Analizy morfologiczne ekspresji nefryny w postępującej Glomerulonefropatia

Kontakt:joanna.jia@wecistanche.com/ WhatsApp: 008618081934791

Abstrakcyjny:

W tym badaniu skupiliśmy się na nefrynie, jednej z kluczowych molekuł w obrębie przepony szczelinowej podocytów, ponieważ chociaż pojawiły się doniesienia o jej ekspresji u ludzi i szczurów, ich obecność u marmozet zwyczajnych nie została zgłoszona. Zbadaliśmy ekspresję nefryny i zmiany w kłębuszkach w zależności od rozwoju spontanicznej postępującej kłębuszków nerkowych u marmozet zwyczajnych. Ocenie poddano dziewiętnaście marmozet pospolitych w wieku od dwóch do dziesięciu lat. Nerki zbadano mikroskopowo z hematoksyliną i eozyną oraz barwieniem immunohistochemicznym na nefrynę. Zmiany sklasyfikowano w trzech stopniach zgodnie z opisanym wcześniej systemem stopniowania zmian nerkowych. Obszar nefryno-dodatni zmierzono za pomocą analizy morfometrycznej i obliczono stosunek nefryno-dodatnich. Ekspresję nefryny obserwowano wzdłuż pętli naczyń włosowatych kłębuszków w sposób ciągły liniowy w stopniach uszkodzenia nerek 0 do 2 oraz nieciągły liniowy lub gruboziarnisty wzór w stopniu 3. Ekspresja nefryny miała tendencję do znacznego zmniejszania się w zależności od stopnia uszkodzenia nerek . Sugeruje się, że zmiana ekspresji nefryny odgrywa ważną rolę w progresji zmian w nerkach.

Słowa kluczowe:nefryna, marmozeta,kłębuszkowatofropatia, nerka, patologia

korzyści z cistanche na pustyniorazRoślina Cistanchejest dobre dlanerka

Wstęp

Wiadomo, że samoistna postępująca kłębuszkowatofropatia u marmozet zwyczajnych (Callithrix jacchus) często występuje w wieku dwóch lat, a nasilenie zmian postępuje wraz z wiekiem. Wcześniej opisywaliśmy pierwotne i postępujące zmiany nefropatii u marmozet zwyczajnych1. Pierwotne zmiany kłębuszkowe we wczesnym stadium nefropatii charakteryzują się zatarciem wyrostków podocytowych stopy i częściowym pogrubieniem błony podstawnej kłębuszków, przypuszczalnie powodującym wyciek białka z kłębuszków i można je zaobserwować w ultramikroskopii, ale nie w mikroskopie świetlnym1–3. Ponadto immunoglobulina odgrywa ważną rolę w progresji nefropatii1, 2. IgM odkłada się na mezangium we wczesnym stadium kłębuszków nerkowych, a po pierwszym odłożeniu IgM obszar depozytu rozszerza się na cały kłębuszki, a IgA i IgG są zdeponowane z progresją2. W mikroskopie świetlnym można zaobserwować odlewy hialinowe sugerujące wyciek białka z kłębuszków nerkowych wraz z progresją kłębuszków nerkowych4. Proteinuria nasila progresję zmian cewkowo-śródmiąższowych u marmozet pospolitych4, podobnie jak u ludzi5, 6, a w ostatnich badaniach kłębuszków białkomocz może być indukowany przez zaburzenia szczelinowej przepony, łącząc w ten sposób sąsiednie wyrostki (szypułki) podocytów. Przepona szczelinowa jest międzykomórkowym kompleksem łączącym występującym pomiędzy sąsiednimi wyrostkami stopy, a niektóre cząsteczki związane z jej powstawaniem zostały zidentyfikowane3. Uważano, że zmniejszenie ekspresji tych cząsteczek lub dysfunkcja przepony szczelinowej jest związane z postępem białkomoczu3. Nefryna, jedna z kluczowych cząsteczek ulegających ekspresji w przeponie szczelinowej podocytów, jest glikoproteiną składającą się z 1241 aminokwasów i jest dobrze znanym biomarkerem stosowanym do monitorowania zaburzeń przepon szczelinowych7–10. Cząsteczki związane z przeponami szczelinowymi nie były badane w nefropatii marmozet zwyczajnych, chociaż wiadomo, że występują u nich zmiany w procesach podocytowych stopy i progresja białkomoczu. Ponadto pojawiły się doniesienia o ekspresji nefryny u ludzi i szczurów7-12, ale nie u marmozet. Dlatego zbadaliśmy ekspresję nefryny w kłębuszkach nerkowych oraz zmiany w ekspresji nefryny w zależności od progresji zmiany za pomocą analiz immunohistochemicznych.

