny raport pokazuje, że gen Oas1g (mysi homolog ludzkiego OAS1) ma alternatywne miejsce składania o 50 splicowaniach w intronie pomiędzy eksonem 3 a eksonem 4, a zastosowanie tego alternatywnego genu o 50 splicowaniach prowadzi do niefunkcjonalnego wariantu mRNA, który jest przeznaczone do degradacji [50]. Co ciekawe, usunięcie tego alternatywnego miejsca splicingowego o długości 50 zwiększa ekspresję Oas1g i hamuje infekcję wirusową. MxA to kolejny dobrze znany ISG, który ogranicza różne wirusy. Co ciekawe, infekcja wirusowa HSV-1 indukuje wytwarzanie varMxA [51]. Ten transkrypt ma usunięte eksony 14–16 i koduje białko, które obsługuje replikację HSV-1. W komórkach zakażonych DENV zaobserwowano także pojawienie się izoform wykluczenia eksonu MxA [21]. Jego funkcja regulacyjna dotycząca replikacji DENV oczekuje na dalsze badania. Podsumowując, różne izoformy kluczowych składników odpowiedzi IFN typu I i typu III ulegają ekspresji w celu regulacji wrodzonej odporności w odpowiedzi gospodarza (ryc. 1). Intrygujące jest to, że większość zdarzeń AS reguluje w dół odpowiedź przeciwwirusową, co sugeruje, że regulacja potranskrypcyjna działa w celu zrównoważenia transkrypcyjnej regulacji w górę stanu przeciwwirusowego. Oznaczałoby to, że defekty w potranskrypcyjnej regulacji wrodzonej odpowiedzi odpornościowej przeciwwirusowej mogą prowadzić do chorób autoimmunologicznych i patologicznych stanów zapalnych.

Cistanche korzyści dla mężczyzn-wzmocnienie układu odpornościowego

3. Inne wrodzone szlaki odpornościowe, na które wpływa alternatywny splicing RNA

Białko białaczki promielocytowej (PML), członek rodziny białek TRIM, jest kluczowym składnikiem struktur znanych jako ciała jądrowe PML, które odgrywają ważną rolę we wrodzonej sygnalizacji immunologicznej [52,53]. Gen PML składa się z dziewięciu eksonów i podlega rozległemu AS, generując kilka wariantów transkryptu [54]. Izoformy te mają wspólne regiony na końcu aminowym, ale różnią się na końcu C. Co ważne, wydaje się, że odgrywają one zróżnicowaną rolę w modulowaniu odpowiedzi na IFN. Doniesiono, że izoforma IV PML zwiększa aktywność IRF3, uczestnicząc w ten sposób w wytwarzaniu IFN- podczas zakażenia VSV [55]. Zgodnie z tym odkryciem nadekspresja izoformy IV PML jest wystarczająca do stłumienia replikacji DENV [56]. Podobnie, izoforma II PML promuje aktywację IFN [57] i osiąga to wzmocnienie poprzez połączenie z różnymi kompleksami transkrypcyjnymi. Wyczerpanie izoformy II PML zmniejszyło rekrutację IRF3 i STAT1 odpowiednio do promotora IFN- i elementów ISRE. Dla kontrastu, w przeciwieństwie do izoformy II PML, osłabienie izoformy V PML nie miało wpływu na aktywację IFN wyzwalaną poli(I:C), co sugeruje, że izoforma V PML nie jest wymagana do regulacji odpowiedzi IFN [ 57]. Co ciekawe, zakażenie wirusem opryszczki pospolitej typu 2 (HSV-2) spowodowało zmianę izoformy PML II na izoformę PML IV poprzez zwiększenie wykorzystania intronu 7a poprzez wirusowe białka ICP27 [58]. Jest to zgodne ze strategią wirusową polegającą na antagonizowaniu odpowiedzi IFN gospodarza na replikację wirusa, ponieważ izoforma II, jak również izoforma IV, promują aktywację IFN. Jednakże przywrócenie izoformy II PML w komórkach z wyłączonym PML ułatwia replikację HSV2. Wyczerpanie izoformy PML II przez siRNA zmniejszyło zakaźność HSV2, co sugeruje, że izoforma PML II jest czynnikiem pro-HSV2. Wyniki te sugerują złożoną i być może paradoksalną rolę PML w interakcjach gospodarz-wirus. Białko palca cynkowego (ZFR) uczestniczy w kilku funkcjach komórkowych i jest silnym modulatorem splicingu. ZFR kontroluje sygnalizację IFN, zapobiegając nieprawidłowemu splicingowi i za pośrednictwem nonsensownego rozpadu mRNA wariantu histonu makroH2A1 [59]. W komórkach wykazujących ekspresję ZFR, ZFR sprzyja wykorzystaniu eksonu 6a makroH2A1, prowadząc do wytwarzania makroH2A1 pełnej długości, który tłumi promotor IFN i zapobiega aktywacji transkrypcji. W komórkach zubożonych w ZFR wzajemnie wykluczające się użycie eksonu 6b skutkuje powstaniem transkryptu złożonego przez splicing przeznaczonego dla NMD. W konsekwencji promotor IFN- zostaje uwolniony z represji i może być dostępny dla czynników transkrypcyjnych w celu ekspresji genów. Konsekwentnie, albo knock-down ZFR, albo makroH2A1 wzmacnia transkrypcję IFN-. Ponadto wyczerpanie ZFR ogranicza replikację wirusa [59]. hnRNP M należy do rodziny wszechobecnie wyrażanych heterogenicznych jądrowych rybonukleoprotein (hnRNP) i wpływa na przetwarzanie pre-mRNA oraz kilka innych aspektów metabolizmu i transportu mRNA. Niedawno wykazano, że hnRNP M ma zdolność tłumienia odporności poprzez różne mechanizmy. Po pierwsze, białko to oddziałuje z RIG-I, zaburzając wykrywanie układu odpornościowego [60]. Co więcej, hnRNP M promuje retencję intronów, zmniejszając liczebność transkryptu IL-6. Ogólnie rzecz biorąc, w konsekwencji wyczerpanie się hnRNP M osłabia odporność gospodarza i ułatwia replikację wirusa [61].

