Hipotermia wywołana okskarbazepiną po przemijającym niedokrwieniu przodomózgowia wywiera terapeutyczną neuroprotekcję poprzez przejściowy potencjał receptora waniloidowego typu 1 i 4 u myszoskoczków Część 3

4. Materiały i metody

4.1. Zwierzęta doświadczalne

Samce myszoskoczków (ogółem=252) wykorzystano w wieku 6 miesięcy (masa ciała 63–78 g). Myszoskoczki zostały wyhodowane w Experimental Animal Center na Uniwersytecie Narodowym Kangwon (Chuncheon, Korea).

Myszoskoczki to bardzo urocze małe zwierzęta. Żyją na obszarach pustynnych, dobrze kopią jaskinie i mają silny instynkt przechowywania i lokalizowania pożywienia. Wśród tych maluchów szczególnie dobrą pamięć mają samce myszoskoczków, przez co ludzie chcą poznać ich tajemnice.

Po pierwsze, gdy samce myszoskoczków szukają pożywienia, wykorzystują szereg sygnałów, takich jak punkty orientacyjne i teren, aby określić kierunek. Dzięki wieloletnim obserwacjom i praktyce stworzyli własny „system informacji geograficznej”. Natomiast samice myszoskoczków mają gorszą pamięć dla tych sygnałów, szczególnie w stale zmieniającym się środowisku.

Po drugie, samce myszoskoczków wykazują również dobrą pamięć podczas walki z naturalnymi wrogami. Według naukowców, gdy myszoskoczki są zagrożone, szybko wchodzą do nory i próbują uciec. Jednak w obliczu tego samego zagrożenia samce myszoskoczków zapamiętają sposób ataku naturalnych wrogów i będą ich unikać, zwiększając swoje szanse na przeżycie.

Wreszcie pamięć samców myszoskoczków opiera się również na ich wzajemnych zachowaniach społecznych. Każdy myszoskoczek ma swój niepowtarzalny zapach. Kiedy spotykają inne myszoskoczki, będą używać zmysłu węchu do wzajemnej identyfikacji tożsamości i statusu. Ta zdolność pamięci nie tylko pozwala myszoskoczkom na nawiązanie stosunkowo stabilnych więzi społecznych, ale jest także ważną gwarancją ich reprodukcji.

Podsumowując, związek pomiędzy samcami myszoskoczków a pamięcią jest nierozerwalny. W procesie poszukiwania przetrwania i reprodukcji w przyrodzie polegają na swojej silnej pamięci, aby stale dostosowywać się do środowiska i doskonalić się. Jako ludzie powinniśmy uczyć się od tych małych chłopców i stale doskonalić naszą pamięć, aby lepiej przystosować się do tego ciągle zmieniającego się świata. Widać, że musimy poprawić naszą pamięć, a Cistanche może znacznie poprawić pamięć, ponieważ może także regulować równowagę neuroprzekaźników, takich jak zwiększenie poziomu acetylocholiny i czynników wzrostu, które są bardzo ważne dla pamięci i uczenia się. Ponadto Cistanche może również poprawić przepływ krwi i promować dostarczanie tlenu, co może zapewnić mózgowi wystarczające odżywienie i energię, poprawiając w ten sposób witalność i wytrzymałość mózgu.

Kliknij opcję Wiedz, aby zwiększyć moc pamięci

Na potrzeby tego badania protokół eksperymentu został zatwierdzony (nr zatwierdzenia KW-200113-1; data zatwierdzenia: 18 lutego 2020 r.) przez Instytucjonalną Komisję ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystywania.

Protokół badania był zgodny z wytycznymi sugerowanymi w „Aktualnych przepisach i politykach międzynarodowych” Przewodnika dotyczącego opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych opublikowanego przez The National Academies Press (wyd. 8, 2011).

