Odpowiedni poziom ćwiczeń łagodzi dysbiozę jelit i wzrost poziomu kwasu walerianowego, aby poprawić neuroplastyczność i funkcje poznawcze po operacji u myszy Część 4

Profilowanie mikroflory jelitowej

Pobrano świeży kał od myszy w celu profilowania mikroflory jelitowej. Myszy umieszczono pojedynczo w autoklawowanej klatce w celu zebrania kału i pozwolono im na swobodne wypróżnianie. Kał zbierano natychmiast do sterylnych probówek Eppendorfa na suchym lodzie, a następnie przechowywano w temperaturze -80 stopni do czasu dalszego przetwarzania. DNA bakterii ekstrahowano za pomocą zestawu do izolacji DNA z gleby Power Lyzer Power zgodnie z naszymi poprzednimi protokołami [11].

Najnowsze badania pokazują, że mikrobiom jelitowy ma bardzo istotny wpływ na naszą pamięć. Dokładniej, bakterie w mikroflorze jelitowej mogą wpływać na układ nerwowy ludzkiego mózgu, zmieniając w ten sposób jego funkcję pamięci. To zaskakujące odkrycie, ponieważ oznacza, że ​​możemy poprawić naszą pamięć, zmieniając mikrobiom jelitowy.

Zatem, jako ktoś, kto stara się poprawić swoją pamięć, co możesz zrobić, aby poprawić swój mikrobiom jelitowy? Odpowiedź jest prosta: postaw na zbilansowaną dietę. Zbilansowana dieta nie tylko pomaga regulować równowagę mikroflory jelitowej, ale także poprawia wszystkie aspekty funkcjonowania organizmu.

W pierwszej kolejności powinniśmy postawić na zróżnicowaną dietę bogatą w błonnik pokarmowy. Dieta bogata w błonnik może pomóc w utrzymaniu różnorodności mikrobiomu jelitowego, co jest kluczowym czynnikiem promującym dobre zdrowie. Jednocześnie musimy również zadbać o to, aby w naszych posiłkach spożywać wystarczającą ilość wysokiej jakości białka i zdrowych tłuszczów. Te składniki odżywcze mogą wspomagać funkcję pamięci i przewodnictwo nerwowe.

Ponadto regularne ćwiczenia i redukcja stresu mogą również sprzyjać równowadze i różnorodności mikrobiomu jelitowego. Niezależnie od tego, czy jest to głębokie oddychanie, medytacja czy praktyka jogi, są to skuteczne sposoby na zmniejszenie stresu. Ćwiczenia mogą poprawić kurczliwość jelit, zwiększyć ich witalność i promować cykliczną detoksykację, pomagając w ten sposób promować równowagę i różnorodność mikroflory jelitowej.

Podsumowując, powinniśmy skupiać się nie tylko na naszej diecie i zdrowiu fizycznym, ale także na naszej mikroflorze jelitowej. Zmiana nawyków żywieniowych i redukcja stresu mogą sprzyjać równowadze i różnorodności naszej mikroflory jelitowej, co może pomóc nam poprawić pamięć i funkcjonowanie układu nerwowego. Dbajmy więc wspólnie o zdrowie naszych jelit, poprawiajmy pamięć i sprawność fizyczną!

Widać, że musimy poprawić pamięć, a Cistanche desericola może znacznie poprawić pamięć, ponieważ Cistanche desericola to tradycyjny chiński materiał leczniczy, który ma wiele unikalnych efektów, z których jednym jest poprawa pamięci. Skuteczność Cistanche desericola wynika z wielu zawartych w niej składników aktywnych, w tym kwasu garbnikowego, polisacharydów, glikozydów flawonoidowych itp. Składniki te mogą na różne sposoby promować zdrowie mózgu.