4. Alternatywne składanie reguluje szlaki śmierci komórek gospodarza aktywowane podczas infekcji wirusowej

Opisano kilka programów śmierci komórkowej, a mechanizmy molekularne tych programów nakładają się, choć są dość rozbieżne [62]. Tutaj omawiamy regulację AS apoptozy, nekroptozy i piroptozy w kontekście interakcji gospodarz-wirus (ryc. 2). Wirusy intensywnie oddziałują z komórkowymi wewnętrznymi i zewnętrznymi szlakami apoptozy [63,64], a złożone izoformy czynników apoptozy mogą odgrywać kluczową rolę w określaniu losu komórki [65,66]. Apoptozę ogólnie postrzega się jako niezapalny rodzaj programowanej śmierci komórki, charakteryzujący się zmianami morfologicznymi, w tym kurczeniem się komórek, kondensacją jądrową i pęcherzykami błony komórkowej. Wewnętrzna apoptoza jest kontrolowana głównie w mitochondriach. Zaburzenie homeostazy wewnątrzkomórkowej (np. uszkodzenie DNA czy stres oksydacyjny) oraz bodźce proapoptotyczne powodują indukcję permeabilizacji błony zewnętrznej mitochondriów (MOMP) przez białka BAX lub BAK. W przypadku braku bodźców apoptotycznych, białka te są sekwestrowane w stanie nieaktywnym przez antyapoptotycznych członków rodziny białek BCL2. MOMP uwalnia cytochrom c do cytoplazmy i inicjuje tworzenie kompleksu białek apoptosomu zawierającego czynnik aktywujący proteazę apoptotyczną 1 (APAF1) i kaspazę 9, należącą do komórkowych proteaz cysteinowo-asparaginowych. Aktywowana kaspaza 9 rozszczepia następnie kaspazy 3 i 7, co uruchamia szlak prowadzący do śmierci komórki. Co ciekawe, infekcja wirusowa aktywuje nietranskrypcyjne interakcje IRF3–Bax i powoduje MOMP i śmierć komórki [67,68]. Infekcja wirusowa może również wywołać apoptozę zewnętrzną [63]. Szlak zewnątrzpochodny jest inicjowany głównie przez wiązanie ligandów z różnymi receptorami śmierci, aktywując kaspazę 8 i prowadząc do aktywacji kaspazy 3 i apoptozy.