4.2. Grupy eksperymentalne, indukcja tFI oraz leczenie HyT i OXC

Aby udowodnić ochronne działanie OXC przed urazem niedokrwiennym po tFI u myszoskoczków, myszoskoczki podzielono na sześć grup: (1) grupa pozorowana + nośnik (n=24); (2) grupa tFI + nośnik (n {{5 }}); (3) grupa pozorowana + HyT (n=24); (4) grupa tFI+HyT (n=60); (5) grupa pozorowana + OXC (200 mg/kg) (n=24); i (6) grupa tFI+OXC (n=60).

Siedem i pięć myszoskoczków z trzech grup tFI wykorzystano odpowiednio do analizy Western blot i badania histologicznego odpowiednio po 30 minutach, 12 godzinach, 1 dniu, 2 dniach i 4 dniach po operacji tFI, a w trzech grupach pozorowanych po siedem i pięć Aby zminimalizować tę liczbę, wykorzystano myszoskoczki 30 minut i 4 dni po operacji pozorowanej. W tym eksperymencie opracowano tFI w sposób opisany wcześniej [34].

W skrócie myszoskoczki znieczulano 2,5% izofluranem (w 32% tlenie i 68% podtlenku azotu). W znieczuleniu odizolowano obie tętnice szyjne wspólne od koszulki szyjnej i zamknięto zaciskami tętniakowymi (Yasargil FE 723K) (Aesculap, Tuttlingen, Niemcy ) przez pięć minut.

Doskonałe zatrzymanie dopływu krwi do mózgu zostało potwierdzone poprzez obserwację przepływu tętniczego krwi w obu tętnicach siatkówki (odgałęzieniach tętnic szyjnych wewnętrznych) za pomocą oftalmoskopu (HEINE K180®) firmy Heine Optotechnik (Herrsching, Niemcy).

We wszystkich grupach temperaturę ciała przed i w trakcie operacji kontrolowano na poziomie normotermii (37 ± 0,2 ◦C) za pomocą koca termometrycznego. Po pięciu minutach okluzji klipsy usunięto.

W tym badaniu przeprowadzono pozorowaną operację, poddając ich tej samej operacji tFI bez okluzji tętnic szyjnych wspólnych. Kontrolowano HyT w dwóch grupach pozorowanych+HyT i tFI+HyT (podobnie jak zmiana temperatury ciała w grupie tFI+ grupa OXC) poprzez schładzanie całego ciała okładem z lodu przez sześć godzin.

Temperaturę ciała dwóch grup pozornie+OXC i tFI+OXC rejestrowano przez sześć godzin po natychmiastowym dootrzewnowym wstrzyknięciu 200 mg/kg OXC (Sigma – Aldrich, St. Louis, MO, USA) po operacji tFI.

Dawkę OXC dobrano na podstawie poprzedniego badania, z którego wynikało, że 200 mg/kg OXC skutecznie chroni przed śmiercią komórek w mózgu po [36]. Aby zarejestrować zmianę temperatury ciała, mierzono temperaturę ciała w odbytnicy co godzinę po tFI, przez ponad przez 6 godzin w temperaturze pokojowej (około 22 ◦C).

Czas regeneracji myszoskoczków wynosił cztery dni po tFI, ponieważ komórki piramidalne zlokalizowane w regionie CA1 hipokampa zaczynają obumierać po czterech dniach po tFI [30,34,62].

4.3. Próba SMA

W celu zbadania zmian w nadpobudliwości we wszystkich grupach wykonano test SMA. W skrócie, jak opisano wcześniej [63], badanie SMA przeprowadzono w 1. dniu po tFI, ponieważ aktywność lokomotoryczna osiąga najwyższy poziom w 1. dniu po urazie niedokrwiennym po tFI.

Myszoskoczki wszystkich grup poddano adaptacji środowiskowej na dwie godziny i umieszczono w klatce na otwartym terenie (szerokość 44 cm; długość 44 cm; wysokość 30) otrzymanej od Ugo Basile SRL (Gemonio, Włochy), w której znajdowały się dwa równoległe, poziome Zainstalowano promienie podczerwieni 4 × 8 nad podłogą na jedną godzinę. SMA rejestrowano przy użyciu klatki Photobeam Activity System-Home Cage firmy San Diego Instruments (San Diego, Kalifornia, USA).

