Ochronny wpływ panduratyny A na wywołaną cisplatyną apoptozę ludzkich komórek kanalików proksymalnych nerki i ostre uszkodzenie nerek u myszy

edmund.chen@wecistanche.com

Tło:Cisplatyna jest skuteczną chemioterapią, ale jej główny efekt uboczny, ostryuszkodzenie nerekogranicza jego użycie. Pandurat A, bioaktywny związek wyekstrahowany z Boesenbergia rotunda, wykazuje kilka biologicznych właściwości, takich jak działanie antyoksydacyjne. W niniejszym badaniu oceniano nefroprotekcyjne działanie panduranu A na indukowaną cisplatynąuszkodzenie nerek.Metody: Zbadaliśmy wpływ panduranu A na toksyczność cisplatyny zarówno w hodowlach mysich, jak i ludzkich komórek nerkowych przy użyciu komórek RPTEC/TERT1. Wyniki: Wyniki wykazały, że panduran A łagodzi toksyczność nerkową wywołaną cisplatyną zarówno u myszy, jak i komórek RPTEC/ TERT1 poprzez zmniejszenie apoptozy. Myszy leczone pojedynczym dootrzewnowym (ip) wstrzyknięciem cisplatyny (20 mg/kg masy ciała (BW)) wykazywałynerkowyuszkodzenie kanalików i upośledzeniefunkcja nerkijak wykazano w badaniu histologicznym i zwiększonym stężeniu kreatyniny w surowicy. Jednoczesne podawanie panduranu A (50 mg/kg BW) doustnie poprawiło sięfunkcja nerkii złagodzonenerkowyuszkodzenie kanalików przez cisplatynę poprzez hamowanie aktywacji pozakomórkowej kinazy regulowanej sygnałem (ERK)1/2 i kaspazy 3. W ludzkich komórkach kanalika bliższego nerki apoptoza komórek indukowana cisplatyną poprzez aktywację białek proapoptotycznych (ERK1/2 i kaspaza 3), i zmniejszenie białka antyapoptotycznego (Bcl-2). Efekty te zostały znacząco złagodzone przez jednoczesne leczenie panduratem A. Co ciekawe, pandurian A nie zmienił wewnątrzkomórkowej akumulacji cisplatyny. Nie zmieniła skuteczności przeciwnowotworowej cisplatyny w liniach komórkowych ludzkiego raka okrężnicy lub niedrobnokomórkowego raka płuc. Wnioski: Niniejsze badanie podkreśla, że ​​panduran A ma potencjalny wpływ ochronny na nefrotoksyczność cisplatyny.

Słowa kluczowe:chemoterapia; ostre uszkodzenie nerek; panduratynę A; kanalika proksymalnego nerki człowieka; antyapoptoza; nerkowy; nerka

CISTANCHE POPRAWI DIALIZACJĘ NEREK/NEREK

WPROWADZANIE

Nefrotoksyczność wywoływana przez leki jest głównym problemem w warunkach klinicznych, ponieważ stosowanie leków nefrotoksycznych jest często nieuniknione. Nefrotoksyczność można zdefiniować jako uszkodzenie nerek, w tym uszkodzenie kłębuszków nerkowych i uszkodzenie kanalików nerkowych prowadzące do upośledzenia czynności nerek.1)uszkodzenie nerekto leki przeciwzapalne, antybiotyki i chemioterapeutyki, takie jak cisplatyna.2–4) Cisplatyna jest chemioterapeutykiem o szerokim spektrum działania i silnym działaniu.5) Jednak około jeden na trzech pacjentów otrzymujących cisplatynę cierpi na nefrotoksyczność6,7) i zaburzenia równowagi elektrolitowej.8,9) Nefrotoksyczność wywołana cisplatyną charakteryzuje się uszkodzeniem kanalików proksymalnych, uszkodzeniem naczyń i zapaleniem.4) Nagromadzenie cisplatyny w komórkach nerek indukuje wiele szlaków, które sprzyjają śmierci komórkowej. Reaktywne formy tlenu (ROS) zostały zidentyfikowane jako kluczowy mediator w nefrotoksyczności cisplatyny.10,11) Dodatkowo, ROS indukuje nefrotoksyczność poprzez aktywację kinaz białkowych aktywowanych mitogenami (MAPK).10,12,13) ​​W kilku badaniach stwierdzono, że cisplatyna sam może bezpośrednio stymulować kinazę regulowaną sygnałami zewnątrzkomórkowymi (ERK)1/2 (członek MAPK) zarówno in vitro, jak i in vivo. 14,15)