cistanche tcm

Materiały i metody

Zwierząt

Badanie to zostało zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee Central Institution for Experimental Animals (CIEA; Kawasaki, Japonia) i zostało przeprowadzone w ścisłej zgodności z Regulaminem Eksperymentów na Zwierzętach CIEA w oparciu o Wytyczne dotyczące właściwego postępowania Eksperymenty na zwierzętach (Japońska Rada Naukowa, 2006). Ocenie poddano dziewiętnaście marmozet zwyczajnych (11 samców i 8 samic) z CLEA Japan Inc. (Tokio, Japonia). W momencie sekcji zwłok ich wiek wahał się od 2 do 10 lat. Zwierzęta trzymano w klatkach w pomieszczeniu dla zwierząt utrzymywanych w temperaturze 26±3 stopni i wilgotności 55±20 procent. Karmiono je LCMS-1M (CLEA Japan Inc., Tokio, Japonia) i wodą z kranu. Zwierzęta uśmiercono w sposób humanitarny w znieczuleniu pentobarbitalem sodowym z powodu różnych przyczyn konających (takich jak synteksja, skrzywienie kręgów lędźwiowych, zwichnięcie stawu żuchwowego itp.). Nie przeprowadzono analizy moczu, ponieważ nie można było pobrać próbki moczu.

Histopatologia

Thenerkiperfundowano solą fizjologiczną, a następnie 4% paraformaldehydem, a następnie utrwalano w 10% formalinie buforowanej obojętnie do badania mikroskopowego. Próbki zatopiono w parafinie, pocięto na skrawki o grubości 5 μm i wybarwiono hematoksyliną i eozyną (HE). Zmiany sklasyfikowano jako zmiany kłębuszkowe, kanalikowe i śródmiąższowe na podstawie opublikowanych kryteriów1. Stopnie nefropatii podzielono na cztery grupy: stopień 1 (3 mężczyzn i 1 kobieta), stopień 2 (3 mężczyzn i 5 kobiet), stopień 3 (1 mężczyzna i 3 kobiety) i stopień 4 (3 mężczyzn) (tab. 1).

Do immunohistochemii przeciwciało monoklonalne przeciwko zewnątrzkomórkowej domenie pochodzenia ludzkiegonefryna(1:1,000, Nefrynag{{0}}, Santa Cruz Biotechnology, Inc., Dallas, TX, USA) zastosowano jako przeciwciało pierwszorzędowe. Skrawki 5- μm odparafinowano, ponownie uwodniono, potraktowano 3% nadtlenkiem wodoru w temperaturze pokojowej przez 5 min, a następnie ogrzewano w autoklawie w 121°C przez 20 min w docelowym roztworze do odzyskiwania (pH 6,0, Dako, Glostrup, Dania). Po ochłodzeniu skrawki inkubowano z pierwszorzędowym przeciwciałem w 4 stopniach przez noc. Polimer przeciwmysiej i przeciwkróliczej IgG sprzężony z peroksydazą (Histofine Simple Stain Rat MAX-PO(MULTI), Nichirei Bioscience Inc., Tokio, Japonia) zastosowano jako przeciwciało drugorzędowe w metodzie opartej na polimerze13. Skrawki inkubowano z drugorzędowym przeciwciałem polimerowym w temperaturze pokojowej przez 30 min i produkty reakcji wizualizowano stosując 3,3'-diaminobenzydynę jako chromogen. Barwienie kontrastowe wykonano hematoksyliną. W przypadku kontroli negatywnej pominięto przeciwciało pierwszorzędowe.

