Wpływ podawania polisacharydu z wodorostów w diecie na wzrost, obfitość drobnoustrojów i wzrost oraz ekspresję genów związanych z odpornością krewetek białonogich z Pacyfiku (Litopenaeus Vannamei)

Abstrakcyjny:

Niniejsza praca ma na celu określenie wpływu suplementacji diety polisacharydem ekstrahowanym z wodorostów brunatnych Sargassum dentifolium na wskaźniki wzrostu, wykorzystanie paszy, skład biochemiczny, liczebność drobnoustrojów, ekspresję genów związanych ze wzrostem i odpornością oraz geny stresu krewetki Pacific Whiteleg Litopenaeus vannamei. Łącznie 360 post-larw L. vannamei losowo rozdzielono do 12-szklanego akwarium (40 l każdego) przy zagęszczeniu obsady 30 krewetek o początkowej masie (0,0017 ± 0,001 g).

Podczas {{0}}dniowego eksperymentu wszystkie larwy krewetek były karmione odpowiednią dietą w ilości 10 procent całkowitej masy ciała, trzy razy dziennie. Przygotowano trzy eksperymentalne diety z różnymi poziomami polisacharydów z wodorostów (SWP). Podstawowa dieta kontrolna nie zawierała polisacharydów (SWP0 ), podczas gdy SWP1, SWP2 i SWP3 zawierały polisacharydy w stężeniach odpowiednio 1, 2 i 3 g kg-1 diety. Diety uzupełnione poziomami polisacharydów wykazały znaczną poprawę przyrostu masy ciała i przeżywalności w porównaniu z dietą kontrolną. Skład biochemiczny całego ciała i obfitość drobnoustrojów (całkowita liczba bakterii heterotroficznych i Vibrio spp.) L. vannamei wykazały znaczące różnice między dietami traktowanymi polisacharydami w porównaniu z kontrolą.

Pod koniec eksperymentu żywieniowego suplementacja diety poziomami polisacharydów zwiększyła ekspresję genów związanych ze wzrostem (insulinopodobne czynniki wzrostu (IGF-I, IGF-II), genów związanych z odpornością (białko wiążące glukan (- Bgp), profolooksydazy (ProPO), lizozymu (Lys) i Crustin) oraz genów stresu (dysmutaza ponadtlenkowa (SOD) i peroksydaza glutationowa (GPx) w tkance mięśniowej L. vannamei. Jednak obecne badanie wykazało, że włączenie Dawka 2 g kg–1 polisacharydu jako dodatku do diety zwiększała zarówno przyrost masy ciała, jak i przeżywalność L. vannamei, podczas gdy poziom włączenia 3 g kg–1 zmniejsza liczebność drobnoustrojów chorobotwórczych i poprawia wzrost, odporność i związane ze stresem ekspresje genów L. vannamei.

Słowa kluczowe: Sargassum dentifolium; dodatki paszowe; przemysł krewetkowy; wyniki wzrostu; geny związane ze wzrostem; geny związane z odpornością; geny stresu.

Dysmutaza ponadtlenkowa (dysmutaza ponadtlenkowa, SOD) jest wewnątrzkomórkowym enzymem przeciwutleniającym, który może przekształcać szkodliwe rodniki ponadtlenkowe w tlen i jony wodorotlenkowe, które są nieszkodliwe dla komórek. Odporność to zdolność organizmu do rozpoznawania i atakowania obcych patogenów i nieprawidłowych komórek.

Badania wykazały, że zarówno limfocyty T, jak i B w układzie odpornościowym potrzebują pewnych oksydacyjnych procesów metabolicznych, aby utrzymać swoje normalne funkcje. Jednak nadmierny metabolizm oksydacyjny będzie generował dużą liczbę wolnych rodników, powodując uszkodzenia oksydacyjne komórek i zmniejszoną funkcję odpornościową. SOD może usuwać nadmiar wolnych rodników nadtlenkowych, chronić komórki przed uszkodzeniami oksydacyjnymi i poprawiać odporność. Ponadto badanie wykazało również, że SOD może również działać jako cząsteczka sygnalizacyjna do przekazywania informacji między komórkami i regulowania ważnych procesów biologicznych, takich jak wzrost, różnicowanie i funkcja komórek odpornościowych. Dlatego istnieje ścisły związek między SOD a odpornością.

Z tego punktu widzenia musimy zwrócić uwagę na poprawę odporności w naszym życiu. W naszym odkryciu Cistanche może znacznie poprawić odporność. Cistanche zawiera różnorodne biologicznie aktywne składniki, takie jak polisacharydy, dwa grzyby, Huang Li itp. Składniki te mogą stymulować różne komórki układu odpornościowego i zwiększać ich aktywność immunologiczną.

Kliknij korzyści zdrowotne cistanche

1. Wstęp

Branża akwakultury krewetek odnotowała szybki wzrost i stała się najbardziej znaczącym i wiodącym sektorem akwakultury [1,2]. Chociaż przemysł krewetkowy rozwinął się szybko, wyzwania stojące przed rolnikami to uzyskanie przyspieszenia tempa wzrostu, tanie diety i ograniczenie ognisk chorób [3,4]. Ponadto światowa konsumpcja krewetek wzrosła w ciągu ostatnich dziesięciu lat, co zmusiło ekspertów ds. żywienia do włączenia wielu substancji pochodzących z rolnictwa do diety zwierząt wodnych [1,5,6]. Krewetki z pacyficznej białej nogi (Litopenaeus vannamei) są najczęściej uprawiane na całym świecie, osiągając ponad 70 procent wszystkich światowych upraw krewetek [7,8]. Aby utrzymać przemysł krewetkowy na całym świecie, należy rozwiązać wiele problemów, takich jak zła jakość wody, niska przeżywalność i poprawa przemysłu dietetycznego [9–14]. Ponadto zmiany klimatu i negatywny wpływ zanieczyszczenia środowiska są istotnymi problemami ograniczającymi dotychczas zrównoważony rozwój akwakultury, rybołówstwa, ekosystemów wodnych i zwierząt wodnych [15–20].

W związku z tym diety dla krewetek zostały rozszerzone przy użyciu kilku strategii, aby poradzić sobie z takim globalnym rozwojem w sektorze hodowli krewetek [10,21]. Jedną z najbardziej fundamentalnych strategii jest suplementacja dodatków paszowych, która stała się bardzo ważna dla wielu gatunków krewetek jako bodziec wzrostu, wzmacniacz immunologiczny i alternatywne podejście do odporności na choroby [22,23]. Rośliny wodne (mikroalgi i wodorosty) są nadal szeroko stosowane w wielu ważnych sektorach, takich jak dodatki do pasz wodnych [24], stymulatory wzrostu roślin [25], fitoremediacja [26–30], suplementy diety dla ludzi [31,32], farmaceutyki [33,34], substancje kosmetyczne [35,36], działanie przeciwdrobnoustrojowe [37,38] oraz bioenergia [39,40].