Rycina 2. Alternatywny splicing reguluje szlaki śmierci komórek gospodarza aktywowane podczas infekcji wirusowej.

Nekroptoza jest zapalnym typem śmierci komórek, charakteryzującym się obrzękiem komórek, utratą przepuszczalności błony komórkowej i uwolnieniem zawartości cytozolu do przestrzeni zewnątrzkomórkowej [77]. Niektóre infekcje wirusowe wywołują nekroptozę poprzez receptory związane z błoną (np. TLR3 [78,79]) lub czujniki cytozolowe (np. ZBP1 [80–82]), a ich kulminacją jest aktywacja i fosforylacja białka podobnego do domeny kinazowej o mieszanej linii (MLKL ), który tworzy kompleks homotrimeryczny, który przemieszcza się do błony komórkowej, gdzie tworzy por i indukuje lizę komórek [83,84]. MLKL ma dwie izoformy, MLKL1 i MLKL2 [85]; MLKL2 jest silniejszym induktorem nekroptozy niż MLKL1 [86]. Ten wzrost aktywności można przypisać zmienionej strukturze domeny MLKL2. MLKL2 nie ma eksonów 4-8 i dlatego MLKL2 nie ma większości C-końcowej domeny pseudokinazy, która, jak się uważa, pełni funkcję tłumiącą. Dodatkowe kluczowe elementy szlaku nekroptozy obejmują oddziałującą z receptorem kinazę białkową serynowo/treoninową 1 (RIPK1) i kinazę białkową serynowo/treoninową oddziałującą z receptorem 3 (RIPK3) i doniesiono, że oba geny kodują warianty transkryptu. Badanie przesiewowe całego genomu CRISPR zidentyfikowało PTBP1 jako nowy regulator splicingu RIPK1 w nekroptozie [87]. PTBP1 tłumi alternatywne włączenie eksonu pomiędzy kanonicznymi eksonami 4 i 5 i promuje ekspresję białka RIPK1 pełnej długości w celu indukcji śmierci komórki. Zgodnie z pominięciem egzonu za pośrednictwem PTBP1- zidentyfikowano charakterystyczny odcinek bogaty w CU w intronie sąsiadującym z miejscem o 30 splicowaniach [87]. Wreszcie, RIPK3 ma dwa warianty składania, RIPK3 beta i RIPK3 gamma, które wydają się hamować śmierć komórek [88]. Piroptoza, która jest również zapalną formą śmierci komórki, jest indukowana przez aktywację inflamasomu i ma kluczowe znaczenie dla odpowiedzi przeciwwirusowej [89,90]. Ta droga śmierci jest inicjowana przez wykrycie PAMP lub wzorców molekularnych związanych z niebezpieczeństwem (DAMP) przez białka inflamasomowe, z których większość należy do rodziny receptorów Nod-podobnych (NLR) [91]. Następnie rekrutacja białka plamistego związanego z apoptozą adaptera, zawierającego CARD (ASC) i kaspazę 1, tworzy kompleks białek inflamasomowych. Aktywowana kaspaza 1 rozszczepiłaby gazową skórkę D (GSDMD), uwalniając domenę GSDMD-N. Domena GSDMD-N przemieszcza się do błony komórkowej i oligomeryzuje, tworząc pory błony. To powstawanie porów zakłóca potencjał osmotyczny, powodując pęcznienie komórek i ostateczną lizę. Ponadto aktywna kaspaza-1 przetwarza pro-IL-1 i pro-IL-18 do form bioaktywnych, sprzyjając zapaleniu. Wśród wielu NLR, domena pirynowa rodziny NLR zawierająca 3 (NLRP3) jest ważna w odpowiedzi przeciwwirusowej [89] i ostatnio wykazano, że jest regulowana na poziomie splicingu. Nowatorski wariant składany NLRP3, któremu brakuje eksonu 5, koduje część domeny LRR [92]. Usunięcie tego regionu znosi jego interakcję z białkiem kinazy 7 powiązanej z NIMA (NEK7), którego wiązanie jest warunkiem wstępnym aktywacji NLRP3, a tym samym powoduje, że ∆ekson5 NLRP3 staje się nieaktywny. Innym krytycznym składnikiem inflamasomu jest adapter ASC, składający się z N-końcowej domeny PYD do połączenia z białkami NLR, regionu łącznikowego i C-końcowej domeny CARD do interakcji z białkami kaspazy. Wariant ASC-b poddany splicingowi nie posiada eksonu 2 kodującego łącznik i jest zdolny do aktywacji inflammasomu NLRP3 [93]. Zgodnie z tym pacjent z delecją w eksonie 2 ASC wykazuje wyższy poziom białka IL-1 w surowicy [94]. Inna izoforma ASC-c po splicowaniu ma delecję w domenie PYD. Działa jako dominujący negatywny regulator i zmniejsza aktywację NLRP3 [93].

