Zmiany aktywności przeciwutleniającej podczas fermentacji enzymu

Rozdział 4 Zmiany aktywności przeciwutleniającej podczas fermentacji enzymu

Owoce są bogate w składniki odżywcze i są dostarczane w wielu odmianach. Produkcja substancji podczas fermentacji jest złożona i różnorodna, a istnieje wiele badań na ichAktywność przeciwutleniacza. Ludzie zawsze odkrywają i odkrywają, szukają żywności, które są korzystnezdrowie ludzkie, więc enzymy stały się gorącym tematem w ostatnich latach. Tradycyjnym procesem produkcji enzymów jest uzyskanie enzymów przez naturalną fermentację owoców i warzyw. Na podstawie wcześniejszych badań w tym artykule dodaje 4 korzystne bakterie fermentacyjne. Te same bakterie występują również w enzymie. Po dodatkowym dodaniu bakterii zmienia się liczba i rodzaj mikroorganizmów w procesie fermentacji. Jaki wpływ będzie miała ta zmiana na jej aktywność przeciwutleniającą? W poprzednim rozdziale wzięliśmy jabłka jako przykład szczegółowego wyjaśnienia. Porównanie aktywności przeciwutleniającej grupy eksperymentalnej i grupy kontrolnej przy różnych stężeniach enzymów wykazało, że aktywność przeciwutleniacza enzymu w grupie eksperymentalnej była większa niż w grupie kontrolnej. Intensywność aktywności przeciwutleniającej odzwierciedla również niezawodność enzymu w określony sposób.

Nowe ziół Cistanche z silną siłą przeciwutleniającą

 

Wspierająca obsługa Wecistanche-największy eksporter Cistanche w Chinach:
E -mail: wallence.suen@wecistanche.com
WhatsApp/tel: +86 15292862950

 

W tym rozdziale dodaje powszechne owoce gruszki i cytrusy do oryginalnego eksperymentu oraz śledzi i wykrywa zmiany w ichAktywność przeciwutleniaczapodczas fermentacji. Na podstawie zmniejszenia kosztów, poprzez eksperymenty, mamy nadzieję, że po dodaniu bakterii i wsparcie danych do produkcji enzymów mikrobiologicznych B o bardziej kompleksy Sztuczne zaszczepienie szczepów.

 

 

 

4.1 Materiały i metody

4.1.1 Materiały

(1) Materiały eksperymentalne

Umyj świeże jabłka, gruszki i owoce cytrusowe sterylną wodą w sterylnych warunkach, wysusz je naturalnie na sterylnym stole operacyjnym, obieraj je i pokrój do późniejszego użycia. Dodaj biały cukier i owoce do sterylizowanego szklanego słoika w stosunku masowym 1: 1. Aktywuj bakterie wymagane do eksperymentu i zaszczepiaj je enzymem zgodnie z optymalnym schematem (ten etap operacji jest pominięty dla grupy kontrolnej), uszczelnij ją i umieść w chłodnym i suchym miejscu. Weź próbki w różnych okresach fermentacji w temperaturze pokojowej, aby uzyskać całą ciecz enzymatyczną zawierającą miazgę owocową, i filtruj ją. Weź supernatant jako próbkę eksperymentalną i użyj go do pomiaru odpowiednich danych po odwirowaniu na 10, 000 obrotów w szybkiej wirówce przez 15 minut. Warto zauważyć, że w procesie tworzenia enzymów, aby uniknąć niepotrzebnego zanieczyszczenia, wszystkie nasze operacje są przeprowadzane w sterylnych warunkach.

(2) Główne instrumenty

Instrumenty wymagane do eksperymentu są takie same jak 3.1.1 (2).

 

4.1.2 Metody

(1) Zmiany całkowitej zawartości fenolu podczas fermentacji

Dodano 450 μl roztworu próbki z wodą destylowaną, aby uzyskać objętość 46 ml, a następnie dodano 1 ml odczynnika folin-fenol. Dobrze wymieszaj i reaguj na 3 min. Następnie dodano 3 ml 20% NACO3. Mieszaninę wstrząsnięto w łaźnie wodnej o stałej temperaturze na poziomie 25 stopni przez 2 godziny. Woda destylowana zastosowano jako kontrolę pustej. Absorbancję A mierzono przy 760 nm za pomocą spektrofotometru. Dla każdego zabiegu przeprowadzono trzy powtórzenia. Całkowita zawartość fenolu obliczono zgodnie ze standardowym równaniem krzywej.

(2) Zmiany zmniejszania mocy podczas fermentacji

Dodaj 45 0 μl próbki do 2,5 ml buforu fosforanowego o stężeniu 0. 2mol/L i wartość pH 6,6, a następnie dodaj 2,5 ml ferrykjyanidu potasu (w/v) z koncentracją masową 1%, React w 5 0} przez 30 minut, dodaj 2,5ml kwasu (w/v) z masy 1%, React at 5 0}. (w/v) ze stężeniem masy 10%, wirowanie przy 3000 obr./min przez 10 minut, wyjmij i natychmiast narysuj 2,5 ml supernatantu do kolby objętościowej, dodaj 2,5 ml wody destylowanej i 0,5 ml chlorku żelazowego (w/v) o stężeniu masy 0,1%. Użyj wody destylowanej jako kontroli ślepej i mierz absorbancję A przy długości fali 700 nm za pomocą spektrofotometru. Wykonaj 3 powtórzenia dla każdego zabiegu. Wytrzymałość mocy zmniejszającej jest określana na podstawie wartości absorbancji.