Jak podano w 2018 r., światowa produkcja wodorostów (dziko żyjących i hodowlanych) wyniosła około 34,4 mln ton, a wartość przemysłowa około 13,3 mld USD [41]. Produkcja ta pochodzi z około 35 krajów, natomiast największym producentem, który produkuje ponad 99 proc., są Chiny [42]. Wodorosty mają wysoki poziom białek, błonnika, witamin, kwasów tłuszczowych, minerałów, pigmentów i kilku związków bioaktywnych [43-46].

Wśród rodzin wodorostów, wodorosty brunatne są znane jako bogate źródło cukrów, które mogą chronić organizmy wodne przed kilkoma szkodliwymi skutkami, podczas gdy ich polisacharyd był sukcesywnie stosowany jako dodatek paszowy dla tilapii nilowej [47] i czerwonej tilapii [2]. W dostępnej literaturze wykazano, że polisacharyd ekstrahowany z wodorostów może promować wrodzoną odporność i zwiększać odporność krewetek na infekcję patogenami [48–50] ze względu na skład i strukturę polisacharydów (stopień rozgałęzienia, podstawniki, zasiarczenie i rodzaj wiązań) ), które różnią się znacznie od roślin lądowych [51,52] Stwierdzono, że Sargassum dentiform, brązowe wodorosty zawierają obficie polisacharyd, który jest bogatym zasobem w Egipcie, i potwierdzono, że wywiera on wiele właściwości farmakologicznych, takich jak przeciwnowotworowe, przeciwutleniające, hematopoeza, immunomodulacja i ochronę przewodu pokarmowego, podczas gdy podawanie w diecie poprawia niespecyficzne odpowiedzi immunologiczne u ryb [2].

Pomimo znaczenia dodatków paszowych stosowanych w przypadku krewetek pacyficznych, niewiele wiadomo na temat stosowania polisacharydów przygotowanych z brązowych wodorostów w przemyśle dodatków paszowych dla krewetek [53,54]. Immunostymulanty mają znaczenie jako substancje syntetyczne, które zwiększają zdolność układu odpornościowego do zwalczania infekcji i chorób poprzez stymulowanie odpowiedzi immunologicznych. Bakterie i produkty bakteryjne, złożone węglowodany, czynniki dietetyczne, ekstrakty zwierzęce, cytokiny, lektyny, ekstrakty roślinne i leki syntetyczne, takie jak lewamizol, to przykłady dostępnych obecnie immunostymulantów [55]. Antybiotyki w diecie hodowanych ryb i skorupiaków są powszechnie stosowane w celu zwalczania infekcji, a także poprawy zarówno przeżywalności, jak i wzrostu. Jednak był szeroko krytykowany ze względu na lekooporność i gromadzenie się chemikaliów w tkankach zwierząt wodnych, co może być potencjalnie niebezpieczne dla zdrowia publicznego. Alternatywnie, ogólnie sugeruje się stosowanie naturalnych immunostymulantów, takich jak probiotyki i prebiotyki, w paszach, aby skutecznie stymulować wzrost i odpowiedź immunologiczną oraz kontrolować różne choroby zwierząt wodnych [56].

Stymulujące działanie immunostymulantów, takich jak glukan, chitozan, nukleotydy, lipopolisacharyd (LPS), alginian sodu i inne polisacharydy było przedmiotem kilku prac dotyczących ryb i skorupiaków [55,57].

Ostatnio szczególną uwagę zwrócono na wykorzystanie prebiotyków jako naturalnych alternatyw dla antybiotyków i immunostymulatorów w akwakulturze. Funkcjonalne polisacharydy są składnikami niestrawnymi ze względu na ich wiązania -1, 3 lub -1, 4. Spożywanie funkcjonalnych polisacharydów może podobno poprawić wydajność wzrostu i wzmocnić odpowiedź immunologiczną i odporność na choroby zwierząt wodnych [58]. Według wcześniejszych badań diety zawierające niektóre polisacharydy, w tym rośliny lecznicze i polisacharydy pochodzenia morskiego, mogą poprawiać tempo wzrostu w odniesieniu do układu odpornościowego i stan przewodu pokarmowego u ryb i krewetek [59–61].

Oporność na choroby została powiązana ze wzrostem odpowiedzi komórkowych i humoralnych, w tym fagocytozy, aktywności bakteriobójczej, aktywności fenolooksydazy (PO), wybuchu oddechowego, dysmutazy ponadtlenkowej (SOD) i aktywności lizozymu u skorupiaków [62]. Istotne informacje dotyczące aktywacji i regulacji układu odpornościowego ujawnia ekspresja genów związanych z odpornością u krewetek [63]. Białka rozpoznające wzorce (PRP), które przyczepiają się do cząsteczek na powierzchni mikroorganizmów, pośredniczą w wykrywaniu atakujących organizmów jako ważny krok w odpowiedzi immunologicznej krewetek [64].

Rozpoznawanie inwazyjnych patogenów przez PRP jest kluczowym etapem pośrednim w aktywacji systemu aktywacji profenooksydazy (ProPO) [65]. Białka rozpoznające peptydoglikan [66], lektyny typu C [67], białka wiążące glukan (-Bgps) [68] oraz lipopolisacharyd (LPS) i białka wiążące 1,3-glukan (1,{{11 }}Lgp) [69] zostały opisane jako PRP w systemie ProPO. Wiadomo, że mechanizm aktywujący oksydazę profofenolową (ProPO), który jest wyzwalany przez PRP wiążące się ze składnikami ściany komórkowej mikroorganizmu, aktywuje układ odpornościowy gospodarza [70]. Stres aktywuje reakcje glikolityczne, co z kolei zwiększa zużycie O2 i nasila uwalnianie reaktywnych form tlenu (ROS) (jak rodnik hydroksylowy, nadtlenek wodoru i aniony ponadtlenkowe) [71]. Jednak ROS może wyeliminować stresor; wzrost ROS spowoduje poważne zniszczenia.

Dlatego szybkie usuwanie nadmiaru RFT ma kluczowe znaczenie dla prawidłowego funkcjonowania komórki. Osiąga się to poprzez zwiększenie ekspresji enzymów antyoksydacyjnych [72]. Dysmutaza ponadtlenkowa (SOD) to enzym przeciwutleniający, który opiera się na anionach ponadtlenkowych. Rodniki ponadtlenkowe są odtruwane przez SOD poprzez przekształcenie ich w tlen i nadtlenek wodoru, które następnie są przekształcane przez katalazę w H2O i O2 i dostarczane do komórki jako bezpieczne kompozyty [73,74].