Niektóre fitochemikalia łagodzą nefrotoksyczność wywołaną cisplatyną poprzez hamowanie akumulacji ROS i apoptozy.16-18) Chociaż w badaniach przedklinicznych donoszono o nefroprotekcyjnym działaniu tych fitochemikaliów, wciąż nie ma zatwierdzonych leków fitochemicznych na nefrotoksyczność cisplatyny (szczegóły w przeglądzie).19 ) Obecna praktyka kliniczna zapewnia jedynie leczenie wspomagające w celu przywrócenia funkcji nerek. 20) Dlatego nadal ważne jest poszukiwanie skutecznych środków do zapobiegania lub leczenia nefrotoksyczności wywołanej cisplatyną. Pandurat A jest interesującym związkiem fitochemicznym. Jest to chalkon cykloheksanolu wyizolowany z Boesenbergia rotunda, rośliny stosowanej w medycynie tradycyjnej i żywności.21) Wykazano, że panduratyna A zapobiega lub leczy stres oksydacyjny, stany zapalne i choroby metaboliczne.22,23) Uszkodzenie proksymalnych kanalików nerkowych spowodowane przez cisplatyna jest pośredniczona, przynajmniej częściowo, przez zwiększony stres oksydacyjny i stan zapalny.11) Dlatego zbadaliśmy wpływ panduranu A na toksyczność cisplatyny zarówno u zwierząt, jak i w hodowlach komórkowych przy użyciu komórek RPTEC/TERT1. Zbadaliśmy również, czy jednoczesne leczenie panduratem A wpływa na przeciwnowotworowe działanie cisplatyny w ludzkich liniach komórek nowotworowych.

MATERIAŁY I METODY

Chemikalia Thiazolyl blue tetrazolium bromide (MTT),  2′,7′-dichlorofluorescein diacetate (DCFH-DA), cisplatin, and compound C (AMP-activated protein kinase (AMPK) inhibitor) were purchased from Sigma-Aldrich (MO, U.S.A.).  3 H-1-Methyl-4-phenylpyridinium (3 H-MPP+) was purchased from PerkinElmer, Inc. (Bangkok, Thailand). Annexin V- fluorescein isothiocyanate (FITC) apoptosis detection kit was purchased from BD Biosciences (CA, U.S.A.). Primary antibodies for p-ERK1/2 (Cat. No. 9102S), ERK1/2 (Cat. No.  9101S), Bcl-2 (Cat. No. 2872T), caspase-3 (Cat. No. 9662S),  glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase (GAPDH) (Cat.  No. 2118S), p-AMPKα (Cat. No.2531S), AMPKα (Cat. No.  5832S), Bax (Cat. No. 5023) and β-actin (Cat. No. 4970T)  antibodies were obtained from Cell Signaling (MA, U.S.A.)  and anti-neutrophil gelatinase-associated lipocalin (NGAL)  antibody (Cat. No. STCSC-515876) was purchased from Santa  Cruz Biotechnology (CA, U.S.A.). Pandurate A >98% czystość oznaczoną metodą HPLC wyizolowano z Boesenbergia rotunda, jak wcześniej opisała nasza grupa.24) Kłącza Boesenbergia rotunda zebrano z Kanchanaburi, Tajlandia. Roślina została zidentyfikowana przez Tuanta Sematong. Wzór kuponu (nr BKF 68909) został zdeponowany w Zielniku Leśnym Królewskiego Departamentu Leśnictwa w Bangkoku.