Ruch (trajektorię i całkowitą przebytą odległość) wykryto poprzez przerwanie układu wiązek podczerwieni wytwarzanych przez fotokomórki.

SMA monitorowano w sposób ciągły przez jedną godzinę, a dane zbierano przy użyciu analizatora AMB z IPC Electronics (Cumbria, Wielka Brytania).

Zbieranie danych rozpoczęto 15 minut po przyzwyczajeniu do klatki na otwartym terenie. Ostatecznie uzyskane wyniki przeliczono jako odległość (w metrach) przebycia w okresie badania (jedna godzina).

4.4. Testy funkcji poznawczych

4.4.1. RAMT

Aby porównać pamięć przestrzenną we wszystkich grupach, przeprowadzono RAMT zgodnie z wcześniejszymi badaniami [38,44]. Do tego testu wykorzystano labirynt promieniowy 8-ramienny firmy Stoelting Co (Wood Dale, IL, USA).

Instrument labirynt składał się z centralnej platformy i ośmiu ramion (każde ramię miało szerokość 5 cm, wysokość 9 cm, długość 35 cm). Myszoskoczki trenowano raz dziennie przez trzy dni przed.

Mianowicie, na końcową część każdego ramienia umieszczono granulat paszy uzyskany od DBL Co (Chungbuk, Korea), a każdy myszoskoczek umieszczono na centralnej platformie. Następnie myszoskoczek szukał pożywienia.

Po operacji pozorowanej lub tFI, prawdziwy test przeprowadzano raz dziennie przez cztery dni, zaczynając od następnego dnia po operacji.

Do analizy oszacowano liczbę błędów, przy czym jeden błąd występował za każdym razem, gdy myszoskoczek wchodził do ramienia, które było już wcześniej odwiedzane. Test został zakończony, gdy myszoskoczek spożył paszę.

4.4.2. POKLEPAĆ

Aby porównać pamięć krótkotrwałą w grupach, przeprowadzono PAT zgodnie z wcześniej opisanymi metodami [64,65] z pewnymi modyfikacjami. W skrócie, myszoskoczki zostały przetestowane przy użyciu systemu unikania Gemini (GEM 392) firmy San Diego Instruments (SanDiego, Kalifornia, USA), który składa się z dwóch przedziałów (ciemnej i jasnej), które komunikują się ze sobą za pośrednictwem przesuwanej pionowo bramki.

Sesje eksperymentalne przeprowadzono w dwóch fazach: sesji treningowej i prawdziwej sesji testowej przeprowadzonej dzień przed i cztery dni po operacji tFI lub operacji pozorowanej.

Prawdziwy test przeprowadzono 20 minut po sesji treningowej, mierząc czas opóźnienia (w sekundach) podczas pobytu w ciemnym pomieszczeniu. Mianowicie podczas sesji treningowej myszoskoczek mógł swobodnie eksplorować oba przedziały przez jedną minutę, przy otwartej bramce .

Następnie, gdy myszoskoczek wszedł do ciemnego przedziału, drzwi zamknięto, a myszoskoczkowi poddano wstrząs elektryczny (0,5 mA) za pomocą stalowej siatki umieszczonej na podłodze przez pięć sekund.

Podczas prawdziwej sesji testowej, czwartego dnia po tFI, myszoskoczka umieszczono w jasnej komorze i rejestrowano czas utajenia w jasnej komorze przed wejściem do ciemnej komory.

4,5. Analiza Western Blot dla TRPV1 i TRPV4

Aby zbadać poziomy ekspresji TRPV1 i TRPV4 w hipokampie myszoskoczka CA1, przeprowadzono technikę Western blot zgodnie z wcześniej opisanymi metodami [66,67].