Gen dysmutazy ponadtlenkowej miedzi i cynku CuZnSOD i inne geny odpornościowe są również zaangażowane w pośrednią odporność skorupiaków podobnych do krewetek, która jest niezbędna dla odporności na infekcje [75,76]. W L. vannamei dietetyczny ekstrakt polisacharydowy żeń-szenia Panax zmniejsza stan zapalny, zwiększa aktywność enzymów odpornościowych i modyfikuje ekspresję genów odpornościowych [77]. Wiele genów reguluje cechy rozwojowe, w tym hormon wzrostu (GH) oraz insulinopodobne czynniki wzrostu (IGF-I i IGF-II) [78]. Szybki rozwój akwakultury L. vannamei wymaga stworzenia szybkich linii genetycznych [79]. Według naszej najlepszej wiedzy niewiele wiadomo na temat wpływu suplementacji polisacharydów Sargassum dentifolium na wzrost krewetek, odporność i ekspresję genów związanych ze stresem. Dlatego badanie to zostało podjęte w celu oceny wpływu podawania w diecie polisacharydu pochodzącego z wodorostów brunatnych (S. centifolia) na wzrost, wykorzystanie paszy, skład ciała, społeczności drobnoustrojów oraz ekspresję genów wzrostu, odporności i stresu białej nogi krewetki Litopenaeus vannamei.

2. Materiały i metody

2.1. Brązowe wodorosty, Sargassum centifolia

Wodorosty brunatne S. dentiform zebrano z zatoki Abu-Qir w Aleksandrii w Egipcie (31,3000 N i 30,1667 E) [2]. Z otrzymanych próbek usunięto epifity, jak opisano wcześniej [80]. Przed użyciem próbki były następnie myte, czyszczone, suszone na powietrzu, proszkowane i przechowywane w plastikowych torebkach w temperaturze pokojowej [29]. Procedury opisane przez [81] zastosowano do ekstrakcji polisacharydu z brązowych wodorostów S. dentifolium.

2.2. Badanie jakości wody

W trakcie eksperymentu żywieniowego upewnialiśmy się, że poziomy NH3 − (mg L−1 ), NO2 − (mg L−1 ), NO3 − (mg L−1 ), zasadowość (mg L−1 ) i PO4 − (mg L-1 ) mieściły się w zakresach sugerowanych dla krewetek [82] i wytycznych APHA [83]. Dodatkowo codziennie o godzinie 13:00 dokonywano pomiarów temperatury (◦C), zasolenia (ppt) i pH. Do dokładnego odczytu temperatury wody użyto termometru zawieszonego na głębokości 30 cm oraz pehametru i użyto refraktometru (Orion, Ipswich, MA, USA) do uzyskania dokładnych odczytów kwasowości i zasadowości wody codziennie o 9.{14}} godz.

2.3. Pacyficzna krewetka białonoga (Litopenaeus vannamei)

2.3.1. Eksperyment na zwierzętach

Prywatna wylęgarnia dostarczyła larwy pocztowe (PL) krewetki pacyficznej białej nogi L. vannamei do Laboratorium Bezkręgowców, Oddziału Akwakultury, Suez-Branch of NIOF, Egipt. PL były następnie aklimatyzowane przez 15 dni w dwóch 500-L zbiornikach z włókna szklanego w kontrolowanych warunkach (28,0 ± 1,0 ◦C i zasolenie 29 ± 3,0 ppt ) Komitet Badawczy NIOF w Egipcie zatwierdził projekt eksperymentu i przestrzeganie norm etycznych dotyczących obchodzenia się z krewetkami.

2.3.2. Eksperymentalny projekt i wyposażenie

Obecna próba karmienia została przeprowadzona przy użyciu całkowicie losowego projektu, z trzema powtórzeniami. W sumie 360 PL (o początkowej masie 0.{11}}17 ± 0,{13}}1 g) umieszczono w zagęszczeniu 30 krewetek w 12 szklankach akwaria (każde o pojemności 40 L). Podczas 90-dniowej próby karmienia, PL otrzymywały 10 procent całkowitej masy krewetek trzy razy dziennie (o 6:00 rano, 12:00 i 18:00). Każde akwarium było opróżniane z odpadów i niezjedzonego pokarmu każdego ranka i czyszczone za pomocą syfonu, a 10 procent objętości wody zastępowano codziennie świeżą, natlenioną i filtrowaną wodą morską [82].

2.3.3. Dieta eksperymentalna

Krewetkom podano cztery diety: SWP{{0}}: komercyjna dieta dla krewetek (Aller-Aqua, Egipt, jako kontrolna dieta podstawowa, surowe białko 40 procent i surowe lipidy 9 procent). Pozostałe trzy diety eksperymentalne (SWP1, SWP2 i SWP3) to komercyjne diety dla krewetek uzupełnione odpowiednio 1, 2 i 3 g kg-1 polisacharydu S. dentifolium. Dodano poziomy polisacharydów, jak wcześniej opisali Abdelrhman i in. [2]. W skrócie, komercyjna dieta dla krewetek została najpierw zmielona i podzielona na trzy równe porcje. Każdy poziom polisacharydu (1, 2 i 3 g kg-1) rozpuszczono w wodzie destylowanej, a następnie spryskano powierzchnię diety aż do całkowitego wchłonięcia, a taką samą odpowiednią objętość wody destylowanej spryskano dietę kontrolną (SWP0) bez polisacharydu [84]. Olej słonecznikowy (5 ml kg-1) następnie spryskano dietą, aby pokryć roztwór polisacharydu [85]. Na koniec diety homogenizowano i ponownie granulowano w peletki, suszono na powietrzu, umieszczano w torebkach celofanowych i przechowywano w lodówce w temperaturze 4°C do momentu użycia.

2.4. Testowane parametry

2.4.1. Wydajność wzrostu

2.4.2. Analiza składu biochemicznego

Zarówno diety eksperymentalne, jak i krewetki zostały poddane przybliżonej analizie w celu oszacowania ich zawartości biochemicznej zgodnie z wytycznymi AOAC [86] opracowanymi szczegółowo w poprzednim artykule [87]. Aby oszacować skład całego ciała (sucha masa, tłuszcz surowy, białko surowe i popiół surowy), po zakończeniu sesji karmienia pobrano losowo 5 krewetek z każdego powtórzenia. Krewetki następnie sproszkowano, zmiksowano na gładką masę i przechowywano w temperaturze -20°C do dalszych badań.