CISTANCHE POPRAWI FUNKCJĘ NEREK/NEREK

ZwierzątSamce myszy C57BL/6 (8-tygodniowe) zakupiono od Nomura Siam International Co., Ltd. (Bangkok, Tajlandia). Protokół dotyczący opieki nad zwierzętami i użytkowania nr MUSC61-063-464 został zatwierdzony przez Institutional Animal Care and Use Committee, MUSC–IACUC. Myszom pozwolono na swobodny dostęp do jedzenia i wody. Po tygodniu aklimatyzacji myszy podzielono losowo i podawano im następujące terapie: roztwór soli fizjologicznej w pojedynczym wstrzyknięciu dootrzewnowym (ip) w dniu 4 (grupa kontrolna); pandurat A (50 mg/kg masy ciała (BW)) przez zgłębnik doustny przez 7 dni (grupa panduranu A); cisplatyna (20 mg/kg mc) w pojedynczym wstrzyknięciu dootrzewnowym w dniu 4 (grupa cisplatyny); pandurat A (50 mg/kg mc./dobę) przez zgłębnik doustny przez 7 dni i cisplatynę (20 mg/kg mc.) w pojedynczym wstrzyknięciu dootrzewnowym w dniu 4 (grupa współleczona). W dniu 7 myszy głęboko znieczulono tiopentalem sodu. Krew pobrano i odwirowano przez 10 min o 3000 pm. Zebrane supernatanty utrzymywano w temperaturze -80 stopni do czasuczynność nerekbyło zmierzone.Nerkizostały zebrane do pomiaru ekspresji białek i badań histopatologicznych.

Określenie funkcji nerek i badanie histologiczneCzynność nerek określano przez pomiar kreatyniny w surowicy przy użyciu Stanbio Creatinine Liquicolor (NY, USA) i analizatora biochemicznego krwi, Licenza (Rzym, Włochy). Aby zbadać uszkodzenie kanalików nerkowych wywołane cisplatyną, mysznerkizostały utrwalone w 4% paraformaldehydzie. Thenerkaplastry barwiono hematoksyliną i eozyną (H&E) sfotografowane pod mikroskopem świetlnym. Do oceny uszkodzenia kanalików nerkowych wykorzystano odsetek uszkodzenia kanalików: 0=brak uszkodzenia kanalików 1=<10%; 2="10–25%;" 3="26–50%;" 4="51–75%;"  5="">75 proc. Slajdy zostały ocenione na ślepo przez patologa. Średni wynik dla każdej grupy zwierząt obliczono przez zliczenie 10 różnych pól szkiełka.

Linie komórkoweKomórki RPTEC/TERT1, komórki raka okrężnicy (HCT116) i komórki niedrobnokomórkowego raka płuc (A549) zakupiono z American Type Culture Collection (VA, USA). W skrócie, komórki RPTEC/TERT1 hodowano w kompletnej pożywce Eagle w modyfikacji Dulbecco/pożywce F-12 (DMEM/F12), jak opisano wcześniej.25) Komórki HCT116 i A549 hodowano odpowiednio w pożywce DMEM/F12 i RPMI1640, uzupełnionej z antybiotykami penicylinowo-streptomycynymi i 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS). Komórki hodowano w 37°C w wilgotnej atmosferze 5% CO2 i 95% O2.

Test żywotności komórek i analiza apoptozy komórekŻywotność komórek określono przez wystawienie komórek RPTEC/TERT1 na 0.5 mg/ml odczynnika MTT przez 1 godzinę w temperaturze 37 stopni C. Odczynniki usunięto, utworzoną sól formazanu rozpuszczono w dimetylosulfotlenku (DMSO) i wykryto za pomocą Czytnik mikropłytek EnVision przy absorbancji 570nm. Żywotność komórek podano jako procent kontroli. Aneksyna V i jodek propidyny (do określenia apoptozy komórek zastosowano analizę barwienia. W skrócie, komórki RPTEC/TERT1 oddzielono za pomocą 0,25% kwasu trypsyno-etylenodiaminotetraoctowego (EDTA). Zawiesiny komórek inkubowano z aneksyną V-FITC i PI w ciemności w temperaturze 4 stopnie przez 15 min, a następnie dwukrotnie płukano buforem wiążącym Komórki apoptotyczne zliczono za pomocą cytometru przepływowego i wyrażono jako procent wszystkich komórek.

Ocena akumulacji wewnątrzkomórkowej ROSPoziomy ROS określano testem DCFH-DA. Komórki RPTEC/TERT1 inkubowano z 10 uM DCFH-DA i inkubowano przez 30 min w 37 stopniach. Następnie usunięto barwnik DCFH-DA i komórki przemyto solanką buforowaną fosforanem (PBS). Wewnątrzkomórkowy poziom ROS mierzono przy długości fali 485 i 530 nm odpowiednio dla wzbudzenia i emisji. Wewnątrzkomórkowa akumulacja ROS jest przedstawiana jako procent intensywności fluorescencji w stosunku do komórek kontrolnych.