Kliknij i poznaj sposoby na poprawę funkcjonowania mózgu

Biblioteki sekwencjonowania regionu hiperzmiennego V3 – V4 przygotowano zgodnie z instrukcjami systemu Illumina MiSeq. W skrócie, 12,5 ng DNA zastosowano jako matrycę DNA dla pierwszej PCR 16S rRNA. Zastosowano następujące startery: F: 5′-TCGTCGGCAGCGTCAGATGTGTATAAGAGACAGCCTACGGGNGGCWGCAG-3′ i R: 5′-GTCTCGTGGGCTCGGAGATGTGTATAAGAGACAGGACTACHVGGGTATCTAATCC-3′.
Amplikony następnie oczyszczono za pomocą kulek magnetycznych AMPure XP, a następnie użyto do Index PCR przy użyciu zestawu Nextera XTIndex Kit. Zestaw testowy Qubit dsDNA HS i taśma TapeStation o wysokiej czułości D1000ScreenTape (Agilent, Blacksburg, VA, USA) zastosowano do pomiaru stężeń produktów PCR i normalizacji ilości do przygotowania biblioteki.

Sekwencjonowanie przeprowadzono na aparacie Illumina MiSeq z zestawem odczynników MiSeq v2 (500 cykli). Dane analizowano za pomocą oprogramowania MiSeqReporter Metagenomics Workflow v2.5.1.3 (Illumina, San Diego, Kalifornia, USA). Sparowane odczyty uzyskane przez sekwencjonowanie z podwójnym końcem połączono w sekwencję za pomocą oprogramowania Pandaseq. Uzyskano długie odczyty z dużą liczbą regionów zmiennych.

Odczyty, których średni wynik phred w oknie (rozmiar 5 bp, długość kroku 1 bp) były mniejsze niż 20, zostały przycięte. Odczyty zawierające niejednoznaczne „N” lub o długości < 220 bp zostały odrzucone. Po kontroli jakości oryginalnych danych, sekwencje wysokiej jakości bez chimer uszeregowano według liczebności od dużych do małych, a następnie grupowano z 97% podobieństwem w operacyjne jednostki taksonomiczne (OTU). Uznano, że każda OTU reprezentuje gatunek. Aby uniknąć odchyleń w analizie spowodowanych różnymi rozmiarami danych dotyczących sekwencjonowania próbek, liczbę odczytów do OTU wprowadzono zgodnie z minimalnym numerem sekwencji dopasowanym do OTU, gdy głębokość sekwencjonowania była wystarczająca. Różnorodność alfa analizowano poprzez losowe poziomowanie.

ARead wyodrębniono z każdego OTU jako reprezentatywną sekwencję. Reprezentatywną sekwencję porównano z bazą danych projektu bazy danych rybosomów. Gatunki sklasyfikowano dla każdej OTU i uzyskano tabele liczebności gatunków do późniejszej analizy. Kompletację OTU przeprowadzono przy użyciu Uclust na platformie oprogramowania QIIME v1.9.1.

Do analizy różnorodności gatunkowej w próbie wykorzystano różnorodność alfa obejmującą wskaźnik Chao1 oraz wskaźnik pokrycia towarami. Do porównania różnic w różnorodności gatunków pomiędzy próbkami wykorzystano analizę różnorodności beta i scharakteryzowano ją za pomocą analizy współrzędnych głównych (PCoA) w oparciu o odległość Braya – Curtisa. Różnice pomiędzy grupami sprawdzono metodą analizy podobieństwa (ANOSIM).

Profilowanie SCFA w osoczu

Stężenia SCFA w osoczu oznaczono ilościowo za pomocą chromatografii gazowej ze spektrometrią mas 7890–5977 (GC-MS, Agilent, Blacksburg, VA, USA). Próbki osocza pobrano od myszy w opisanych powyżej punktach czasowych i przechowywano w temperaturze -8{ Szybko do temperatury {20}} stopni, a następnie rozmrożono do temperatury pokojowej w celu przetworzenia. W skrócie, 100 ul próbkę osocza zmieszano na worteksie z 900 uletanolem (zawierającym 0,5% HCl, V/V). Zastosowano obróbkę ultradźwiękową przez 40 minut, a następnie próbki odwirowano przy 14,000 obr./min przez 10 minut. Supernatant próbek mierzono za pomocą analizy GC-MS na urządzeniu Agilent 7890–5977 GC-MS z jonizacją elektronowo-uderzeniową i Kolumna kapilarna DB-FFAP (30 m × 0,25 mm × 0,25 μm).