2.4.3. Społeczności drobnoustrojów

Podejście APHA [83] zostało wykorzystane do określenia bogactwa zbiorowisk drobnoustrojów. Próbki wody (1 ml) i jelit krewetek (1 g) pobrano z każdego powtórzenia (3 krewetki na powtórzenie, n=9) po zakończeniu doświadczenia. Każdą próbkę (jelito i wodę) inokulowano 9 ml sterylnej wody destylowanej na płytki z agarem trypticase soy agar (TSA) i tio-siarczanowo-cytrynianowo-żółciowymi solami (TCBS) [88]. Płytki TSA i TCBS inkubowano w 37°C, podczas gdy płytki TCBS inkubowano w 28°C. Jednostek tworzących kolonie na mililitr użyto do określenia ilości bakterii heterotroficznych i kolonii Vibrio obecnych po 24 godzinach (CFU mL-1) [89].

2.4.4. Ekstrakcja RNA i synteza cDNA w celu ekspresji genów

Potrójne próbki mięśni brzucha krewetki z każdego powtórzenia wycięto bezpośrednio w pełni sterylnymi narzędziami do sekcji w niskich temperaturach. Przed wykonaniem badania ekspresji genów część mięśni zamrożono w temperaturze -80 ◦C. Odczynnik TRIzol (easyRED, iNtRON Biotechnology) został użyty do ekstrakcji całkowitego RNA z obszaru odwłoka krewetki pod koniec eksperymentu, zgodnie z zaleceniami producenta. Za pomocą systemu NanoDrop (Bio-Drop) określono stosunek gęstości optycznej (OD) czystości RNA i 1 ng L-1 RNA użyto do syntezy cDNA w każdej reakcji, gdy stosunek był idealny (A260/A{{ 5}}.8).

Do określenia jakości RNA zastosowano stosunek OD 260/280 nm. Całkowity RNA, który został przetworzony za pomocą DNazy I (NEB, USA), został wykorzystany jako matryca w zestawie do odwrotnej transkryptazy (kulki RT-PCR, Enzynomics, Daejeon, Korea) do wygenerowania pierwszej nici cDNA. Reakcję przeprowadzono stosując amplifikację PCR (przy użyciu amerykańskiego produktu Applied Biosystems Veriti 96- Well Thermal Cycler) i przeprowadzono zgodnie z instrukcjami producenta. PCR w czasie rzeczywistym (Bico, Thermo-Fisher) przeprowadzono w następujących warunkach cDNA w celu wykrycia unikalnych i odrębnych produktów: Po wstępnej denaturacji w 95°C przez 15 min, białko poddano 40 cyklom w następujących warunkach: 95°C ◦C przez 10 s, 58–62 ◦C przez 20 s i 72 ◦C przez 30 s; i wreszcie, po ostatnim cyklu, temperaturę podnoszono z 58–62 ◦C do 95 ◦C w krokach co 0,5 ◦C. Startery użyte do sondowania podobnych genów wymieniono w tabeli 1.

Gen metabolizmu podstawowego (-aktyna) został wykorzystany do oceny ekspresji docelowego genu lub krotności zmiany [90]. Gdy metoda 2∆∆Ct jest stosowana do normalizacji progów krytycznych (Ct) ilości docelowych genów z ilościami -aktyny, wartości wykazują n-krotną różnicę w porównaniu z kontrolą [91].

2.5. Analiza statystyczna

W celu oceny jakości wody, wzrostu, wskaźników wykorzystania paszy, analizy składu ciała, społeczności drobnoustrojów oraz odporności i ekspresji genów związanych ze wzrostem, zastosowano jednoczynnikową ANOVA w celu zidentyfikowania istotnych różnic (p <{2}}.{6 }}5) w średnich dla każdej zmiennej między traktowaniem polisacharydem (SWP1, SWP2 i SWP0) a kontrolą (SWP0). Analizę statystyczną przeprowadzono przy użyciu programu GraphPad Prism w wersji 9. W celu zbadania jakiejkolwiek korelacji między zabiegami wykorzystano testy Tukeya. Przed wykonaniem analizy statystycznej wszystkie dane zostały sprawdzone pod kątem normalności rozkładu i jednorodności wariancji. Przed analizą wszystkie dane (procenty) poddano transformacji arc-sin [92]. Jednak dla ułatwienia porównań dane przedstawiono jako nieprzekształcone.

3.2. Wydajność wzrostu i wskaźniki wykorzystania składników odżywczych

Tabela 3 przedstawia wpływ suplementacji diety polisacharydami na wzrost, przeżycie i wykorzystanie paszy przez krewetki. W porównaniu z SWP0, Tabela 3 wykazała, że ​​SWP1, SWP2 i SWP3 wykazały znaczący (p <0.{{10}}5) wzrost WG. Co więcej, SWP1 i SWP2 wykazały znaczący (p <{15}}.{16}}5) wzrost SR, podczas gdy SWP3 wykazał znaczny (p <{18}},05) spadek w porównaniu z SWP0. Z drugiej strony nie było znaczących różnic (p < 0,05) w SGR lub FCR między suplementowanymi dietami (SWP0, SWP1, SWP2 i SWP3), jak przedstawiono w Tabeli 3.

3.4. Społeczności drobnoustrojów

Tabela 5 pokazuje wpływ diet eksperymentalnych uzupełnionych różnymi stężeniami polisacharydu (SWP1, SWP2 i SWP3), w porównaniu z SWP{4}}, na całkowitą liczbę THB i TVC zarówno w wodzie, jak i jelitach krewetek. Dane wykazały, że obfitość drobnoustrojów (THB i TVC) była wyższa w jelicie niż w wodzie. W porównaniu z SWP{5}} zarówno liczba THB, jak i TVC zarówno w wodzie, jak i jelicie stopniowo zmniejszała się wraz ze wzrostem poziomu polisacharydów (Tabela 5).

3.5. Ekspresje genów związanych ze wzrostem, odpornością i stresem

Pod koniec eksperymentu suplementacja diety polisacharydami zwiększyła ekspresję genów związanych z odpornością, wzrostem i stresem w tkance mięśniowej L. vannamei. Jeśli chodzi o ekspresję genów związanych ze wzrostem (IGF-I i IGF-II), ich ekspresja była znacznie podwyższona (p <{6}}.{8}}5) w traktowaniu różnymi stężeniami polisacharydów w porównaniu do sterowania (SWP{{10}}). Ekspresja była zwiększona w SWP3 i okazała się wyższa niż SWP0 z odpowiednio około 12 i 11--krotną zmianą (ryc. 1A, B). Ekspresja genów związanych z odpornością (Bgp, ProPO, Crustin i Lys) była znacznie zwiększona w leczeniu SWP3, gdzie krotność zmian wynosiła odpowiednio 9,3, 12,4, 10,5 i 8,8, które były wyższe niż SWP0 (ryc. 1C -F).