CISTANCHE POPRAWI CHOROBY NEREK/NEREK

Analiza akumulacji platynyNagromadzoną platynę zmierzono zarówno w trawionych komórkach RPTEC/TERT1, jak i u myszynerkiprzez spektrometr UNICAM 989 QZ AA (Geleen, Holandia). Dziesięć mikrolitrów 1% Triton X-100 i 400 μl 1% kwasu azotowego dodano do każdej 100 μl próbki. Próbki następnie inkubowano przez co najmniej 1 godzinę. Przed wykryciem platyny każdą próbkę rozcieńczono 10:1 1% kwasem azotowym. Stężenie platyny obliczono stosując regresję liniową krzywej wzorcowej platyny przygotowanej przy użyciu 2,5 mg/ml cisplatyny rozcieńczonej w 1% kwasie azotowym. Platynę obliczono jako ng/liczbę komórek lub ng/nerkawaga.

Test wychwytu 3H-MMP*Wychwyt 3H-MPP plus do komórek RPTEC/TERT1 określono przy użyciu naszej poprzedniej metody.25) Krótko, komórki przemyto ciepłym buforem transportowym i dalej inkubowano przez 20 min. Monowarstwy komórek inkubowano z H-MPP plus (10 nM), a następnie przemyto lodowatym buforem transportowym. Pobierano próbki i mierzono radioaktywność H-MPP plus za pomocą ciekłego licznika scyntylacyjnego.

Analiza Western blotEkspresja białek została przetworzona zgodnie z naszym poprzednim badaniem.26) Wyekstrahowane białka z myszynerkaa komórki RPTEC/TERT1 wirowano przy 12000 obr./min przez 20 min w 4 stopniach. Równe ilości białek wyizolowanych z komórek i tkanek denaturowano i rozdzielano za pomocą 10-12% elektroforezy w żelu poliakrylamidowym z dodecylosiarczanem sodu (SDS-PAGE). Próbki przeniesiono na membrany nitrocelulozowe, a następnie przeprowadzono 1-godzinne blokowanie niespecyficznych białek przy użyciu odtłuszczonego mleka w proszku (5 procent). Membrany inkubowano z pierwszorzędowym przeciwciałem przez 24 godziny, a następnie inkubowano z drugorzędowym przeciwciałem przez 1 godzinę. Intensywność ekspresji białka wykrywano przy użyciu chemiluminescencyjnego substratu HRP i określano ilościowo za pomocą oprogramowania ImageJ.

Analiza statystycznaDane wyrażono jako średnią ± odchylenie standardowe (SD). Dane analizowano za pomocą jednokierunkowej ANOVA przy użyciu testów posthoc Tukeya (GraphPad Prism 8. 0). Istotność jest brana pod uwagę, gdy wartość p jest mniejsza niż 0.05.

WYNIKI Panduratyna A łagodzi ostrą nerkę wywołaną cisplatynąUraz Zbadaliśmy wpływ panduranu A nauszkodzenie nerekspowodowane przez cisplatynę u myszy. Najpierw zaobserwowaliśmy ogólną toksyczność mierząc zmianę masy ciała u myszy po leczeniu normalną solą fizjologiczną, panduratem A (50 mg/kg mc), cisplatyną (20 mg/kg mc) i zarówno cisplatyną (20 mg/kg mc) jak i panduratem (50 mg/kg masy ciała). Stwierdzono znaczne zmniejszenie masy ciała u myszy leczonych cisplatyną. Utratę masy ciała złagodziło jednoczesne leczenie panduratem A (ryc. 1A). W porównaniu z kontrolą,funkcja nerkico zmierzono za pomocą poziomu kreatyniny w surowicy wykazało, że sam pandurat A traktowany myszami nie zmieniał poziomu kreatyniny w surowicy; podczas gdy myszy traktowane cisplatyną miały znacząco podwyższone poziomy kreatyniny w surowicy, co wskazuje na upośledzenie funkcji nerek. Poziom kreatyniny w surowicy przy równoczesnym podawaniu panduranu A był znacząco obniżony w porównaniu z myszami traktowanymi cisplatyną (Fig. 1B). Ponadto akumulacja platyny wnerkatkanka nie była znacząco różna u myszy leczonych samą cisplatyną w porównaniu z myszami leczonymi jednocześnie cisplatyną i panduratem A (Fig. 1C). Dane te wskazują, że panduran A nie wpływał na zawartość cisplatyny w tkance nerek. Thenerkiotrzymane od myszy traktowanych nośnikiem lub samym panduratem A nie wykazywały wyraźnych zmian patologicznych. Jednak myszy, którym podawano cisplatynę, wykazywały większe uszkodzenia kanalików w porównaniu z myszami, którym podawano nośnik, na co wskazuje wzrost zwyrodnienia i złuszczania naskórka, tworzenie wałeczków światła, naciek komórek jednojądrzastych, kariomegalia, krwotok międzykanalikowy i rozszerzenie. Te zmiany patologiczne zostały znacząco osłabione przez jednoczesne podawanie panduranu A (ryc. 2A, tabela 1). Określono poziomy ekspresji NGAL (biomarker nefrotoksyczności), ERK1/2 i rozszczepionej kaspazy 3 (białka proapoptotyczne). Nasze badanie wykazało, że myszy leczone cisplatyną znacząco zwiększyły ekspresję NGAL, p-ERK1/2 i rozszczepionej kaspazy 3 w porównaniu z myszami, którym podawano nośnik. Jednoczesne traktowanie panduratem A znacząco zmniejszyło te białka indukowane przez traktowanie cisplatyną (Fig. 2B).