W skrócie, zgodnie z wyznaczonym harmonogramem (30 minut, 12 godzin, 1 dzień, 2 dni i 4 dni po operacji pozorowanej lub tFI), myszoskoczki (n=5 w każdej grupie) podano znieczulenie do eutanazji poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe 200 mg/kg pentobarbitalu sodu (JW Pharm.Co., Ltd., Seul, Korea).

Następnie pobrano ich mózgi i homogenizowano za pomocą 50 mM soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS, pH 7,4) zawierającej 0,1 mM glikolu etylenowego-bis(eter aminoetylowy)-N, N, N{{ 11}}, kwas N0-tetraoctowy (EGTA) (pH 8,0), 10 mM kwas etylenodiaminotetraoctowy (EDTA) (pH 8,0), 0,2% Nonidet P{{17 }}, 15 mM pirofosforan sodu, 100 mM -glicerofosforan, 2 mM ortowanadan sodu, 50 mM NaF, 150 mM NaCl, 1 mM fluorek fenylometylosulfonylu (PMSF) i 1 mM ditiotreitol (DTT).

Następnie próbki odwirowano, a supernatanty pobrano w celu określenia poziomu białka przy użyciu zestawu testowego Micro BCA firmy Thermo Fisher Scientific Inc (Waltham, MA, USA) z albuminą bydlęcą od Pierce Chemical Co (Rockford, IL, USA).

Porcje zawierające 20 µg całkowitego białka gotowano w buforze obciążającym, 150 mM Tris (pH 6,8) zawierającym 6% dodecylosiarczanu sodu (SDS), 3 mM DTT, 0,3% błękitu bromofenolowego i 30% gliceryny.

Próbki rozdzielono metodą elektroforezy w 10% żelu poliakrylamidowym z SDS (PAGE). Następnie żele przeniesiono na membrany nitrocelulozowe firmy Pall Co (East Hills, NY, USA) przy 350 mA i 4°C przez 90 minut.

Aby zablokować nieswoiste barwienie, membrany inkubowano w 5% odtłuszczonym mleku przez 60 minut w temperaturze pokojowej. Następnie poddano je reakcji immunologicznej z każdym przeciwciałem pierwszorzędowym: króliczym anty-TRPV1 (rozcieńczonym 1:1000) (Abcam, Cambridge, UK), króliczym anty-TRPV4 (rozcieńczonym 1:1000) (Abcam) i króliczym anty-- - aktyna (rozcieńczona 1:2000) (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) w 4°C przez 7 godzin.

Następnie poddano je reakcji ze sprzężoną z peroksydazą chrzanową (HRP) oślim przeciwciałem przeciwko króliczym IgG (rozcieńczonym 1:4500) (Santa Cruz Biotechnology, Santa Cruz, Kalifornia, USA) w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę.

Na koniec w celu poprawy wizualizacji zastosowano zestaw do chemiluminescencji na bazie glinolu firmy Thermo Fisher Scientific Inc (Waltham, MA, USA).

Jak opisano wcześniej [68], immunobloty TRPV1 i TRPV4 analizowano przy użyciu oprogramowania Scion Image firmy Scion Crop (Frederick, MD, USA). Zeskanowano prążki i przeprowadzono analizę densytometryczną. Poziomy białka znormalizowano w stosunku do odpowiedniego poziomu -aktyny.

4.6. Przygotowanie skrawków histologicznych

Do badań immunohistochemicznych i histopatologicznych myszoskoczki (n=7 dla każdej grupy) uśmiercono zgodnie z wyznaczonym harmonogramem (30 minut, 12 godzin, 1 dzień, 2 dni i 4 dni po tFI lub operacji pozorowanej).

Jak opisano wcześniej [34], myszoskoczki głęboko znieczulono pentobarbitalem sodu (200 mg/kg) (JW Pharmaceutical, Seul, Korea). W znieczuleniu myszoskoczki przepłukano przezsercowo 0,1 M solą fizjologiczną buforowaną fosforanem (pH 7,4) i utrwalono 4% paraformaldehydem (w 0,1 M buforze fosforanowym, pH 7,4).