W porównaniu z grupą kontrolną (SWPo), gen ProPO wykazuje najwyższy poziom ekspresji we wszystkich stężeniach leczenia. W przypadku genu Crusfin istnieje znacząca różnica między traktowaniem SWP3 a kontrolą, podczas gdy nie było znaczącej różnicy między SWP i SWP a kontrolą. Ponadto ekspresja genów stresu (SOD i GPx) w SWP; zostały znacznie zwiększone odpowiednio o 5,{2}} i 6,{4}} razy. względem kontroli (ryc. 1G, H). Jednak istniała znacząca różnica (p <{6}}.05) w ekspresji genu SOD wśród wszystkich zabiegów w porównaniu z kontrolą z większym wzrostem SWP, traktowania. Tymczasem istniała znacząca różnica (p < 0,05) w ekspresji genu GPx między zabiegami SWP i SWP w stosunku do kontrolnego SWP, ale nie zaobserwowano znaczącej różnicy między traktowaniami SWP i SWP.

4. Dyskusja

Polisacharydy z wodorostów są uznawane za cząsteczki aktywne o wysokiej wartości, które poprawiają wydajność wzrostu, wzmacniają odpowiedź układu odpornościowego i mają wiele korzyści zdrowotnych dla organizmów akwakultury [2,54,93-97]. W niniejszym badaniu postawiliśmy hipotezę, że podawanie w diecie polisacharydu pochodzącego z wodorostów brunatnych (Sargassum centifolia) poprawia wydajność wzrostu, wykorzystanie paszy, skład ciała, społeczności drobnoustrojów oraz ekspresję genów wzrostu, odporności i stresu krewetek z białą nogą L vannamei. Obecna próba żywieniowa wykazała, że ​​przyrost masy ciała L. vannamei uległ znacznej poprawie wraz ze wzrostem poziomu polisacharydów w komercyjnej diecie w porównaniu z dietą kontrolną. Obecne ustalenia są analogiczne do wcześniejszych badań przeprowadzonych na różnych gatunkach krewetek i ryb.

Na przykład Lee i in. [98] podali, że ekstrakt z gorącej wody z wodorostów brunatnych Sargassum horneri znacznie poprawia wydajność wzrostu, stymuluje wrodzoną odporność i wzmacnia ekspresję genów odpornościowych krewetek L. vannamei i zalecił, aby idealny poziom włączenia wynosił 5 g kg–1. Ponadto badanie przeprowadzone przez Liu i in. [99] zbadali wpływ różnych poziomów inkluzji (0, 1, 2 i 3 g kg–1) polisacharydów ekstrahowanych z zielonych wodorostów (Enteromorpha) w diecie krewetek bananowych F. merguiensis i doszli do wniosku, że 1 g kg–1 znacznie poprawia wydajność wzrostu, poprawia odporność niespecyficzną i moduluje czynność jelit F. merguiensis, podczas gdy Abdulrahman i in. [2] zbadali wpływ różnych dawek w diecie (0, 10, 20 i 30 g/kg–1) polisacharydów uzyskanych z brązowych wodorostów S. dentium na mieszańce czerwonej tilapii i doszli do wniosku, że 30 g kg–1 osiągnęły najwyższe istotne wskaźniki wzrostu, FCR i wskaźniki hematologiczne. Jednak niespójność poziomów włączenia w tych badaniach może wynikać z różnych mas początkowych, gatunków wodorostów, gatunków (gatunki ryb i krewetek), wieku itp.

Obfitość mikroflory jelitowej szybko reaguje na zmiany w spożyciu, składzie i składnikach diety. Dlatego ma ogromny wpływ na korzyści zdrowotne wszystkich organizmów wodnych, takie jak spożycie pokarmu, trawienie, wykorzystanie składników odżywczych, wchłanianie i reakcje odpornościowe [22,87,100,101]. Obecnie ocena odporności na choroby jest ważna w branży akwakultury, aktywność przeciwutleniaczy i czynników odpornościowych we krwi jest dobrym wskaźnikiem stanu zdrowia do badania odpowiedzi immunologicznej i odporności L. vannamei na choroby, takie jak wirus zespołu białej plamistości (WSSV) [ 49] i Vibrio alginolyticus [102]. Reaktywne formy tlenu (ROS) to chemicznie reaktywne cząsteczki zawierające tlen, takie jak jony tlenu i nadtlenki. Nadmierne ilości ROS mogą wpływać na strukturę i stabilność białek funkcjonalnych, nienasyconych kwasów tłuszczowych i kwasów nukleinowych, powodując oksydacyjne uszkodzenia układu odpornościowego organizmu i zwiększając podatność krewetek na patogeny [73]. Stąd zdrowie organizmów wodnych zależy od równowagi między produkcją RFT a enzymami antyoksydacyjnymi, takimi jak SOD i GPx, które chronią komórki zwierzęce przed wolnymi rodnikami. Obecne odkrycia wykazały, że dietetyczne polisacharydy pochodzące z wodorostów brunatnych (S. centifolia) skutecznie poprawiają aktywność enzymów antyoksydacyjnych, w tym SOD i GPx. Podobnie, aktywność SOD i GPx różnych skorupiaków wzrosła po karmieniu dietą uzupełnioną polisacharydami Angelica sinensis u krewetek białonogich [60] i -glukanem [103] oraz polisacharydami Rhodiola rosea u raków bagiennych [104].

Bieżąca praca wykazała, że ​​w porównaniu z SWP{{0}}, liczba THB i TVC była znacząco (p > 0,05) zmniejszona wraz ze wzrostem poziomów inkluzji polisacharydów (SWP1, SWP2 i SWP3). Wyniki te są zgodne z wynikami przedstawionymi w badaniu Mansour i in. [87], którzy stwierdzili, że zwiększające się poziomy astaksantyny, ekstrahowanej ze szczepu cyjanobakterii, Arthrospira platensis NIOF17/003, w diecie L. vannamei znacząco (p > 0,05) zmniejszały liczbę THB i TVC. Jednak mechanizm działania, w jaki polisacharyd z wodorostów wpływa na obfitość mikroflory, nadal nie jest jasny i wymaga dalszych badań [87, 101].