Analiza morfologiczna

W celu przeprowadzenia analizy morfologicznej kłębuszki z wnęką kłębuszków przekazano do badania i na każdym szkiełku pobrano od 16 do 28 kłębuszków (tabela 1) przy użyciu skanera do całych preparatów (Aperio AT2, Leica Microsystems Inc., Buffalo Grove, IL, USA). oraz odpowiednie oprogramowanie do przeglądania slajdów patologicznych (Aperio ImageScope, Leica Microsystems Inc.) w tej samej rozdzielczości i rozmiarze obrazu.Nefryna- obszary dodatnie i całe kłębuszkowe obliczono za pomocą oprogramowania do analizy obrazu (Image-Pro V10, Mediacybenetics Inc., Rockville MD, USA) przez narysowanie interesującego obszaru wokół kłębuszka, zgodnie z poprzednim raportem14. Cały obszar kłębuszkowy został zdefiniowany jako obszar, który można odróżnić od białego tła. Progi kolorów do obliczanianefryna-obszary dodatnie określano w zależności od warunków barwienia. Progi dla koloru czerwonego, zielonego i niebieskiego wynosiły odpowiednio 37-67, 31-77 i 32-88. Stosunek nefryno-dodatnich obliczono dzieląc pomiarynefryna-dodatni obszar nad obszarem kłębuszkowym. Analizę statystyczną przeprowadzono za pomocą testu Jonckheere'a (poziom istotności: 5%, test jednostronny) w celu oceny trendu między stopniem nefropatii a ekspresjąnefryna.

Kostaryka

Wyniki

Wyniki patologiczne i stopnie poszczególnych zmian w nerkach przedstawiono w Tabeli 1. Tak samo, jak opisano w naszym pierwszym raporcie1, stopień zmian miał tendencję do zwiększania się wraz z wiekiem i nie było oczywistej różnicy między płciami. Wyniki barwienia immunohistochemicznegonefrynapokazano na rys. 1, anefryna-dodatni współczynnik przedstawiono na Ryc. 2 i w Tabeli 1. Wśród wyników i stopni w Tabeli 1, do porównania z oceną wykorzystano stopień uszkodzenia nerek, wywodzący się z całkowitego wyniku każdej zmiany nerkowej oraz stopień szklistości.nefryna-dodatni stosunek (ryc. 2 i 3). Poszczególne przypadki w Tabeli 1 przedstawiono w porządku rosnącym według stopnia uszkodzenia nerek. Ekspresję nefryny obserwowano wraz z kłębuszkową pętlą kapilarną w ciągłym liniowym wzorze w stopniach 0 do 2 (ryc. 1A–C) i nieciągłym liniowym lub gruboziarnistym wzorze w stopniach 3 (ryc. 1D). W negatywnej próbce kontrolnej brak pozytywnej reakcji nanefrynazaobserwowano w dowolnym miejscu.