Cistanche suplement korzyści-zwiększają odporność

Kliknij tutaj, aby wyświetlić produkty Cistanche Enhance Immunity

【Zapytaj o więcej】 E-mail:cindy.xue@wecistanche.com / Aplikacja Whats: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692

5. Wnioski

Infekcja wirusowa wyzwala niezliczone zdarzenia komórkowe u gospodarza. Większość wcześniejszych badań skupiała się na roli transkrypcji w wywoływaniu komórkowej odpowiedzi przeciwwirusowej. W tym przeglądzie omawiamy niedostatecznie zbadaną rolę AS w regulacji odpowiedzi gospodarza podczas infekcji wirusowej. Wydaje się, że większość dotychczas odkrytych zdarzeń regulacyjnych AS negatywnie moduluje odpowiedź przeciwwirusową. Oznaczałoby to, że defekty w potranskrypcyjnej regulacji wrodzonej odpowiedzi odpornościowej przeciwwirusowej mogą prowadzić do chorób autoimmunologicznych i patologicznych stanów zapalnych. Wraz z pojawieniem się sekwencjonowania nowej generacji dokonano nowych odkryć, które pozwoliły określić, w jaki sposób mechanizm splicingu gospodarza jest modulowany podczas infekcji wirusowej [95,96]. Jest oczywiste, że ZA odgrywa kluczową rolę w regulacji produktywnej wrodzonej odpowiedzi immunologicznej; jednakże znaczenie funkcjonalne wielu nowych izoform AS i mechanizmy regulacyjne, dzięki którym powstają te warianty złożone, pozostają nie do końca poznane. Dalsze badania powinny zbadać AS jako ważną warstwę regulacji interakcji wirus-gospodarz i potencjalnie zidentyfikować nowe cele dla rozwoju terapii w leczeniu chorób zakaźnych.

Bibliografia

1. Wilkinson, ME; Charenton, C.; Nagai, K. Składanie RNA przez spliceosom. Annu. Ks. Biochem. 2020, 89, 359–388. [CrossRef] [PubMed]

2. Wang, ET; Sandberg, R.; Luo, S.; Chrebtukowa, I.; Zhang, L.; Mayr, C.; Kingsmore, San Francisco; Schroth, lekarz rodzinny; Burge, CB Alternatywna regulacja izoform w transkryptomach tkanki ludzkiej. Natura 2008, 456, 470–476. [CrossRef] [PubMed]

3. Fu, XD; Ares, M., Jr. Zależna od kontekstu kontrola alternatywnego splicingu przez białka wiążące RNA. Nat. Wielebny Genet. 2014, 15, 689–701. [CrossRef] [PubMed]

4. Evsyukova, I.; Somarelli, JA; Gregory, SG; Garcia-Blanco, MA Alternatywne splicingi w stwardnieniu rozsianym i innych chorobach autoimmunologicznych. Biol RNA. 2010, 7, 462–473. [Odniesienie]