Obecne badania skupiały się na kilku genach zaangażowanych w odpowiedź immunologiczną. W leczeniu SWP3 ekspresja genów regulujących w górę była zauważalnie wyższa. Wyniki wykazały zwiększoną ekspresję przy traktowaniu w porównaniu z kontrolą (SWP{2}}), co sugeruje, że polisacharyd może poprawić status odpornościowy krewetek poprzez ściany komórkowe drobnoustrojów złożone z peptydoglikanów, lipopolisacharydów (LPS) i -1 , 3-glukany, które mogą aktywować odpowiedź immunologiczną krewetek poprzez uruchomienie głównego niespecyficznego mechanizmu obronnego [22,87,105,106].

Profenooksydaza jest kluczowym enzymem w odporności humoralnej bezkręgowców, który promuje melanizację w celu pozbycia się inwazyjnych patogenów [107] i jest powiązany ze stwardnieniem naskórka i gojeniem się ran [108]. Bezkręgowce mają system niesamorozpoznawczy zwany systemem aktywacji ProPO, który może wykrywać intruzów i reagować na nie za pomocą peptydoglikanu lub lipopolisacharydów z bakterii i -1, 3-glukanów z grzybów [109]. Wykazano, że ekspresja mRNA genu ProPO była znacznie wyższa we wszystkich zabiegach w porównaniu z grupą kontrolną, a ekspresja ta była największa wśród wszystkich badanych genów, ponieważ wzrosła zawartość polisacharydów z wodorostów (3 g kg–1 diety). . Karmienie krewetek P. monodon dietą zawierającą polisacharyd fukoidan z wodorostów brunatnych S. wightii zwiększyło ekspresję genu ProPO [110]. Niektóre inne suplementy diety pochodzące z mikroalg i wodorostów podniosły system ProPO krewetek i poprawiły humoralną odpowiedź immunologiczną. Nasze wyniki są zgodne z wcześniejszymi badaniami przeprowadzonymi na L. vannamei [22,87].

Crustin, zdefiniowany jako część wrodzonego układu odpornościowego [111], jest białkiem znajdującym się w ziarnistościach hemocytów skorupiaków i jest skuteczny przeciwko kilku mikroorganizmom. W tym badaniu suplement diety ekstrahowanego polisacharydu zwiększył ekspresję genu Crustin i istniała wyraźna różnica między trzema terapiami. Po podaniu peptydoglikanu zaobserwowano znaczny wzrost poziomu mRNA Crustin w Marsupenaeus japonicus [112]. Gen Crustin był regulowany w górę (p <{2}},05) u krewetek białych z Pacyfiku L. vannamei, którym podawano suplementację astaksantyny [87, 113]. Jako białko występujące u eukariontów i prokariotów, lizozym istnieje już od dłuższego czasu i jest uważany za jedno z najwcześniejszych znanych białek przeciwbakteryjnych [114]. Nieswoista wrodzona odporność opiera się na zdolności do rozkładania wiązania glikozydowego b -1},4 między kwasem N-acetylomuramowym i N-acetyloglukozaminą w peptydoglikanie ściany komórkowej bakterii [115].

W obecnym badaniu wykazano, że ekspresja genu Ly jest znacznie większa w grupach leczonych (SWP1, SWP2 i SWP3) niż w grupie kontrolnej (SWP{3}}). Inne badanie transkryptomu z wykorzystaniem gatunków, które stoją w obliczu wyzwań środowiskowych, również przyniosło podobne wyniki [116, 117]. Odkrycia te wykazały, że lizozym jest kluczowym elementem antybakteryjnego mechanizmu obronnego krewetek i jest wywoływany przez różne substancje immunostymulujące. Enzymy przeciwutleniające, katalaza i peroksydaza glutationowa, przekształcają nadtlenek wodoru w tlen i wodę, podczas gdy SOD, jeden z genów stresu, bierze udział w eliminacji anionów nadtlenkowych poprzez przekształcanie ich w nadtlenek wodoru i wodę [118]. W konsekwencji te enzymy przeciwutleniające zapewniają hemocytom oddychających tlenem samoobronę po fagocytozie, chroniąc w ten sposób zdrowie i żywotność organizmów [119, 120]. W porównaniu z kontrolą, ekspresja genu SOD była podwyższona w trzech warunkach doświadczalnych, a wcześniejsze badania [22,87,113,116] wykazały, że dodatek do paszy zwiększał ekspresję genu SOD, który bierze udział w układzie enzymów antyoksydacyjnych w L. vannamei.

W systemie obronnym glutationu GPx odpowiada za redukcję nadtlenku wodoru do wody [117,121]. W naszym badaniu stwierdzono, że ekspresja GPx była wyższa w traktowaniu SWP3, w którym zastosowano wyższe stężenie polisacharydów z wodorostów. Zatem oba geny stresu w tym badaniu są znacznie podwyższone w porównaniu z grupą kontrolną, a aktywność SOD i GPx wzrasta wraz ze wzrostem anionu ponadtlenkowego (O2 −) i nadtlenku wodoru (H2O2), co może wskazywać na wzrost aktywność oksydazy NADPH i wytwarzanie masy reaktywnych form tlenu (ROS), które mogą stanowić mechanizm obronny przed infekcją drobnoustrojową [73, 122]. Ostatnie badania oceniały ekspresję genów zaangażowanych w odporność u krewetek [123,124] i koncentrowały się na sposobach wzmocnienia ich naturalnej obrony.

Istnieją dwa rodzaje hormonów peptydowych insulinopodobnego czynnika wzrostu (IGF), IGF-I i IGF-II; istnieją również receptory powierzchniowe komórki i krążące białka wiążące. IGF-II, podobnie jak IGFI, odgrywa rolę w metabolizmie białek, różnicowaniu komórek, proliferacji komórek i wzroście somatycznym. Na podstawie wyników obecnego badania wydaje się, że ekstrakcja polisacharydów z wodorostów może zwiększać ekspresję genów związanych ze wzrostem na poziomie mRNA, a tym samym pośrednio zwiększać zdolność wzrostu. Inne badania badające wpływ stosowania różnych źródeł węgla na zwiększenie ekspresji genów IGF-I i IGF-II wykazały podobne wyniki [123]. Ponadto wykorzystanie zielonych mikroalg, T. suecica i nanocząsteczek A. platensis jako paszy uzupełniającej dla L. vannamei znacznie zwiększyło ekspresję obu genów i poprawiło wzrost [22, 100].