 

(3) Zmiany zdolności do usuwania rodników anionowych nadtlenkowych podczas fermentacji
Umieść 4,5 ml 0. {{1 0}} 5 mol/l bufor Tris-HCl w stałej temperaturze kąpieli wodnej i dostosuj temperaturę do 25 stopni. Po 20 minutach dodaj 1 ml roztworu próbki enzymu i 0,4 ml roztworu pirogalolu o stężeniu molowym 25 mmol/L. Dobrze wymieszaj i umieść w łaźnie wodnej o 25 stopni przez 5 minut. Dodaj 1,0 ml 8 mol/L HCl, aby zakończyć reakcję. Użyj buforu TRIS-HCL jako odniesienia i użyj spektrofotometru do pomiaru absorbancji A przy 299 nm do obliczenia szybkości zmiatania. Grupa kontrolna pustej używa 1 ml rozpuszczalnika zamiast próbki. Szybkość usuwania rodników anionowych anionowych jest obliczana zgodnie ze wzorem 4.1: szybkość usuwania rodnika anionowego nadtlenku (%)=(A 1- A2)/A1 × 100 (4.1) gdzie: A1 jest absorbancją grupy kontrolnej ślepej; A2 jest absorbancją roztworu próbki enzymu grupy eksperymentalnej.

 

(4) Zmiany zdolności wymiatania rodników hydroksylowych podczas fermentacji

 

Dodaj wodę do 45 0 μl roztworu próbki do 2 ml, a następnie dodaj ją do 1,4 ml nadtlenku wodoru o stężeniu masowym molowym 6 mmol/l, a następnie dodaj 0,6 ml salicylanu sodu o stężeniu masy molowej w wysokości 20 mmol/l i 2 ml siarczanu żelazo -żelazo 1h. Zero z wodą destylowaną i mierz absorbancję A przy długości fali 562 nm za pomocą spektrofotometru. Dla każdego zabiegu przeprowadzono trzy powtórzenia. Szybkość usuwania rodników hydroksylowych obliczono zgodnie z wzorem 4.2: szybkość usuwania rodników hydroksylowych (%)=[(A 1- A2)/a1] × 100 (4.2) gdzie: a1 jest średniej absorbancją pustej; A2 to średnia absorbancja roztworu próbki.

 

(5) Zmiany zdolności do usuwania wolnego rodnika DPPH podczas fermentacji
Dokładnie przenieś 2 ml roztworu próbki enzymatycznej do kolby objętościowej 1 0 ml, a następnie dodaj 2 ml 80% roztworu wodnego etanolowego do kolby objętościowej, o stężeniu masy molowej 2 10-4 mol/l. Dobrze wymieszaj i odstaw w temperaturze pokojowej przez 30 minut. Weź 80% roztworu etanolu jako odniesienie i zmierz absorbancję próbki o długości fali 517 nm, która jest rejestrowana jako A1. Wymieszaj 2 ml roztworu DPPH i 2 ml 80% roztworu etanolu i zmierz ich absorbancję przy tej samej długości fali, która jest rejestrowana jako A0. Wymieszaj 2 ml roztworu enzymatycznego i 2 ml 80% roztworu etanolu i zmierz ich absorbancję przy tej samej długości fali, która jest rejestrowana jako A2. Dla każdego zabiegu przeprowadzono trzy powtórzenia. Oblicz szybkość wymiatania wolnego rodnika DPPH zgodnie ze wzorem 4.3:
DPPH Szybkość wymiatania wolnego rodnika (%) {0}} [1- (a 1- a2)/a 0] × 100 (4,3) gdzie: a1 jest średnią absorbancją 2 ml dpph 80% ethanol Aktywne rozwiązanie i 2 ml rozwiązanie próbki; A2 jest absorbancją 2 ml roztworu enzymu i 2 80% roztworu mieszanego etanolu; A0 to absorbancja 2 ml roztworu DPPH i 2 80% mieszanego etanolu.

(6) Zmiany zdolności do usuwania wolnych rodników podczas fermentacji
8 μl roztworu próbki uzupełniono do 10 μl buforem fosforanowym (5 mmol/l pH 7,4), a następnie zmieszano równomiernie z 10 ml siarczanu siarczanu potasu i mieszanego roztworu ABT, aby zareagować w temperaturze reakcji 30 stopni i czas reakcji 5 minut. Zero roztworu z wodą destylowaną i mierz absorbancję A przy długości fali 734 nm za pomocą spektrofotometru. Dla każdego zabiegu przeprowadzono trzy powtórzenia. Szybkość wymiatania wolnego rodnika ABTS obliczono zgodnie z wzorem 4.4:
Abts Wolne rodnik (%)=[(A 1- a2)/a1] × 100 (4.4) gdzie: a1 jest absorbancją pustej grupy kontrolnej; A2 jest absorbancją próbki grupy eksperymentalnej.