Porównanienefryna-dodatni stosunek do stopnia zmiany nerkowej przedstawiono na ryc. 2. W przypadkach stopnia nasilenia zmian nerkowych 0 średnia ± odchylenie standardowe (SD)nefryna-dodatni wskaźnik wyniósł 5,66 ±1,18 procent, a wartości maksymalne, minimalne i mediany wyniosły odpowiednio 6,84 procent, 4,27 procent i 5,76 procent. W przypadkach stopnia 1 średnia ± SD wynosiła 3,99 ± 1,61 procent, a wartości maksymalne, minimalne i mediany wynosiły odpowiednio 5,69 procent, 1,19 procent i 4,35 procent. W przypadkach stopnia 2 średnia ± SD wynosiła 3,82 ± 2,25 procent, a wartości maksymalne, minimalne i mediany wynosiły odpowiednio 6,71 procent, 1,58 procent i 3,49 procent. W przypadkach stopnia 3 średnia ± SD wynosiła 2,52 ± 1,02 procent, a wartości maksymalne, minimalne i mediany wynosiły odpowiednio 3,67 procent, 2,17 procent i 2,17 procent. Łącznie indywidualne różnice w ekspresji nefryny były małe w przypadkach stopnia 0, ale duże w przypadkach stopnia 1 lub wyższego i sporadycznie wykrywano niską pozytywną ekspresję.Nefrynaekspresja ma tendencję do zmniejszania się w zależności od stopnia uszkodzenia nerek (ryc. 2). Zaobserwowano znacznie niższy trend między stopniem uszkodzenia nerek anefryna-dodatni współczynnik według testu Jonckheere'a (p=0.0166). Wynik szklistości w porównaniu do stopnia zaawansowania zmian nerkowych przedstawiono na ryc. 3. W przypadkach z oceną szklistości 0 średnia ± SD wskaźnika nefryno-dodatnich wyniosła 5,40 ± 1,32%, w przypadkach z wynikiem 1 wyniosła 4,10 ± 1,70 procent , a w 2 przypadkach było to 3,37 ± 1,98 procent . Wystąpiła znacznie niższa tendencja między oceną szklistości a wskaźnikiem nefryny dodatniej według testu Jonckheere (p=00,0654).

Dyskusja

Spadek stężenia nefryny był skorelowany z postępem zmian w nerkach podczas rozwoju kłębuszków nerkowych marmozet. Zastosowane w tym badaniu przeciwciało przeciw nefrynie rozpoznało domenę zewnątrzkomórkową po stronie N-końcowej. Ta domena zewnątrzkomórkowa oddziałuje z cząsteczkami NEPH1 i tworzy strukturę podobną do suwaka w obrębie przepony szczelinowej15. Lokalizacja nefryny w prawidłowych kłębuszkach przebiega wzdłuż pętli naczyń włosowatych kłębuszków, a wzór barwienia jest liniowym wzorem ciągłych drobnych granulek zarówno u szczurów, jak i ludzi11, 12, 16-18. Barwienie wykonane w tym badaniu jest odpowiednie; co potwierdza obserwacja, że ​​ściany naczyń włosowatych stykające się z regionem mezangialnym nie uległy wybarwieniu, natomiast te stykające się z podocytami były. W nieprawidłowych warunkach, takich jak zespół nerczycowy u ludzi lub nerczyca aminonukleozydów puromycyny u szczurów, wzór barwienia nefryną w kłębuszkach nerkowych jest nieciągły i gruboziarnisty, a intensywność barwienia immunohistochemicznego jest słabsza niż w normalnych kłębuszkach nerkowych11, 16, 17. W niniejszym badaniu , wzorzec ekspresji nefryny w stopniach 0 do 2 był prawidłowy; jednak wzór barwienia w stopniach 3 był porównywalny do tego w warunkach nieprawidłowych. W poprzednim badaniu ekspresji kłębuszkowej nefryny u szczurów Crl:CD(SD) z chorobą z minimalnymi zmianami, ekspresja nefryny była nienaruszona, chociaż wyrostki podocytowe stopy wykazywały zatarcie pod mikroskopem elektronowym bez widocznych zmian morfologicznych zaobserwowanych pod mikroskopem świetlnym18. W powszechnej chorobie nerek szczurów, przewlekłej postępującej nefropatii (CPN), wykazano, że albuminuria, której towarzyszy wczesny etap CPN, może skutkować mniejszą liczbą zmian przepuszczalności kłębuszków nerkowych spowodowanych brakiem ponownego wchłaniania albuminy z kanalików proksymalnych19. U ludzi przeprowadzono pewne badania nad zmniejszeniem ekspresji nefryny w przypadku niewielkich zmian10 lub innych chorób nerek14,16. Nadal dyskutowana jest obecność lub brak zmiany ekspresji nefryny w chorobie nerczycowej o minimalnej zmianie. W rzeczywistości trudno było potwierdzić wzrost lub spadek reakcji przeciwciał na nefrynę poprzez obserwację wzrokową w nefropatii marmozet, ale możliwe było wykrycie zmiany w całej nerce za pomocą analizy obrazu. Nasze badanie sugeruje, że nieprawidłowości przepony szczelinowej kłębuszków mogą być zaangażowane w progresję nefropatii u marmozet zwyczajnych z powodu spadku nefryny. Przekształcenie pozytywnego wzorca barwienia nefryny, z liniowego na ziarnisty, zostało zgłoszone w szczurzym zwierzęcym modelu choroby nerczycowej podczas rozwoju zmiany11, 16, 21. Związek między nieprawidłowościami błony szczelinowej a białkomoczem często zgłaszane22, 23; w związku z tym spekulowano, że białkomocz może być spowodowany dysfunkcją przepony szczelinowej. W naszym badaniu dotyczącym nefropatii marmozetów progresja przepuszczalności kłębuszków nerkowych mogła nastąpić w wyniku dysfunkcji przepony szczelinowej, ponieważ cechy morfologiczne wałeczków szklistych obserwowano jedynie w przypadkach bez zmian kanalikowo-śródmiąższowych. W badaniu tym nie zaobserwowano statystycznie istotnej różnicy między wynikiem zmian morfologicznych wałów szklistych a spadkiem ekspresji nefryny. Jednak ekspresja nefryny ma tendencję do zmniejszania się w zależności od oceny szklistości, która jest wskaźnikiem wycieku białka z kłębuszka nerkowego.