5. Wnioski

Globalnie dieta krewetek rozszerzyła się dzięki zastosowaniu kilku strategii radzenia sobie z rozwojem hodowli krewetek białonogich L. vannamei z Pacyfiku. Pomimo znaczenia dodatków paszowych dla L. vannamei, niewiele wiadomo na temat zastosowania polisacharydów przygotowanych z brązowych wodorostów w przemyśle dodatków paszowych L. vannamei. W obecnej pracy wskaźnik włączenia 2 g kg–1 polisacharydów, wysokowartościowej aktywnej cząsteczki przygotowanej z brązowych wodorostów Sargassum dentiform, jako dodatku dietetycznego zwiększa końcowy przyrost masy i przeżywalność krewetek z białą nogą z Pacyfiku, L. vannamei, podczas gdy poziom inkorporacji 3 g kg–1 zmniejsza obfitość drobnoustrojów chorobotwórczych, co więcej, wzmacnia odporność i ekspresję genów związanych ze stresem L. vannamei. Należy jednak przeprowadzić dalsze badania, aby zmaksymalizować korzyści płynące z polisacharydów przygotowanych z gatunków wodorostów jako dodatku do podawania krewetek białonogich z Pacyfiku L. vannamei.

Autorskie Wkłady:

Konceptualizacja, EMA, ZZS i MA; metodyka, EMA, ZZS i MA; oprogramowanie, EMA, ZZS i MA; walidacja, EMA, ZZS, MA i EE-H.; analiza formalna, EMA, ZZS i MA; dochodzenia, EMA, ZZS, MA i EE-H.; zasoby, EMA, ZZS i MA; kuracja danych, EMA, ZZS i MA; praca pisemna – przygotowanie projektu autorskiego, EMA, ZZS i MA; pisanie – recenzja i redakcja, EMA, ZZS, MA, ASA-S. i EE-H.; wizualizacja, EMA, ZZS, MA i EE-H.; nadzór, ZZS, mgr i EE-H.; administracja projektami, EMA; pozyskiwania finansowania, EMA, ZZS, MA i ASA-S. Wszyscy autorzy przeczytali i zaakceptowali opublikowaną wersję manuskryptu.

Finansowanie:

Badania te nie otrzymały żadnego zewnętrznego finansowania.

Oświadczenie Instytucjonalnej Komisji Rewizyjnej:

Zgodność ze standardami etycznymi w zakresie konfiguracji eksperymentu i obchodzenia się z krewetkami została zatwierdzona przez Komitet Badawczy NIOF, Egipt, nr zatwierdzenia: NIOF/AQ3/1/22/R/012 w dniu 22 stycznia 2021 r.

Oświadczenie o świadomej zgodzie: Nie dotyczy.

Oświadczenie o dostępności danych: Nie dotyczy.

Podziękowania: Otwarty dostęp do tej pracy był częściowo wspierany przez AL Hail Aquaculture Unit, Department of Marine Science and Fisheries, College of Agriculture and Marine Science, Sultan Qaboos University, Oman.

Konflikty interesów: Autorzy nie deklarują konfliktu interesów.

Bibliografia

1. Abbas, EM; Ali, FS; Desouky, MG; Ashour, M.; El-Shafei, A.; Maaty, MM; Sharawy, ZZ Nowe kompleksowe badanie molekularne i ekologiczne przedstawiające przybrzeżne krewetki błotne (Solenocera crassicornis) zarejestrowane w Zatoce Sueskiej w Egipcie. J. Mar. Sci. inż. 2020, 9, 9. [Odnośnik]

2. Abdelrhman AM; Ashour, M.; Al-Zahaby, MA; Sharawy, ZZ; Nazmi, H.; Zaki, MA; Ahmed, NH; Ahmed, SR; El-Haroun, E.; Van Doan, H. Wpływ polisacharydów pochodzących z brązowych makroalg Sargassum dentium na wydajność wzrostu, biochemię surowicy, histologię trawienną i aktywność enzymatyczną hybrydowej czerwonej tilapii. Aquac. Rep. 2022, 25, 101212. [CrossRef]

3. Goda, A.; Saad, A.; Hanafy, M.; Sharawy, Z.; El-Haroun, E. Wpływ dietetyczny Azolla pinnata w połączeniu z egzogennym enzymem trawiennym (Digestin™) na wzrost i wykorzystanie składników odżywczych krewetki słodkowodnej, Macrobrachium rosenbergii (de Man 1879). J. Oceanol. Limnol. 2018, 36, 1434–1441. [Odnośnik]

4. Sharawy, ZZ; Abbas, EM; Abdelkhalek, NK; Ashry, OA; Abd El-Fattah, LS; El-Sawy, MA; Helal, MF; El-Haroun, E. Wpływ źródła węgla organicznego i gęstości obsady na wskaźniki wzrostu, mikroflorę wodną i ekspresję genów związanych z odpornością larw Litopenaeus vannamei w intensywnej hodowli. Akwakultura 2022, 546, 737397. [Odsyłacz]

5. Gillett, R. Globalne badanie połowów krewetek. FAO Fish Tech. Papka. 2008, 475, 25–29.

6. Ahmed, N.; Thompson, S.; Glaser, M. Globalna produktywność akwakultury, zrównoważenie środowiskowe i zdolność adaptacji do zmian klimatycznych. Otaczać. Manag. 2019, 63, 159–172. [CrossRef] [PubMed]

7. Lukwambe, B.; Mikołaj R.; Zhang, D.; Yang, W.; Zhu, J.; Zheng, Z. Sukcesywne zmiany społeczności mikroalg w odpowiedzi na komercyjne probiotyki w intensywnych systemach hodowli krewetek (Litopenaeus vannamei Boone). Akwakultura 2019, 511, 734257. [Odsyłacz]

8. Li, E.; Xu, C.; Wang, X.; Wang S.; Zhao, Q.; Zhang, M.; Qin, JG; Chen, L. Mikroflora jelitowa i jej modulacja dla zdrowej hodowli krewetek białych z Pacyfiku Litopenaeus vannamei. Wielebny Ryba. nauka Aquac. 2018, 26, 381–399. [Odnośnik]

9. Stevens, C.; Croft, D.; Paul, G.; Tyler, C. Stres i dobrostan ryb ozdobnych: czego można się nauczyć z akwakultury? J. Fish Biol. 2017, 91, 409–428. [Odnośnik]

10. El-Sayed, AFM Zastosowanie technologii biofloc w akwakulturze krewetek: kompleksowy przegląd, z naciskiem na ostatnią dekadę. Wielebny Aquac. 2021, 13, 676–705. [Odnośnik]

11. Anh, NTN; Shayo, FA; Nevejan, N.; Van Hoa, N. Wpływ gęstości obsady i szybkości karmienia na jakość wody, wydajność paszy i wydajność krewetek z białą nogą Litopenaeus vannamei w zintegrowanym systemie z morskim winogronem Caulerpa lentillifera. J. Appl. Fikol. 2021, 33, 3331–3345. [Odnośnik]