Następnie pobrano ich mózgi i utrwalono je za pomocą tego samego utrwalacza przez sześć godzin. Następnie pocięto tkanki mózgowe (grubość płaszczyzn koronowych 25 µm) w akriostacie (Leica, Wetzlar, Niemcy).

4.7. Barwienie histochemiczne przy użyciu CV

Aby zbadać uszkodzenia morfologiczne i neuronalne w hipokampie każdej grupy, przeprowadzono barwienie fioletem krezylowym (CV), jak opisano wcześniej [69]. W skrócie, octan fioletu krezylowego (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) rozpuszczono w stężeniu 1,0% (w/v) w wodzie destylowanej i lodowatym kwasie octowym (0.28 %) dodano do tego roztworu. Skrawki wybarwiono i zatopiono balsamem kanadyjskim (Kanto, Tokio, Japonia).

4.8. Barwienie FJ B

Barwienie FJ B przeprowadzono w celu zbadania zwyrodnienia neuronów (śmierć lub utrata). Zgodnie z opublikowaną procedurą [34] przygotowane skrawki mózgu namoczono w 1% wodorotlenku sodu, natychmiast przeniesiono do 0.06% nadmanganianu potasu i szybko poddano reakcji z 0,0004% Fluoro-Jade B (Histochem , Jefferson, AR, USA).

Skrawki krótko przemyto i umieszczono na szkiełku podgrzewającym (około 50°C) do reakcji z FJ B. Aby ocenić działanie terapeutyczne OXC przeciwko tFI, zliczono liczbę komórek FJ B+ w regionie CA1 zgodnie z metodą opublikowaną w [ 70].

W skrócie, cyfrowe obrazy komórek FJ B+ wykonano z pięciu skrawków każdego myszoskoczka przy użyciu mikroskopu epifluorescencyjnego (Carl Zeiss) (Oberkochen, Niemcy) przy długości fali 450–490 nm. Komórki zliczano na powierzchni 250 µm2, w tym SP, w środku regionu CA1, stosując system analizy obrazu (Optimas 6.5) (CyberMetrics, Scottsdale, AZ, USA).

4.9. Immunohistochemia

Aby zbadać zmiany w immunoreaktywności NeuN, TRPV1 i TRPV4 w regionie CA1, przeprowadzono ogólną immunohistochemię. W skrócie, zgodnie z opublikowaną metodą [34], przygotowane skrawki mózgu inkubowano z przeciwciałami pierwotnymi – mysim anty-NeuN (rozcieńczonym, 1:1100) (Chemicon, Temecula, Kalifornia, USA), mysim anty-TRPV1 (rozcieńczonym, 1:500) (Abcam, Cambridge, UK) i królicze anty-TRPV4 (rozcieńczone, 1:500) (Abcam, Cambridge, UK).

Następnie te inkubowane skrawki inkubowano z odpowiednimi przeciwciałami wtórnymi (rozcieńczonymi, 1:250) (Vector Laboratories Inc., Burlingame, Kalifornia, USA) i wywoływano przy użyciu Vectastain ABC (rozcieńczony, 1:250) (Vector Laboratories Inc., Burlingame, Kalifornia , Stany Zjednoczone). Wreszcie, te skrawki poddane reakcji immunologicznej nabrały koloru po wizualizacji za pomocą 3,3'-diaminobenzydyny.

Liczbę komórek NeuN+ zliczano w następujący sposób. Cyfrowe obrazy komórek NeuN+ wykonano z pięciu skrawków każdego myszoskoczka przy użyciu mikroskopu świetlnego (AxioM1) (Carl Zeiss, Niemcy).

Komórki zliczano w taki sam sposób jak liczbę komórek FJ B+. Aby ocenić gęstość struktur TRPV1+ i TRPV4+, wykorzystano odpowiednie obszary w regionie CA1 w pięciu skrawkach na zwierzę. Obrazy struktur TRPV1+ i TRPV4+ wykonano przy użyciu mikroskopu świetlnego AxioM1 (Carl Zeiss) (Niemcy).