W naszym poprzednim badaniu zaobserwowano zatarcie wyrostków stóp we wczesnym stadium nefropatii marmozet, a zajęty obszar wyrostka stopy był powiększany w zależności od stopnia zaawansowania zmiany nerkowej1. Tabela 2 przedstawia zależność między szybkością redukcji nefryny w tym badaniu a wynikami mikroskopii elektronowej dla każdego stopnia uszkodzenia nerek z poprzedniego badania. Uważa się, że zatarcie jest spowodowane uszkodzeniem cytoszkieletu aktynowego wyrostków stóp24. Nefryna ulega defosforylacji podczas budowy błony szczelinowej i wiąże się z aktyną przez CD2AP i podocynę25,26. Gdy membrana szczelinowa zostaje uszkodzona, cząsteczki nefryny tworzą skupiska, co powoduje fosforylację nefryny, polimeryzację aktyny i zatarcie wyrostków stóp26. Fosforylacja nefryny zachodzi również szybko po indukcji wymazywania wyrostka racicowego w modelu siarczanu protaminy u myszy27. Nefryna jest kłębuszkowym białkiem adhezyjnym związanym z dojrzewaniem podocytów, różnicowaniem, tworzeniem procesów i sygnalizacją24. Nasze badanie wykazało, że istnieje korelacja między zmniejszeniem ekspresji nefryny, co oznaczono metodą immunohistochemiczną, a progresją stopnia uszkodzenia nerek, co sugeruje rozszerzenie wymazywania wyrostków podocytowych stopy. Nie jest jednak jasne, czy nieprawidłowości w kompleksie białek szczelinowej przepony powodują uszkodzenie wyrostków podocytowych, czy też uszkodzenie podocytów powoduje zmiany w przeponach szczelinowych i redukcję nefryny. Ponieważ nefryna bierze również udział w różnicowaniu podocytów, uważa się, że związek ten zostanie dodatkowo wyjaśniony przez dane dotyczące regeneracji i różnicowania podocytów.

Podsumowując, nasze wyniki dostarczają informacji na tematnefrynaekspresja w postępującej kłębuszkowej fropatii u marmozet pospolitych. Analiza morfologiczna wykazała niższy trendnefrynaekspresja w podocytach w postępującej kłębuszkowej fropatii marmozet pospolitych oraz zmiananefrynasugerowano, że ekspresja odgrywa ważną rolę w progresji zmian w nerkach.