Kwas korowy walerianowy

Ilość kwasu walerianowego w korze mózgowej pobranej 24 godziny po ostatnim dootrzewnowym wstrzyknięciu kwasu walerianowego oznaczono metodą podobną do opisanej wcześniej [51, 52]. W skrócie, 0,1 g kory mózgowej przemyto w 500 µl wodnego acetonitrylu. Supernatant ekstrahowano 8 ml buforu ekstrakcyjnego (heksan: eter dietylowy=1:1) i wirowano przy 1800 g przez 5 minut. Zebrano 7,5 ml supernatantu, zmieszano z 93 µl 20 mMKOH w metanolu i osuszono w temperaturze 40 stopni w atmosferze azotu. Wysuszoną pozostałość roztworzono w 50 µl 2,5% 18-Crown-6 w acetonitrylu i dalej poddano derywatyzacji za pomocą 9-chlorometyloantracenu w acetonitrylu z dodatkiem wodorotlenku tetrametyloamoniowego.

Na koniec 30 µl roztworu do derywatyzacji załadowano na kolumnę Acclaim C18 (3 µm, 4,6 x 100 mm, Thermo Scientific) i rozdzielono w wysokosprawnej chromatografii cieczowej Ultimate 3000 (HPLC, Thermo Scientific) wyposażonej w detektor widzialny w zakresie UV. Pik pochodnej kwasu walerianowego wykryto przy długości fali 254 nm.2-Kwas etylomasłowy (2-EA) dodano jako wewnętrzną kontrolę odniesienia. Powierzchnię piku kwasu walerianowego zmierzono w mAU*min i jego powierzchnię piku w każdej próbce normalizowano w stosunku do powierzchni 2-EA w próbce. Ostateczne wyniki przedstawiono jako stosunek grupy kwasu walerianowego do grupy NS.

Pobieranie tkanki mózgowej

Myszy ważono i znieczulano izofluranem po 6 godzinach, 24 godzinach, 48 godzinach, 72 godzinach, 96 godzinach i 7 dniach po operacji i perfundowano 4 stopniem NS w celu pobrania tkanki mózgowej. Te hipokampy wykorzystano do analizy ELISA lub testu RNA. Do barwienia immunofluorescencyjnego użyto całego mózgu w Bregmie od -3 do -6 mm. Wszystkie procedury sekcji przeprowadzono na lodzie.

Przygotowanie biblioteki mRNA i sekwencjonowanie Illumina Hiseq

The hippocampi harvested at 24 h after surgery from the control group, surgery group, and Exe+Sur group in the first experiment were placed in liquid nitrogen for 1 h and then stored in a −80 °C freezer quickly for no >1 tydzień. Oczyszczanie RNA, odwrotną transkrypcję, konstrukcję biblioteki i sekwencjonowanie przeprowadzono w WuXi NextCODE w Szanghaju zgodnie z instrukcjami producenta (Illumina).

Biblioteki sekwencjonowania skupione na mRNA z całkowitego RNA przygotowano przy użyciu zestawu do przygotowania próbek Illumina TruSeq® RNA. mRNA PolyA oczyszczono z całkowitego RNA przy użyciu oligo-d przyczepionych kulek magnetycznych, a następnie fragmentowano buforem do fragmentacji. Biorąc te krótkie fragmenty jako matryce, zsyntetyzowano pierwszą nić cDNA przy użyciu odwrotnej transkryptazy i losowych starterów, a następnie przeprowadzono syntezę drugiej nici cDNA. Następnie zsyntetyzowany cDNA poddano naprawie końców, fosforylacji i dodaniu zasady „A” zgodnie z protokołem konstrukcji biblioteki Illumina.