Gęstości struktur TRPV{{0}} i TRPV4+oszacowano jako względną gęstość optyczną (ROD). W tym celu obrazy zostały przekształcone do średniego poziomu szarości. ROD przedstawiono jako procent przy użyciu programu Adobe Photoshop (wersja 8.0) i oprogramowania NIH Image J (NationalInstitutes of Health, Bethesda, MD, USA).

4.10. Analiza statystyczna

Dane przedstawiliśmy jako średnie ± błąd standardowy średniej (SEM). Wszystkie analizy statystyczne przeprowadzono za pomocą programu GraphPad Prism (wersja 5.0) (GraphPadSoftware, La Jolla, Kalifornia, USA). Różnice w średnich między grupami eksperymentalnymi analizowano statystycznie za pomocą dwukierunkowej analizy wariancji (ANOVA) za pomocą testu porównań wielokrotnych post hoc Bonferroniego w celu wyjaśnienia różnic związanych z tFI pomiędzy wszystkimi grupami. Istotność statystyczną uznano przy p < 0. 05.

Wkład autorów: Konceptualizacja: M.-HW i T.-KL; Metodologia, J.-CL i DWK; Oprogramowanie, H.-IK i MCS; Walidacja, JHA, IJK i JHP; Dochodzenie, J.-CL, H.-IK i M.CS; Przetwarzanie danych, JHC, IJK i JHP; Pisanie – przygotowanie oryginalnego projektu, H.-IK i J.-CL; Pisanie-recenzja i redakcja, M.-HW; Nadzór, S.-SL; Administracja Projektu, M.-HW; Funding Acquisition, S.-SL i T.-KL Wszyscy autorzy przeczytali i zgodzili się na opublikowaną wersję manuskryptu.

Finansowanie: Ta praca była wspierana przez Brain Korea 21 (BK21) Fostering Outstanding Universities for Research (FOUR, 4220200913807) ufundowaną przez Koreańską Narodową Fundację Badań (NRF) oraz przez Program Badań Podstawowych za pośrednictwem Koreańskiej Narodowej Fundacji Badawczej (NRF). finansowane przez Ministerstwo Edukacji (NRF-2020R1I1A1A01070897).

Oświadczenie Instytucjonalnej Komisji Rewizyjnej: Myszoskoczki zostały wyhodowane w Centrum Zwierząt Doświadczalnych Uniwersytetu Narodowego w Kangwon (Chuncheon, Korea). Na potrzeby tego badania protokół eksperymentu został zatwierdzony (nr zatwierdzenia, KW-200113-1; data zatwierdzenia: 18 lutego 2020 r.) przez Instytucjonalną Komisję ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystywania.

Protokół badawczy był zgodny z wytycznymi sugerowanymi w „Aktualnych przepisach i politykach międzynarodowych” Przewodnika dotyczącego opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych opublikowanego przez The National Academies Press (wyd. 8, 2011).

Oświadczenie o świadomej zgodzie: Nie dotyczy.

Oświadczenie o dostępności danych: Dane przedstawione w tym badaniu są dostępne na żądanie od odpowiedniego autora.

Podziękowania: Autorzy dziękują Hyun Sook Kim i Seung Uk Lee za pomoc techniczną w tym badaniu.

Konflikt interesów: Autorzy zadeklarowali brak finansowego konfliktu interesów.

Skróty

CA1: podpole Cornu Ammonis 1; OUN, centralny układ nerwowy; CV, fiolet krezylowy; DG, zakręt zębaty; FJ B, Fluoro-Jade B; HyT, hipotermia; NeuN, jądra neuronowe; OXC, okskarbazepina; PAT, test biernego unikania; ROD, względna gęstość optyczna; SMA, spontaniczna aktywność ruchowa; SO, warstwa oriens; SP, warstwa piramidalna; SR, warstwa promienista; tFI, przejściowe niedokrwienie przodomózgowia; TRPV1, potencjał receptora przejściowego waniloidowego typu 1.