5. Tazi, J.; Bakkour, N.; Stamm, S. Alternatywne łączenie i choroby. Biochim. Biofizyka. Acta 2009, 1792, 14–26. [Odniesienie]

6. Hopfner, KP; Hornung, V. Mechanizmy molekularne i funkcje komórkowe sygnalizacji cGAS-STING. Nat. Wielebny Mol. Biol Komórkowy. 2020, 21, 501–521. [Odniesienie]

7. Słońce, B.; Sundstrom, KB; Chew, JJ; Bist, P.; Gan, Hiszpania; Tan, HC; No cóż, KC; Chawla, T.; Tang, CK; Ooi, EE Wirus dengi aktywuje cGAS poprzez uwolnienie mitochondrialnego DNA. Nauka. Rep. 2017, 7, 3594. [CrossRef]

8. Lazear, HM; Schoggins, JW; Diament, MS Wspólne i odrębne funkcje interferonów typu I i III. Immunitet 2019, 50, 907–923. [Odniesienie]

9. Gack, MU; Kirchhofer, A.; Shin, YC; Zajazd, KS; Liang, C.; Cui, S.; Myong, S.; Ha, T.; Hopfnera, KP; Jung, JU Rola RIG-I N-końcowej tandemowej karty CARD i wariantu splicingowego w przekazywaniu sygnału przeciwwirusowego za pośrednictwem TRIM25-. Proc. Natl. Acad. Nauka. USA 2008, 105, 16743–16748. [Odniesienie]

10. Seo, JW; Yang, EJ; Kim, SH; Choi, IH Inhibicyjna izoforma alternatywnego splicingu receptora Toll-podobnego 3 jest indukowana przez interferony typu I w liniach komórkowych ludzkich astrocytów. BMB Rep. 2015, 48, 696–701. [Odniesienie]

11. Yang, E.; Shin, JS; Kim, H.; Park, HW; Kim, MH; Kim, SJ; Choi, IH Klonowanie izoformy TLR3. Med.Yonsei. J. 2004, 45, 359–361. [CrossRef] [PubMed]

12. Chłopak, SP; Yang, G.; Scott, Da; Chao, TH; Correia Jda, S.; de la Torre, JC; Li, E. Identyfikacja wariantów splicingu MAVS, które zakłócają sygnalizację szlaku RIGI/MAVS. Mol. Immunol. 2008, 45, 2277–2287. [CrossRef] [PubMed]

13. Chen, H.; Pei, R.; Zhu, W.; Zeng, R.; Wang, Y.; Wang, Y.; Lu, M.; Chen, X. Alternatywna izoforma splicingu MITA antagonizuje indukcję IFN typu I za pośrednictwem MITA. J. Immunol. 2014, 192, 1162–1170. [Odniesienie]

14. Han, KJ; Yang, Y.; Xu, LG; Shu, HB Analiza wariantu splicingowego TRIF pozbawionego TIR ujawnia nieoczekiwany mechanizm sygnalizacji za pośrednictwem TLR3-. J. Biol. Chem. 2010, 285, 12543–12550. [CrossRef] [PubMed]

15. Oshiumi, H.; Matsumoto, M.; Funami, K.; Akazawa, T.; Seya, T. TICAM-1, cząsteczka adaptorowa uczestnicząca w indukcji interferonu-beta za pośrednictwem receptora Toll-podobnego 3-. Nat. Immunol. 2003, 4, 161–167. [Odniesienie]

16. Michel, M.; Wilhelmi, I.; Schultz, AS; Preussner, M.; Heyd, F. Indukowany aktywacją czynnik związany z receptorem czynnika martwicy nowotworu 3 (Traf3) alternatywny splicing kontroluje niekanoniczny szlak czynnika jądrowego kappa B i ekspresję chemokin w ludzkich komórkach T. J. Biol. Chem. 2014, 289, 13651–13660. [Odniesienie]

17. Schultz, AS; Preussner, M.; Bunse, M.; Karni, R.; Heyd, F. Zależny od aktywacji alternatywny splicing eksonu 8 TRAF3 jest kontrolowany przez wiązanie CELF2 i hnRNP C z górnym elementem intronowym. Mol. Biol Komórkowy. 2017, 37, e00488-16. [Odniesienie]