Ujawnianie potencjalnych konfliktów interesów:

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Potwierdzenie:

Autorzy chcieliby podziękować panu Takayoshi Ito za znakomitą pomoc techniczną, jakiej udzielili. Autorzy dziękują również pani Kanae Tamatsukuri i panu Jamesowi Harada za redakcję językową rękopisu.

sistanch

Bibliografia
1. Yamada N, Sato J, Kanno T, Wako Y i Tsuchitani M. Morfologiczne badanie postępującej kłębuszków nerkowych u marmozet zwyczajnych (Callithrix jacchus). Patol toksykolu. 41: 1106–1115. 2013.
2. Yamada N, Hashimoto N, Kamie J, Doi T, Sato J, Inoue T, Shirota K i Tsuchitani M. Związek między odkładaniem się immunoglobulin a wczesnymi zmianami postępującej kłębuszkowej choroby nerek u młodych marmozet pospolitych. Weterynarz Pathol. 55: 173–176. 2018.
3. Cara-Fuentes G, Clapp WL, Johnson RJ i Garin EH. Patogeneza białkomoczu w idiopatycznej chorobie z minimalnymi zmianami: mechanizmy molekularne. Pediatr Nefrol. 31: 2179–2189. 2016.
4. Isobe K, Adachi K, Hayashi S, Ito T, Miyoshi A, Kato A i Suzuki M. Spontaniczne zmiany kłębuszkowe i cewkowo-śródmiąższowe u marmozet zwyczajnych (Callithrix jacchus). Weterynarz Pathol. 49: 839-845. 2012.
5. Eddy AA. Proteinuria i uszkodzenie śródmiąższowe. Przeszczep tarczy nefrolowej. 19: 277–281. 2004.
6. Hingorani S, Gooley T, Pao E, Sandmaier B i McDonald G. Cytokiny w moczu po HCT: dowody zapalenia nerek w patogenezie białkomoczu inerkachoroba. Przeszczep szpiku kostnego. 49: 403–409. 2014.
7. Kestilä M, Lenkkeri U, Männikkö M, Lamerdin J, McCready P, Putaala H, Ruotsalainen V, Morita T, Nissinen M, Herva R, Kashtan CE, Peltonen L, Holmberg C, Olsen
A i Tryggvason K. Klonowany pozycyjnie gen nowego białka kłębuszkowego,--nefryna--jest zmutowany we wrodzonym zespole nerczycowym. Mol komórki. 1: 575–582. 1998.
8. Langham RG, Kelly DJ, Cox AJ, Thomson NM, Holthöfer H, Zaoui P, Pinel N, Cordonnier DJ i Gilbert RE. Proteinuria i ekspresja białka przepony szczelinowej podocytów, nefryny, w nefropatii cukrzycowej: skutki hamowania enzymu konwertującego angiotensynę. Diabetologia. 45:572–1576. 2002.
9. Walijski GI i Saleem MA. Cząsteczka podpisu nefryny kłębuszkowego podocytu? J Pathol. 220: 328–337. 2010.
10. van de Lest NA, Zandbergen M, IJpelaar DHT, Wolterbeek R, Bruijn JA, Bajema IM i Scharpfenecker M. Nephrin loss można wykorzystać do przewidywania remisji i długoterminowego wyniku nerkowego u pacjentów z chorobą z minimalnymi zmianami.NerkaWew. Rep. 3: 168–177. 2017.
11. Kawachi H, Koike H, Kurihara H, Yaoita E, Orikasa M, Shia MA, Sakai T, Yamamoto T, Salant DJ i Shimizu F. Klonowanie szczurzej nefryny: ekspresja w rozwoju kłębuszków nerkowych i w stanach białkomoczu.Nerkawewn. 57: 1949-1961. 2000.
12. Luimula P, Ahola H, Wang SX, Solin ML, Aaltonen P, Tikkanen I, Kerjaschki D i Holthöfer H. Nephrin w eksperymentalnej chorobie kłębuszków nerkowych.Nerkawewn. 58: 1461-1468. 2000.