Pandurat A zapobiega cytotoksyczności wywołanej cisplatyną w ludzkich komórkach kanalików proksymalnych nerek poprzez hamowanie apoptotycznych szlaków sygnałowychCisplatyna (50 µM) oznacza znacząco zmniejszoną żywotność komórek RPTEC/TERT1 po 72 godzinach inkubacji. Co ciekawe, jednoczesne traktowanie panduratem A (1 i 5 µM) znacząco zwiększyło żywotność komórek (ryc.

3A). Ochronne działanie panduratyny A przeciwko cytotoksyczności cisplatyny potwierdzono przez pomiar apoptozy komórek. Jak oczekiwano, ekspozycja komórek na 50 µM cisplatyny przez 48 godzin znacząco zwiększyła apoptozę komórek RPTEC/TERT1. Efekt ten został osłabiony przez pandurat A (ryc. 3B). Zbadaliśmy, czy wpływ panduranu A na toksyczność cisplatyny wymagał aktywacji AMPK. Jak pokazano na Fig. 3C, ekspresja białka p-AMPK, aktywnej formy AMPK, została zwiększona przez pandurat A, podczas gdy cisplatyna ją zmniejszyła. Ponadto określono ochronny wpływ panduranu A na hamowanie AMPK. Co ciekawe, inkubacja komórek z 10 µM związku C, inhibitora AMPK, nie osłabiała ochronnego działania panduranu A na żywotność komórek (Fig. 3D). Wyniki te wskazują, że w ochronnym działaniu panduranu A mogą pośredniczyć mechanizmy niezależne od AMPK. Następnie zbadaliśmy wpływ panduranu A na niektóre białka zaangażowane w apoptozę komórek indukowaną przez cisplatynę. Jak pokazano na ryc. 4, cisplatyna znacząco zwiększała proapoptotyczne białka p-ERK1/2 i rozszczepioną kaspazę 3. Cisplatyna zmniejszała ekspresję antyapoptotycznego białka Bcl-2. Wspólne traktowanie panduratem A odwróciło ekspresję tych białek. Ponieważ ROS jest głównym czynnikiem biorącym udział w apoptozie komórek nerki indukowanej przez cisplatynę,11,27), określiliśmy wpływ panduratyny A na akumulację ROS z powodu cisplatyny. Cisplatyna znacząco zwiększała wewnątrzkomórkowe poziomy ROS. Co ciekawe, panduratyna A znacząco zmniejszyła akumulację ROS indukowaną cisplatyną.

Panduratyna A nie wpływa na akumulację komórkową cisplatyny OCT2pośredniczy w transporcie cisplatyny do ludzkich komórek kanalika proksymalnego nerki.289 Aby zbadać możliwość zmniejszenia akumulacji cisplatyny przez panduratynę A, zmierzyliśmy funkcję transportową OCT2. Wyniki pokazały, że inkubacja komórek z 5uM panduratyną A przez 10min i 24h nie miała wpływu na komórkową akumulację H-1-metylo-4-fenylopirydyny (H-MPP plus ), substratu OCT2. Następnie potwierdzono wpływ panduratyny A na akumulację komórkową cisplatyny. Panduratyna A nie miała znaczącego wpływu na akumulację platyny w ludzkich komórkach nerkowych (ryc. 5).