18. Deng, W.; Podkładka.; Han, M.; Zhong, J.; Li, Z.; Li, W.; Hu, Y.; Yan, L.; Wang, J.; Hej.; i in. Negatywna regulacja szlaku sygnałowego IFN-beta wywołanego wirusem przez alternatywny splicing TBK1. J. Biol. Chem. 2008, 283, 35590–35597. [Odniesienie]

19. Fabozzi, G.; Oler, AJ; Liu, P.; Chen, Y.; Mindaye, S.; Dolan, MA; Kenney, H.; Gucek, M.; Zhu, J.; Rabin, Republika Południowej Afryki; i in. Specyficzne dla nici podwójne sekwencjonowanie RNA komórek nabłonka oskrzeli zakażonych wirusami grypy A/H3N2 ujawnia splicing segmentu genu 6 i nowe interakcje gospodarz-wirus. J. Wirol. 2018, 92, e00518-18. [Odniesienie]

20. Koop, A.; Lepenies, I.; Braum, O.; Davarnia, P.; Scherer, G.; Fickenscher, H.; Kabelitz, D.; Adam-Klages, S. Nowe warianty splicingowe ludzkiego IKKepsilon negatywnie regulują aktywację IRF3 i NF-kB indukowaną przez IKKepsilon. EUR. J. Immunol. 2011, 41, 224–234. [Odniesienie]

21. De Maio, Floryda; Risso, G.; Iglesias, NG; Shah, P.; Pozzi, B.; Gebharda, LG; Mammi, P.; Mancini, E.; Janowski, MJ; Andino, R.; i in. Białko NS5 wirusa dengi wnika do spliceosomu komórkowego i moduluje splicing. PLoS Pathog. 2016, 12, e1005841. [CrossRef] [PubMed]

22. Karpova, AY; Ronco, LV; Howley, PM Charakterystyka funkcjonalna czynnika regulującego interferon 3a (IRF-3a), alternatywnej izoformy splicingowej IRF-3. Mol. Biol Komórkowy. 2001, 21, 4169–4176. [Odniesienie]

23. Karpova, AY; Howley, premier; Ronco, LV Podwójne wykorzystanie miejsca splicingu akceptora/dawcy reguluje alternatywny splicing genu IRF-3. Genes Dev. 2000, 14, 2813–2818. [Odniesienie]

24. Li, C.; Mam, L.; Chen, X. Czynnik regulacyjny interferonu 3-CL, izoforma IRF3, antagonizuje aktywność IRF3. Komórka Mol. Immunol. 2011, 8, 67–74. [CrossRef] [PubMed]

25. Marozin, S.; Altomonte, J.; Stadler, F.; Thasler, WE; Schmid, RM; Ebert, O. Hamowanie odpowiedzi IFN-beta w raku wątrobowokomórkowym przez izoformę czynnika regulacyjnego IFN o alternatywnym splicingu-3. Mol. Tam. 2008, 16, 1789–1797. [CrossRef] [PubMed]

26. Li, Y.; Hu, X.; Piosenka, Y.; Lu, Z.; Ning, T.; Cai, H.; Ke, Y. Identyfikacja nowych alternatywnych wariantów splicingu czynnika regulacyjnego interferonu 3. Biochim. Biofizyka. Acta 2011, 1809, 166–175. [CrossRef] [PubMed]

27. Guo, R.; Li, Y.; Ning, J.; Słońce, D.; Lin, L.; Liu, X. HnRNP A1/A2 i SF2/ASF regulują alternatywny splicing czynnika regulującego interferon-3 i wpływają na funkcje immunomodulacyjne w komórkach ludzkiego niedrobnokomórkowego raka płuc. PLoS ONE 2013, 8, e62729. [Odniesienie]