Do fragmentów cDNA dodano adaptery sekwencjonowania Illumina. Po amplifikacji PCR w celu wzbogacenia DNA, zastosowano kulki AMPure XPBeads (Beckman) do oczyszczenia docelowych fragmentów o wielkości 200–300 pz. Po skonstruowaniu biblioteki zastosowano fluorometr Qubit 3.0 dsDNA HS Assay (Thermo Fisher Scientific) wykorzystano do ilościowego określenia stężeń powstałych bibliotek sekwencjonowania, podczas gdy rozkład wielkości analizowano przy użyciu Agilent BioAnalyzer 2100 (Agilent). Sekwencjonowanie przeprowadzono przy użyciu systemu Illumina zgodnie z protokołami dostarczonymi przez firmę Illumina dla sekwencjonowania ze sparowanymi końcami 2 × 150 w WuXi NextCODE w Szanghaju w Chinach.

Ekspresja mRNA hipokampu metodą ilościowej reakcji łańcuchowej polimerazy (Q-PCR)

Hipokamp pobrany 24 godziny po operacji z grupy kontrolnej, grupy ćwiczeniowej, grupy chirurgicznej, grupy Exe+Sur, grupy Trans-Control+Sur, grupy Trans-Exe+Sur, grupy Exe+Sur+NS i Exe+Sur+ Grupę Val umieszczono w ciekłym azocie na 1 godzinę, a następnie przechowywano w zamrażarce w temperaturze -80 stopni na nie więcej niż 3 dni. Ekstrakcję RNA, odwrotną transkrypcję RNA do cDNA i q-PCR przeprowadzono w sposób opisany wcześniej [49, 53]. W skrócie, RNA ekstrahowano za pomocą zestawu RNeasy Micro. Odwrotną transkrypcję zakończono przy użyciu 5X All-in-One MasterMix. Na koniec do ilościowego określenia ilościowego wykorzystano system czasu rzeczywistego CFX connect (Bio-Rad). Startery do qPCR to: C3ar1-F:TGGGCTGGTGCTGTGGGTAG i C3ar1-R: GATGGCGAAGGCGGTTCTCAC. Względną ekspresję genu dla C3ar1 obliczono przy użyciu porównawczego cyklu progowego ΔΔCt i genu podstawowego -aktyny w celu normalizacji ekspresji genu. Poziomy mRNA dla genów docelowych wyrażono odpowiednio jako krotność wzrostu w stosunku do odpowiedniej grupy.

Oznaczanie cytokin i GDNF w hipokampie

IL{0}}, IL-6, C3 i GDNF w hipokampie wykryto za pomocą zestawów ELISAkit. Do testowania IL-1, IL,-6 i GDNF tkanki mózgowe homogenizowano na lodzie w buforze RIPA zawierającym 25 mM Tris-HCl o pH 7,6, 150 mM NaCl, 1% dezoksycholan sodu, 0,1% SDS i koktajl inhibitorów proteaz zawierający 10 mg/ml aprotyniny, 5 mg/ml pepstatyny, 5 mg/ml leupeptyny i 1 mM fluorek fenylometanosulfonylu.

Do badania C3 tkanki mózgowe homogenizowano na lodzie w buforze PTR (dostarczonym w zestawie). Supernatant zebrano do wykrywania ELISA po odwirowaniu homogenatu przy 13,000 g przez 20 minut w 4 stopniach i oznaczono stężenie białka za pomocą testu białkowego BCA (Bio-Rad, Hemel Hempstead, Herts, UK). IL-1, IL6, C3 i GDNF w supernatancie mózgu wykryto zgodnie z instrukcją producenta dotyczącą testu ELISA, a ich ilość w każdej próbce w mózgu normalizowano przez całkowitą zawartość białka i wyrażono jako pg/ mg białka.

Zachodni blotting

Western blot przeprowadzono w sposób opisany wcześniej [49]. W skrócie, stężenie białka w próbkach oznaczono za pomocą testu białkowego BCA. Dwadzieścia mikrogramów każdej próbki poddano analizie Western blot przy użyciu następujących przeciwciał pierwotnych: królicze białko poliklonalne i gęstość postsynaptyczna 95 (PSD95) w rozcieńczeniu 1:1000, królicza poliklonalna antysynapsyna 1 w rozcieńczeniu 1:1000 i królicze przeciwciało anty- - przeciwciało tubuliny w rozcieńczeniu 1:1000. Obrazy skanowano za pomocą skanera Image Master II (GE Healthcare, Milwaukee, WI, USA) i analizowano przy użyciu oprogramowania ImageQuant TL v2003.03 (GE Healthcare). Sygnały pasmowe zainteresowanych białek znormalizowano do sygnałów odpowiednich tubuliny i wyrażono jako frakcje próbki kontrolnej z tych samych żeli.