Ochronne działanie Panduratyny A nie wpływa na przeciwnowotworowe działanie cisplatynyOkreślono wpływ panduratyny A na toksyczność cisplatyny w liniach komórek nowotworowych. Zdolność do Vi-ability komórek HCT116 i A549, które są odpowiednio liniami komórkowymi raka okrężnicy i płuca, była znacząco zmniejszona 72 godziny po leczeniu cisplatyną （50 μM）. Jednoczesne leczenie panduratyną A（5μM） nie osłabiało cytotoksyczności cisplatyny. Co ciekawe, sama panduratyna A również zmniejszyła

DYSKUSJA

Niniejsze badanie ujawnia, że ​​panduratyna A zmniejsza nefrotoksyczność cis-platyny bez pogarszania przeciwnowotworowego działania cisplatyny w liniach komórkowych raka okrężnicy i niedrobnokomórkowego raka płuc. Wykazaliśmy, że jednoczesne leczenie panduratyną A łagodzi objawy ostreuszkodzenie nereku myszy wywołane przez cisplatynę. Chociaż niniejsze badanie pokazuje ochronny wpływ na indukowaną cisplatynąuszkodzenie nerek,główny cel panduratyny A nie został zidentyfikowany. Panduratyna A może aktywować AMPK w komórkach kanalika proksymalnego nerki (ryc. 3) i innych typach komórek.30-2) Wydaje się mało prawdopodobne, aby działanie ochronne panduratyny A wymagało aktywacji AMPK, ponieważ dowody wykazały, że hamowanie AMPK przy użyciu chemicznych inhibitorów nie zmieniał ochronnego działania oceny Pandu A. Panduratyna A poprawiała czynność nerek, na co wskazuje zmniejszenie stężenia kreatyniny w surowicy. Upośledzenie czynności nerek przez cisplatynę jest skorelowane z uszkodzeniami kanalików nerkowych, takimi jak zwyrodnienie, tworzenie wałka światła, krwotok i poszerzenie. Wyniki uszkodzenia kanalików nerkowych dobrze korelowały z naszymi danymi pokazującymi indukcję ekspresji NGAL wnerkatkanki myszy leczonych cisplatyną. Ponadto dowody te są poparte poprzednimi badaniami, w których wykazano znaczną ekspresję NGAL w kanalikach nerkowych po ostrymuszkodzenie nerekindukowane przez cisplatynę.3) Co ciekawe, jednoczesne leczenie myszy panduratyną A osłabiało uszkodzenie kanalików nerkowych wywołane cisplatyną. Analiza histologiczna wykazała, że ​​cisplatyna zwiększa naciek komórek jednojądrzastych, a efekt ten został zniesiony przez panduratynę A. Wyniki te sugerują, że panduratyna A, która wcześniej wykazała działanie przeciwzapalne [24,3435], może osłabiać działanie zapalne cisplatyny w tkance nerek. Aktywacja MAPK może indukować śmierć komórki.2415) Nasze wyniki wykazały, że cisplatyna stymulowała aktywację ERK1/2 i kaspazy 3. Ekspresja tych białek została osłabiona przez panduratynę A.