28. Frankiw, L.; Majumdar, D.; Burns, C.; Wołoch, L.; Moradian, A.; Sweredoski, MJ; Baltimore, D. BUD13 promuje odpowiedź na interferon typu I poprzez przeciwdziałanie zatrzymywaniu intronów w Irf7. Mol. Komórka 2019, 73, 803–814. [Odniesienie]

29. Xu, X.; Mann, M.; Qiao, D.; Brasier, AR Alternatywne przetwarzanie mRNA wrodzonych ścieżek odpowiedzi w infekcji wirusem RSV. Wirusy 2021, 13, 218. [CrossRef]

30. Zhang, L.; Pagano, JS Struktura i funkcja IRF-7. J. Interferon Cytokine Res. 2002, 22, 95–101. [Odniesienie]

31. Prokunina-Olsson, L.; Muchmore, B.; Tang, W.; Pfeiffer, RM; Park, H.; Dickensheets, H.; Hergott, D.; Porter-Gill, P.; Mamo, A.; Kohaar, I.; i in. Wariant poprzedzający IFNL3 (IL28B) tworzący nowy gen interferonu IFNL4 jest powiązany z upośledzonym usuwaniem wirusa zapalenia wątroby typu C. Nat. Geneta. 2013, 45, 164–171. [Odniesienie]

32. Hong, M.; Schwerk, J.; Lim, C.; Kell, A.; Jarret, A.; Pangallo, J.; Loo, YM; Liu, S.; Hagedorn, CH; Gale, M., Jr.; i in. Ekspresja interferonu lambda 4 jest tłumiona przez gospodarza podczas infekcji wirusowej. J. Exp. Med. 2016, 213, 2539–2552. [Odniesienie]

33. Fang, MZ; Jacksona, SS; O'Brien, TR IFNL4: Godne uwagi warianty i powiązane fenotypy. Gene 2020, 730, 144289. [CrossRef] [PubMed]

34. Lutfalla, G.; Holandia, SJ; Cinato, E.; Monneron, D.; Reboul, J.; Rogers, Karolina Północna; Smith, JM; Stark, GR; Gardiner, K.; Mogensen, Ke; i in. Zmutowane komórki U5A są uzupełnione podjednostką receptora interferonu alfa beta wytworzoną w wyniku alternatywnego przetwarzania nowego członka klastra genów receptora cytokin. EMBO J. 1995, 14, 5100–5108. [Odniesienie]

35. Cohen, B.; Nowick, D.; Barak, S.; Rubinstein, M. Ligand indukowane połączenie składników receptora interferonu typu I. Mol. Biol Komórkowy. 1995, 15, 4208–4214. [CrossRef] [PubMed]

36. Gazziola, C.; Cordani, N.; Carta, S.; De Lorenzo, E.; Colombatti, A.; Perris, R. Względne endogenne poziomy ekspresji izoform IFNAR2 wpływają na cytostatyczne i proapoptotyczne działanie IFNalfa na komórki mięsaka pleomorficznego. Wewnętrzne J. Onkol. 2005, 26, 129–140.

37. Sheppard, P.; Kindsvogel, W.; Xu, W.; Henderson, K.; Schlutsmeyer, S.; Whitmore, TE; Kuestner, R.; Garrigues, U.; Birks, C.; Roraback, J.; i in. IL-28, IL-29 i ich receptor cytokin klasy II IL-28R. Nat. Immunol. 2003, 4, 63–68. [CrossRef] [PubMed]

38. Dumoutier, L.; Lejeune, D.; Hor, S.; Fickenscher, H.; Renauld, JC Klonowanie nowego przetwornika sygnału aktywującego receptor cytokin typu II i aktywatora transkrypcji (STAT)1, STAT2 i STAT3. Biochemia. J. 2003, 370, 391–396. [CrossRef] [PubMed]

39. Witte K.; Gruetz, G.; Volk, HD; Looman, Kalifornia; Asadullah, K.; Sterry, W.; Sabat, R.; Wolk, K. Pomimo ekspresji receptora IFN-lambda, komórki odpornościowe krwi, ale nie keratynocyty i melanocyty, mają upośledzoną odpowiedź na interferony typu III: implikacje dla zastosowań terapeutycznych tych cytokin. Geny Odporności. 2009, 10, 702–714. [Odniesienie]