Barwienie immunofluorescencyjne

Znakowanie immunofluorescencyjne i ocenę ilościową barwienia przeprowadzono w sposób opisany wcześniej [6, 54]. W skrócie, mózg utrwalono w 4% paraformaldehydzie w temperaturze 4 stopni przez 24 godziny, a następnie inkubowano przez noc w 30% sacharozie w temperaturze 4 stopni, po czym zamrożono w związku o optymalnej temperaturze cięcia. Z Bregmy wycięto sekwencyjnie skrawki koronowe o grubości 20-µm od –3 do –6 mm przy użyciu kriostatu i mocowaniu na szkiełkach mikroskopowych.

Po przemyciu solą fizjologiczną buforowaną Tris (TBS), skrawki blokowano w 10% surowicy oślej z 1% albuminą surowicy bydlęcej (BSA) w TBS zawierającym 0,3% Triton-X100 przez 2 godziny w temperaturze pokojowej, a następnie inkubowano w temperaturze pokojowej 4 stopnie przez noc z następującymi przeciwciałami pierwotnymi: królicze przeciwciało monoklonalne anty-C3 (1:50), kozie monoklonalne przeciwciało anty-GFAP (1:200), szczurze monoklonalne przeciwciało anty-C3ar (1:50) i królicze monoklonalne przeciwciało anty-Iba{{ 21}} przeciwciało (1:200).

Skrawki płukano w TBS przy użyciu 0,1% Triton-x 100. Ośle przeciwciało przeciw króliczej IgG skoniugowane z Alexa Fluor 594 (1:200), ośle przeciw koziemu przeciwciału IgG skoniugowane z Alexa Fluor 488 (1:200) ośle przeciwciało przeciwko szczurzej IgG skoniugowane z AlexaFluor 594 (1:200) lub ośle przeciwciało przeciw królikowi IgG skoniugowane z AlexaFluor 647 (1:200) inkubowano ze skrawkami przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej w ciemności.

Skrawki przemyto w TBS, inkubowano z Hoechst 33342 (1:1000) w celu wybarwienia jądrowego, przepłukano i zamontowano w podłożu montażowym Vectashield (H-1000; Vector Labs, Burlingame, Kalifornia). Obrazy barwienia immunologicznego uzyskano za pomocą stosu z systemem mikroskopii LSM710 (ZEISS), a do wszystkich doświadczeń włączono kontrolę ujemną pomijającą inkubację z przeciwciałem pierwotnym.

Kwantyfikację przeprowadzono w sposób opisany wcześniej [6, 54]. W skrócie, zobrazowano cały obszar zakrętu zębatego (DG), który był pokryty 2–3 nienakładającymi się polami z każdej z sześciu kolejnych sekcji hipokampa jednej myszy. Liczbę pikseli perobrazu o intensywności powyżej ustalonego poziomu progowego uznano za obszar pozytywnie zabarwiony dla zainteresowanego markera i określono ilościowo za pomocą Image-pro plus 6.0 (Media Cybernetics, Inc., Rockville, MD, USA) i prezentowany jako procent powierzchni dodatniej w powierzchni całkowitej. Następnie uśredniono sześć pomiarów na mysz, aby odzwierciedlić poziom pozytywnego barwienia. Wszystkie analizy ilościowe przeprowadzono w sposób zaślepiony.