12. Emerenciano, MG; Rombenso, AN; Vieira, FdN; Martins, MA; Coman, GJ; Truong, HH; Szlachetny, TH; Simon, CJ Intensyfikacja kultury krewetek Penaeid: stosowany przegląd postępów w systemach produkcji, żywieniu i hodowli. Zwierzęta 2022, 12, 236. [CrossRef] [PubMed]

13. Mansour, AT; Ashry, OA; Ashour, M.; Alsaqufi, AS; Ramadan, KM; Sharawy, ZZ Optymalizacja poziomu białka w diecie i źródeł węgla pod kątem wartości odżywczych biofloków, obfitości bakterii i wydajności wzrostu młodocianych krewetek białych (Litopenaeus vannamei). Życie 2022, 12, 888. [CrossRef] [PubMed]

14. Mansour, AT; Ashry, OA; El-Neweshy, MS; Alsaqufi, AS; Dighiesh, HS; Ashour, M.; Kelany, MS; El-Sawy, MA; Mabrouk, MM; Abbas, EM Wpływ rolniczych produktów ubocznych jako źródła węgla w systemie opartym na Biofloc na wydajność wzrostu, aktywność enzymów trawiennych, histologię wątrobowo-trzustkową i ładunek bakteryjny jelit larw Litopenaeus vannamei Post. J. Mar. Sci. inż. 2022, 10, 1333. [Odsyłacz]

15. Iber, BT; Kasan, NA Ostatnie postępy w zarządzaniu ściekami w akwakulturze krewetek. Heliyon 2021, 7, e08283. [CrossRef] [PubMed]

16. Zaki, mgr; Ashour, M.; Heneash, AMM; Mabrouk, MM; Alprol, AE; Khairy, HM; Nour, AM; Mansour, Austria; Hassanien, Ha; Gaber, A.; i in. Potencjalne zastosowania natywnego izolatu cyjanobakterii (Arthrospira platensis NIOF17/003) do produkcji biodiesla i wykorzystania jego produktu ubocznego w produkcji wrotków morskich (Brachionus plicatilis). Zrównoważony rozwój 2021, 13, 1769. [CrossRef]

17. Abisza, R.; Krishnani, KK; Sukhdhane, K.; Verma, A.; Brahmane, M.; Chadha, N. Zrównoważony rozwój odpornej na klimat akwakultury i rybołówstwa opartego na kulturze poprzez adaptację stresów abiotycznych: przegląd. J. Wspinaczka wodna. Zmiana 2022, 13, 2671–2689. [Odnośnik]

18. Alprol, AE; Ashour, M.; Mansour, Austria; Alzahrani, OM; Mahmoud, SF; Gharib, SM Ocena jakości wody i struktury fitoplanktonu ośmiu plaż Aleksandrii, południowo-wschodniego Morza Śródziemnego, Egipt. J. Mar. Sci. inż. 2021, 9, 1328. [Odsyłacz]

19. Metwally, AS; El-Naggar, Ha; El-Damhougy, KA; Baszar, MAE; Ashour, M.; Abo-Taleb, analiza HAH GC-MS składników bioaktywnych w sześciu różnych surowych ekstraktach z miękkiego korala (Sinularia maxim) zebranego z Ras Mohamed, Zatoka Akaba, Morze Czerwone, Egipt. Egipt. J. Aquat. Biol. Ryba. 2020, 24, 425–434. [Odnośnik]

20. Magouz, FI; Essa, MA; Materia, M .; Tageldein Mansour, A.; Alkafafy, M.; Ashour, M. Dynamika populacji, płodność i skład kwasów tłuszczowych Oithona nana (Cyclopoida, Copepoda), karmionych różnymi dietami. Zwierzęta 2021, 11, 1188. [Odsyłacz]

21. Kesselring, J.; Gruber, C.; Standen, B.; Wein, S. Wpływ fitogenicznego dodatku paszowego na wydajność wzrostu i odporność krewetek z białą nogą z Pacyfiku, Litopenaeus vannamei, karmionych dietą o niskiej zawartości mączki rybnej. J. World Aquac. soc. 2021, 52, 303–315. [Odnośnik]

22. Sharawy, ZZ; Ashour, M.; Labena, A.; Alsaqufi, AS; Mensur, AT; Abbas, E. Wpływ dietetycznych nanocząstek Arthrospira platensis na wydajność wzrostu, wykorzystanie paszy i ekspresję genów związaną ze wzrostem krewetek białych z Pacyfiku, Litopenaeus vannamei. Akwakultura 2022, 551, 737905. [Odsyłacz]

23. Ceseña, CE; Jacinto, WE; González, AL; Villasante, FV; Castro, RMM; Ochoa, N.; Montes, RE; Ramírez, DT; Ortiz, ACS; Campa-Córdova, AI Suplementacja diety Debaryomyces hansenii zwiększyła przeżywalność, przeciwutleniacz i odpowiedź immunologiczną u młodych krewetek Penaeus vannamei poddanych prowokacji Vibrio parahaemolyticus. trop. Subtrop. Agroekosysta. 2021, 24, 2. [Odnośnik]

24. Mansour, At; Ashour, M.; Alprol, AE; Alsaqufi, AS Rośliny wodne i zwierzęta wodne w kontekście zrównoważonego rozwoju: techniki uprawy, integracja i niebieska rewolucja. Zrównoważony rozwój 2022, 14, 3257. [CrossRef]

25. Hassan SM; Ashour, M.; Soliman, AAF; Hassanien, Ha; Alsanie, WF; Gaber, A.; Elszobary, ME Potencjał nowego komercyjnego ekstraktu z wodorostów w stymulowaniu właściwości morfo-agronomicznych i bioaktywnych Eruca vesicaria (L.) Cav. Zrównoważony rozwój 2021, 13, 4485. [CrossRef]

26. Essa, D.; Abo-Shady, A.; Khairy, H.; Abomohra, AE-F.; Elszobary, M. Potencjalna uprawa halofilnych mikroalg oleistych na ściekach przemysłowych. Egipt. J. Bot. 2018, 58, 205–216. [Odnośnik]

27. Mansour, At; Alprol, AE; Abualnaja, KM; El-Beltagi, HS; Ramadan, KMA; Ashour, M. Potencjał fitoremediacji suszonych brązowych wodorostów do usuwania błękitu metylenowego ze środowisk wodnych. Polimery 2022, 14, 1375. [Odsyłacz]

For more information:1950477648nn@gmail.com