13. Janardhan KS, Jensen H, Clayton NP i Herbert RA. Immunohistochemia w patologii badawczej i toksykologicznej. Patol toksykolu. 46: 488–510. 2018.
14. Koop K, Eikmans M, Baelde HJ, Kawachi H, De Heer E, Paul LC i Bruijn JA. Ekspresja cząsteczek związanych z podocytami u nabytego człowiekanerkachoroby. J Am Soc Nefrol. 14: 2063-2071. 2003.
15. Gerke P, Huber TB, Sellin L, Benzing T i Walz G. Homodimeryzacja i heterodimeryzacja kłębuszkowych białek podocytowych nefryny i NEPH1. J Am Soc Nefrol. 14: 918–926. 2003.
16. Doublier S, Ruotsalainen V, Salvidio G, Lupia E, Biancone L, Conaldi PG, Reponen P, Tryggvason K i Camussi G. Redystrybucja nefryny na podocytach jest potencjalnym mechanizmem białkomoczu u pacjentów z pierwotnym nabytym zespołem nerczycowym. Jestem J Patholem. 158: 1723-1731. 2001.
17. Kawakami H, Kamie J, Yasuno K, Kobayashi R, Aihara N i Shirota K. Dynamika bezwzględnej ilości nefryny w pojedynczym podocytach u szczurów z nerczycą aminonukleozydów puromycyny obliczona metodą ilościowej proteomiki kłębuszkowej z wybranym trybem monitorowania reakcji. Przeszczep tarczy nefrolowej. 27: 1324–1330. 2012.
18. Yasuno K, Honda K, Hakamata S, Kai K i Mori K. Choroba minimalnej zmianynerkau młodego szczura Sprague Dawley. J Toksykol Pathol. 31: 55–59. 2018.
19. Obert LA i Frazier KS. Zaangażowanie wewnątrznerkowego układu renina-angiotensyna w patogenezie przewlekłej postępującej nefropatii – wypełnienie luki informacyjnej między dyscyplinami. Patol toksykolu. 47: 799-816. 2019.
20. Patrakka J, Ruotsalainen V, Ketola I, Holmberg C, Heikinheimo M, Tryggvason K i Jalanko H. Ekspresja nefryny u dziecinerkachoroby. J Am Soc Nefrol. 12:289–296. 2001.
21. Saran AM, Yuan H, Takeuchi E, McLaughlin M i Salant DJ. Dopełniacz pośredniczy w redystrybucji nefryny i dysocjacji aktyny w doświadczalnej nefropatii błoniastej.Nerkawewn. 64: 2072–2078. 2003.
22. Gagliardini E, Benigni A, Tomasoni S, Abbate M, Kalluri R i Remuzzi G. Ukierunkowana regulacja w dół zewnątrzkomórkowej nefryny w ludzkiej nefropatii IgA. Jestem J Nephrol. 23: 277–286. 2003.
23. Wakamatsu A, Fukusumi Y, Hasegawa E, Tomita M, Watanabe T, Narita I i Kawachi H. Rola kalcyneuryny (CN) wnerkapodocyt kłębuszkowy: inhibitor CN łagodził białkomocz poprzez hamowanie redystrybucji CN w przeponie szczelinowej. Physiol Rep. 4: e12679. 2016.
24. Garg P. Przegląd biologii podocytów. Jestem J Nephrol. 47 (Suplement 1): 3–13. 2018.
25. Ichimura K, Kurihara H i Sakai T. Organizacja włókien aktynowych procesów stóp w podocytach szczura. J Histochem Cytochem. 51: 1589-1600. 2003.
26. Ronco P. Proteinuria: czy to wszystko w stopie? J Clin Invest. 117: 2079-2082. 2007.
27. Verma R, Kovari I, Soofi A, Nihalani D, Patrie K i Holzman LB. Zaangażowanie ektodomeny nefryny skutkuje aktywacją kinazy Src, fosforylacją nefryny, rekrutacją Nck i polimeryzacją aktyny. J Clin Invest. 116: 1346-1359. 2006.