Podawanie BrdU i barwienie immunofluorescencyjne

Siedem dni po operacji myszom podano 7 kolejnych dootrzewnowych zastrzyków 80 mg/kg 5′-bromo-2′-dezoksyurydyny (BrdU) raz dziennie w południe, jak opisano wcześniej [14]. Myszy uśmiercono 5 dni później w celu zebrania hipokampu. Hipokamp utrwalono w 4% paraformaldehydeinie 0,1 M soli fizjologicznej buforowanej fosforanami w temperaturze 4 stopni przez 24 godziny i zatopiono w parafinie. Z Bregmy wycinano kolejno koronowe skrawki mózgu o grubości pięciu mikronów od -2 do -4 mm. Odzyskiwanie antygenu przeprowadzono poprzez inkubację skrawków z buforem cytrynianu sodu zawierającym 10 mM cytrynian sodu, 0,05% Tween 20 (pH 6,0) w temperaturze 95–100 stopni przez 20 minut.

Denaturację DNA przeprowadzono poprzez inkubację z 1 N HCl na lodzie przez 3 minuty, 2 N HCL w temperaturze pokojowej przez 3 minuty i w temperaturze 37 stopni przez 6 minut. Skrawki blokowano 5% surowicą oślej w soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) zawierającej 0,5% triton-X 100 przez 2 godziny w temperaturze pokojowej. Skrawki inkubowano przez noc w temperaturze 4°C z następującymi przeciwciałami pierwotnymi: szczurzym przeciwciałem monoklonalnym anty-BrdU (1:100) i kozim monoklonalnym przeciwciałem anty-GFAP (1:200). Skrawki inkubowano z oślim przeciwciałem antyszczurym IgGantibody skoniugowanym z Alexa Fluor 594 (1:200) lub oślim przeciwciałem przeciw kozim IgGantibody skoniugowanym z Alexa Fluor 488 (1:200) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej w ciemnym pomieszczeniu. Po przemyciu w PBS skrawki barwiono kontrastowo Hoechst 33342 (1:1000), płukano i mocowano za pomocą środka do mocowania Vectashield (Vector Labs).

Obrazy uzyskano za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego z kamerą ze sprzężeniem ładunkowym (High MagOlympus BX51) i systemem mikroskopii konfokalnej LSM710 (ZEISS). We wszystkich doświadczeniach uwzględniono kontrolę ujemną, pomijającą inkubację z przeciwciałem pierwszorzędowym. Dla mózgu każdej myszy do zliczenia komórek wykorzystano sześć kolejnych skrawków hipokampa. Zliczono liczbę wszystkich komórek pozytywnie wybarwionych pod kątem interesującego markera lub kombinacji dwóch markerów w strefie podziarnistej DG każdej sekcji. Analizy ilościowe przeprowadzono w sposób zaślepiony.

Plama Golgiego

Barwienie metodą Golgiego przeprowadzono przy użyciu zestawu FD Rapid GolgiStainTM. Dziewiętnaście dni po zabiegu mózgi 6 myszy w każdej grupie zanurzono w roztworze impregnacyjnym (roztwory A i B: 1:1) na 2 tygodnie, a następnie przeniesiono do roztworu C na 3 dni. Koronowe skrawki mózgu o grubości 100 µm i około -2,7 mm od bregmy wycięto na wibratomie (Microslicer® 10110, Ted Pella, Inc. California, USA).

Jak opisano wcześniej [55, 56], od każdej myszy losowo wybrano ponad 10 dobrze zindywidualizowanych neuronów w regionie DG hipokampa i wykonano sekwencyjne optyczne wielowarstwowe obrazy skanujące w odstępie 2,0 μm wzdłuż osi z (3DHISTECH, Pannoramic MIDI, Węgry) z obiektywem 20 ×. Wielowarstwowe pliki skanowania zostały nałożone na jeden przejrzysty plik skanowania, który można przeglądać za pomocą Caseviewer (3DHISTECH, Węgry) na komputerze. Całkowitą liczbę rozgałęzień i długość dendrytów mierzono za pomocą oprogramowania Fiji (Fiji-win64, NIH, USA). Złożoność całkowitych drzew dendrytycznych (przecięć) oszacowano za pomocą analizy Sholla. Do pomiaru gęstości Forspine'a od każdego zwierzęcia wybrano 5 neuronów.