Opisano wiele szlaków przyczyniających się do nefrotoksyczności indukowanej cisplatyną (w tym apoptozę, stres oksydacyjny i stan zapalny).4 Wykorzystaliśmy linię komórkową RPTEC/TERT1 do zidentyfikowania mechanizmów łagodzenia toksyczności panduratyny A wywoływanej przez cisplatynę w ludzkich komórkach kanalików nerkowych. Zasugerowano, że komórki RPTEC/TERT1 stanowią model komórek nerkowych dla toksyczności indukowanej ksenobiotykami.36Panduratyna A wykazuje działanie ochronne w odniesieniu do cytotoksyczności cisplatyny, na co wskazuje zmniejszenie apoptozy komórek RPTEC/TERT1. Mechanizmy toksycznego działania cisplatyny na komórki kanalika proksymalnego nerki są złożone. Aktywacja ERK1/2 i kaspazy 3 oraz wyczerpanie Bcl-2 są związane z apoptozą komórek nerkowych wywołaną cisplatyną.373) Zgodnie z poprzednimi badaniami, niniejsze badanie wykazało, że cisplatyna zwiększa ekspresję p-ERK1/2 i rozszczepionej kaspazy 3 i zmniejsza ekspresję Bcl-2. Nasze wyniki wskazują, że panduratyna A hamuje indukowane cisplatyną apoptotyczne białka sygnalizacyjne, p-ERK1/2 i rozszczepioną kaspazę 3, i utrzymuje białko antyapoptotyczne. Bcl-2. Oprócz aktywacji ERK1/2 i kaspazy 3, zwiększona wewnątrzkomórkowa akumulacja ROS jest kluczowym czynnikiem w apoptozie komórek nerkowych wywołanej cisplatyną. półprodukty.4 W zmniejszeniu akumulacji ROS po leczeniu panduratyną A może pośredniczyć hamowanie produkcji ROS lub nasilenie reakcji usuwania ROS. Donieśliśmy, że panduratyna A zwiększa poziom glutationu, cząsteczki wychwytującej ROS, która może zmniejszać akumulację ROS w tkance nerek (patrz materiały dodatkowe). Nie wykluczamy jednak, że w redukcję ROS zaangażowane są inne mechanizmy. Nasze wyniki wykazały, że panduratyna A zmniejsza wewnątrzkomórkową akumulację ROS, co przyczynia się do ochronnego działania panduratyny A. Wewnątrzkomórkowy poziom cisplatyny jest głównym czynnikiem wpływającym na nasilenie toksyczności wywołanej cisplatyną. Doniesiono, że transportery nerkowe, takie jak OCT2, transportery miedzi i transporter wielolekowy i ekstruzji toksyn -1 (MATE1), przyczyniają się do transportu cisplatyny.4) Jednak transport cisplatyny do komórek kanalików proksymalnych nerki odbywa się głównie za pośrednictwem OCT2. Wykazano, że hamowanie OCT łagodzi toksyczność nerkową wywołaną cisplatyną zarówno w hodowanych komórkach nerkowych, jak iu zwierząt.发9,42）Jednak wydaje się prawdopodobne, że panduratyna A nie wpływa na funkcję transportu OCT2 ani na akumulację cisplatyny, co sugeruje ochronne działanie panduratyny A przeciwko Toksyczność cisplatyny nie zależy od zmniejszenia transportu lub akumulacji cisplatyny.

CISTANCHE POPRAWI BÓL NEREK/NEREK

Panduratyna A wykazuje działanie renoprotekcyjne poprzez hamowanie apoptozy komórek nerkowych. Gdyby panduratyna A hamowała również apoptozę komórek rakowych, zmniejszyłaby skuteczność chemioterapii. Dlatego zbadaliśmy, czy panduratyna A zmniejsza aktywność przeciwnowotworową cisplatyny. Co istotne, jednoczesne leczenie z oceną Pandu A nie zmienia przeciwrakowego działania cisplatyny ani w komórkach raka okrężnicy, ani niedrobnokomórkowych komórek raka płuc. Co więcej, sama panduratyna A jest toksyczna dla obu linii komórek nowotworowych. Wyniki wskazują, że działanie panduratyny A jest selektywne, wpływając w różny sposób na normalne komórki nerkowe i komórki rakowe. Chociaż panduratura A może być dobrym środkiem do zapobiegania nefrotoksyczności wywoływanej cisplatyną, informacje dotyczące farmakologicznego działania panduratyny A w klinicznie istotnym modelu heteroprzeszczepu powinny zostać zbadane w przyszłości.

WNIOSEK

Nasze obecne badanie wykazało, że panduratyna A zapewnia wyraźny wpływ ochronny na nefrotoksyczność cisplatyny poprzez zmniejszenie stresu oksydacyjnego i hamowanie aktywacji ERK1/2 i kaspazy 3. Ochronne działanie panduratyny A nie zmieniało przeciwnowotworowego działania cisplatyny w komórkach nowotworowych. Chociaż blokowanie niektórych szkodliwych zdarzeń może mieć tylko częściowe działanie renoprotekcyjne, panduratyna A może być dobrym kandydatem na czynnik łagodzący nefrotoksyczność cisplatyny, ponieważ zmniejsza toksyczność cisplatyny poprzez wiele mechanizmów.