40. Santer, DM; Minty, GES; Golec, DP; Lu, J.; Maj, J.; Namdar, A.; Shah, J.; Elahi, S.; Dumny, D.; Joyce, M.; i in. Różnicowa ekspresja wariantów splicingowych receptora interferonu lambda 1 określa wielkość odpowiedzi przeciwwirusowej indukowanej przez interferon lambda 3 w ludzkich komórkach odpornościowych. PLoS Pathog. 2020, 16, e1008515. [Odniesienie]

41. Schindler, C.; Fu, XY; Improta, T.; Aebersold, R.; Darnell, JE, Jr. Białka czynnika transkrypcyjnego ISGF-3: Jeden gen koduje białka 91-i 84-kDa ISGF-3, które są aktywowane przez interferon alfa. Proc. Natl. Acad. Nauka. USA 1992, 89, 7836–7839. [CrossRef] [PubMed]

42. Baran-Marszak, F.; Feuillard, J.; Najjar, I.; Le Clorennec, C.; Bechet, JM; Dusanter-Fourt, I.; Bornkamm, GW; Rafał, M.; Fagard, R. Różnicowe role STAT1alfa i STAT1beta w indukowanym przez fludarabinę zatrzymaniu cyklu komórkowego i apoptozie w ludzkich komórkach B. Krew 2004, 104, 2475–2483. [CrossRef] [PubMed]

43. Walter, MJ; Spójrz, DC; Tidwell, RM; Roswit, WT; Holtzman, MJ Ukierunkowane hamowanie ekspresji zależnej od interferonu gamma międzykomórkowej cząsteczki adhezyjnej-1 (ICAM-1) przy użyciu dominującego ujemnego Stat1. J. Biol. Chem. 1997, 272, 28582–28589. [Odniesienie]

44. Semper, C.; Leitner, Karolina Północna; Lassnig, C.; Parrini, M.; Mahlakoiv, T.; Rammerstorfer, M.; Lorenz, K.; Rigler, D.; Muller, S.; Kolbe, T.; i in. STAT1beta nie jest dominującym wynikiem negatywnym i może przyczyniać się do wrodzonej odporności zależnej od interferonu gamma. Mol. Biol Komórkowy. 2014, 34, 2235–2248. [CrossRef] [PubMed]

45. Verma, D.; Białko SM wirusa Swaminathan, S. Epstein-Barr działa jako alternatywny czynnik splicingu. J. Wirol. 2008, 82, 7180–7188. [CrossRef] [PubMed]

46. ​​Verma, D.; Bais, S.; Gaillard, M.; Białko SM wirusa Swaminathan, S. Epstein-Barr wykorzystuje komórkowy czynnik splicingu SRp20 do pośredniczenia w alternatywnym splicingu. J. Wirol. 2010, 84, 11781–11789. [Odniesienie]

47. Du, Z.; Wentylator, M.; Kim, JG; Eckerle, D.; Lothstein, L.; Wei, L.; Pfeffer, LM Linia komórkowa Daudi oporna na interferon z defektem Stat2 jest odporna na apoptozę indukowaną środkami chemioterapeutycznymi. J. Biol. Chem. 2009, 284, 27808–27815. [Odniesienie]

48. Hambleton, S.; Goodbourn, S.; Młody, DF; Dickinson, P.; Mohamad, SM; Valappil, M.; McGovern, N.; Cant, AJ; Hackett, SJ; Ghazal, P.; i in. Niedobór STAT2 i podatność na choroby wirusowe u ludzi. Proc. Natl. Acad. Nauka. USA 2013, 110, 3053–3058. [Odniesienie]

49. Vairo, D.; Tassone, L.; Tabellini, G.; Tamassia, N.; Gasperini, S.; Bazzoni, F.; Plebani, A.; Porta, F.; Notarangelo, LD; Parolini, S.; i in. Poważne upośledzenie odpowiedzi IFN-gamma i IFN-alfa w komórkach pacjenta z nową mutacją splicingową STAT1. Krew 2011, 118, 1806–1817. [Odniesienie]