Z plików skanujących sfotografowano pięć losowo wybranych pól mikroskopowych na dendrytach wierzchołkowych lub podstawnych. Liczby kręgosłupa w segmentach o długości 40 µm zostały zliczone przez obserwatora, który nie był w stanie przypisać grupy. Wyniki wyrażono jako liczbę kolców/10 µmsegmentów. Dane dotyczące liczby, długości i przecięć rozgałęzień dendrytycznych, jak również gęstości kręgosłupa jednej myszy uśredniono, aby odzwierciedlić poziom myszy.

Analiza statystyczna

Nie przeprowadzono obliczeń wielkości próby dla każdego eksperymentu. Określenie wielkości próby opierało się głównie na naszym doświadczeniu: do eksperymentów sprawdzających uczenie się i pamięć stosowano większe próbki niż do badań biochemicznych. Wszystkie zebrane dane zostały uwzględnione w analizach. Brakujące dane dotyczyły zwierząt, które spełniły wcześniej ustalone kryteria wykluczenia z treningu wysiłkowego, oraz zwierząt, które padły przed zamierzonym okresem obserwacji. Liczbę zwierząt, które dostarczyły dane do analizy dla każdego warunku doświadczalnego, podano w legendach figur.

Wyniki przedstawiono jako średnie ± SD (dane dotyczące rozkładu normalnego) lub medianę ± rozstęp międzykwartylowy (nie dane dotyczące rozkładu normalnego) z przedstawieniem danych poszczególnych zwierząt na wykresie słupkowym, a średnie ± SD na wykresach liniowych. Dane z sesji szkoleniowych BarnesMaze analizowano za pomocą dwukierunkowej powtarzanej analizy wariancji (ANOVA), a następnie testu Tukeya.

Dane dotyczące mikroflory jelitowej analizowano w sposób opisany w sekcji Profilowanie mikroflory jelitowej. Pozostałe dane analizowano jednokierunkową ANOVA, a następnie testem Tukeya, jeśli dane miały rozkład normalny, jednokierunkową ANOVA rang, a następnie testorem Tukeya metodą Studenta-Newmana-Keulsa, jeśli dane nie miały rozkładu normalnego, dwukierunkową ANOVA , za pomocą testu t lub testu sumy rang. Istotną różnicę zdefiniowano jako P < 0,05 w oparciu o dwustronne testowanie hipotez.

Nie wykonano korekt dla porównań wielokrotnych. Wszystkie analizy statystyczne przeprowadzono za pomocą SigmaStat (Systat Software, Inc., Point Richmond, Kalifornia, USA).

BIBLIOGRAFIA

1. Moller JT, Cluitmans P, Rasmussen LS, Houx P, Rasmussen H, Canet J i in. Długoterminowe pooperacyjne zaburzenia funkcji poznawczych w badaniu ISPOCD1 u osób starszych. Badacze ISPOC. Międzynarodowe badanie pooperacyjnych dysfunkcji poznawczych. Lancet.1998;351:857–61.

2. Monk TG, Weldon BC, Garvan CW, Dede DE, van der Aa MT, Heilman KM i wsp. Predyktory dysfunkcji poznawczych po poważnej operacji niekardiochirurgicznej. Anestezjologia. 2008;108:18–30.

3. Newman MF, Kirchner JL, Phillips-Bute B, Gaver V, Grocott H, Jones RH i wsp. Podłużna ocena funkcji neurokognitywnych po operacji bajpasów wieńcowych. N. Engl J Med. 2001;344:395–402.

4. Hall M, Schwartzman A, Zhang J, Liu X. Dane dotyczące chirurgii ambulatoryjnej ze szpitali i ośrodków chirurgii ambulatoryjnej: 2010. National Health Statistics Report 2017.

5. Li Y, Chen D, Wang H, Wang Z, Song F, Li H i in. Wpływ dożylnych i wziewnych środków znieczulających na funkcje poznawcze pooperacyjne u pacjentów w podeszłym wieku poddawanych laparoskopowej operacji jamy brzusznej. Anestezjologia. 2021;134:381–94.

For more information:1950477648nn@gmail.com