Referencje

1. Busto, R.; Dietrich, WD; Globus, MÓJ; Valdes, I.; Scheinberg, P.; Ginsberg, MD Niewielkie różnice w wewnątrzniedokrwiennej temperaturze mózgu w decydującym stopniu determinują zakres niedokrwiennego uszkodzenia neuronów. J. Cereb. Metab przepływu krwi. 1987, 7, 729–738. [CrossRef] [PubMed]

2. Maher, J.; Hachinski, V. Hipotermia jako potencjalne leczenie niedokrwienia mózgu. Cerebrovasc. Metab mózgu. Obj. 1993, 5277–300.

3. Pielęgniarka S.; Corbett, D. Neuroprotekcja po kilku dniach łagodnej hipotermii polekowej. J. Cereb. Metab przepływu krwi. 1996, 16,474–480. [Odniesienie]

4. Fisher, M.; Feuerstein, G.; Howells, DW; Hurn, Pensylwania; Kent, Teksas; Savitz, SI; Lo, EH; Group, S. Aktualizacja zaleceń przedklinicznych okrągłego stołu w branży terapii udarowej. Udar mózgu 2009, 40, 2244–2250. [Odniesienie]

5. Liu, L.; Yenari, MA Hipotermia terapeutyczna: mechanizmy neuroprotekcyjne. Przód. Biologia. 2007, 12, 816–825. [Odniesienie]

6. Lyden, PD; Krieger, D.; Yenari, M.; Dietrich, WD Hipotermia terapeutyczna w ostrym udarze. Wewnętrzne J. Udar mózgu 2006, 1, 9–19. [CrossRef] [PubMed]

7. Klassman, L. Hipotermia terapeutyczna w ostrym udarze. J. Neurosci. Pielęgniarki. 2011, 43, 94–103. [Odniesienie]

8. Groysman, LI; Emanuel, BA; Kim-Tenser, MA; Sung, GY; Mack, WJ Hipotermia terapeutyczna w ostrym udarze niedokrwiennym mózgu. Neurosurg. Fokus 2011, 30, E17. [CrossRef] [PubMed]

9. Schwab, S.; Georgiadis, D.; Berrouschot, J.; Schellinger, PD; Graffagnino, C.; Mayer, SA Możliwość i bezpieczeństwo umiarkowanej hipotermii po masywnym zawale półkuli. Udar mózgu 2001, 32, 2033–2035. [Odniesienie]

10. Katz, LM; Młody, AS; Frank, JE; Wang, Y.; Park, K. Regulowana hipotermia zmniejsza stres oksydacyjny mózgu po niedokrwieniu niedotlenionym. Rozdzielczość mózgu 2004, 1017, 85–91. [Odniesienie]

11. Liu, K.; Khan, H.; Geng, X.; Zhang, J.; Ding, Y. Hipotermia farmakologiczna: potencjał przyszłej terapii udaru? Neurol. Rez.2016, 38, 478–490. [Odniesienie]

12. Ma, J.; Wang, Y.; Wang, Z.; Li, H.; Wang, Z.; Chen, G. Neuroprotekcyjne działanie polekowej hipotermii terapeutycznej w chorobach ośrodkowego układu nerwowego. Aktualny Cele narkotykowe 2017, 18, 1392–1398. [Odniesienie]

13. Calabresi, P.; Cupini, LM; Centonze, D.; Pisani, F.; Bernardi, G. Leki przeciwpadaczkowe jako możliwa strategia neuroprotekcyjna w niedokrwieniu mózgu. Anna. Neurol. 2003, 53, 693–702. [Odniesienie]

14. Tanaka, T.; Litofsky, NS Leki przeciwpadaczkowe w urazowym uszkodzeniu mózgu u dzieci. Ekspert ks. Neurother. 2016, 16, 1229–1234.[CrossRef]

For more information:1950477648nn@gmail.com