Niedokrwienie in vivo indukuje utlenianie kardiolipiny w mitochondriach nerek szczura

Proste podsumowanie

Kardiolipina mitochondrialna jest unikalnym fosfolipidem, który odgrywa istotną rolę w syntezie ATP. Zaobserwowano, że niedokrwienie/reperfuzja powoduje uszkodzenie kardiolipin w sercu lub tkankach mózgowych; jednak znaleziono bardzo mało danych dotyczących kardiolipin nerkowych i związanych z nimi uszkodzeń po niedokrwieniu/reperfuzji. Stres oksydacyjny odgrywa kluczową rolę podczas reperfuzji. Jednak nawet podczas niedokrwienia kardiolipiny mogą ulec utlenieniu. Dlatego staraliśmy się ocenić utlenianie kardiolipiny podczas niedokrwienia nerek in vivo. Niedokrwienie nerek in vivo wywołano u samców szczurów Wistar przez 30–60- minut; następnie wyizolowaliśmy mitochondria nerkowe, wyekstrahowaliśmy lipidy i przeanalizowaliśmy kardiolipinę, stosując metody chromatograficzne i spektrometrię mas. Wyniki pokazały, że już po 30 minutach niedokrwienia in vivo ilość dominującego gatunku kardiolipiny zmniejszyła się prawie o połowę, a wraz z wydłużaniem czasu niedokrwienia malała dalej. Kardiolipina została utleniona nawet ośmioma dodatkowymi atomami tlenu, uzyskując osiem różnych rodzajów z wieloma formami izomerycznymi. Pokazuje to, że nawet po niedokrwieniu poziom kardiolipiny ulega zmianie i powstaje wiele produktów utleniania kardiolipiny, które mogą również potencjalnie zostać zmodyfikowane w bardziej szkodliwe lipidowe cząsteczki sygnałowe, które mogą wywoływać większe uszkodzenia mitochondriów.

Abstrakcyjny

Kardiolipina jest mitochondrialnym fosfolipidem, który odgrywa znaczącą rolę w bioenergetyce mitochondriów. Kardiolipina jest utleniana w warunkach takich jak stres oksydacyjny, który występuje podczas niedokrwienia/reperfuzji; wiadomo jednak, że nawet podczas niedokrwienia powstaje wiele reaktywnych form tlenu. Naszym celem było przeanalizowanie wpływu niedokrwienia in vivo na utlenianie kardiolipiny. Dorosłe samce szczurów Wistar znieczulono; Otwarto brzuchy i umieszczono klipsy mikronaczyniowe na tętnicach nerkowych na 30, 40 lub 60 min, powodując niedokrwienie. Po niedokrwieniu pobrano nerki, wyizolowano mitochondria i ekstrahowano lipidy do analizy chromatograficznej i spektrometrii mas tetraliny oleoilokardiolipiny i produktów jej utleniania. Analiza chromatograficzna i spektrometria mas wykazały 47-procentowy, 68-procentowy i 74-procentowy spadek tetralinowo-oleoilokardiolipiny odpowiednio po 30 minutach, 40 minutach i 60 minutach niedokrwienia nerek (p < 0,05). W mitochondriach nerki szczura zidentyfikowano osiem różnych produktów utleniania kardiolipiny z maksymalnie ośmioma dodatkowymi atomami tlenu. W sumie 40 minut niedokrwienia spowodowało średnio 6,{13}}krotny wzrost wszystkich utlenionych form kardiolipiny. Przedstawiamy dowody, że samo niedokrwienie nerek in vivo indukuje utlenianie i wyczerpywanie tetraliny oleoilo-kardiolipiny w mitochondriach nerki szczura.

Słowa kluczowe

kardiolipina; niedokrwienie; utlenianie; mitochondria; nerka; stres oksydacyjny.

Kliknij tutaj, aby dowiedzieć się, czym jest Cistanche

Wstęp

Kardiolipina (CL) jest unikalnym fosfolipidem występującym głównie w błonach mitochondrialnych i bakteryjnych błonach plazmatycznych [1]. W mitochondriach większość CL znajduje się w błonie wewnętrznej (IMM), stanowiąc około 20 procent całkowitej zawartości fosfolipidów IMM [2]. Struktura tego fosfolipidu jest dimeryczna i obejmuje cztery tłuszczowe łańcuchy acylowe, które dają początek różnym kombinacjom dekadenckich kwasów i form cząsteczkowych kardiolipiny. Chociaż wiele gatunków CL znajduje się w tkankach ssaków, jest jeden gatunek, tetralinoleil-CL, który występuje najliczniej [3,4]. Na przykład ten gatunek CL obejmuje około 80 procent wszystkich kardiolipin w sercach ludzi, gryzoni i bydła. Zaobserwowano, że kwas linolowy jest najobficiej występującym kwasem tłuszczowym w kardiolipinach, które znajdują się w wątrobie, nerkach, mięśniach i śledzionie [5,6]. Ta unikalna struktura kardiolipiny nadaje jej specjalne właściwości i funkcje w mitochondriach. CL bierze udział w morfologii błony mitochondrialnej, bioenergetyce, transporcie metabolitów, mitofagii, odpowiedzi immunologicznej i apoptozie [7–10]. Być może jedną z najważniejszych funkcji kardiolipin jest ich interakcja z mitochondrialnymi kompleksami łańcucha oddechowego – kardiolipina jest niezbędna dla ich stabilności i optymalnej funkcji systemu fosforylacji oksydacyjnej. Wcześniejsze badania wykazały, że kardiolipina jest niezbędna do optymalnego funkcjonowania kompleksu I, kompleksu II, kompleksu III, cytochromu c oraz syntazy trifosforanu adenozyny (ATP) [10–15]. Wykazano również, że kardiolipina może zwiększać efektywność fosforylacji oksydacyjnej o co najmniej 35 procent [16]. Zatem każde uszkodzenie kardiolipiny może spowodować dysfunkcję mitochondriów i dalsze patologiczne kaskady. Zmiany struktury i ilości kardiolipin obserwowano podczas takich patologii jak zespół Bartha, choroby sercowo-naczyniowe i neurodegeneracyjne oraz niedokrwienie/reperfuzja mięśnia sercowego [3,17–20].

Zmiany strukturalne kardiolipiny mogą zachodzić głównie podczas stresu oksydacyjnego, kiedy kardiolipina jest utleniana w wyniku ataku reaktywnych form tlenu (ROS). Mitochondria są uważane za znaczące źródło produkcji RFT; dlatego biorąc pod uwagę lokalizację kardiolipiny oraz dużą liczbę wielonienasyconych kwasów tłuszczowych, CL staje się wysoce podatny na utlenianie [21,22]. W warunkach fizjologicznych produkcja i usuwanie RFT są ściśle kontrolowane; zaobserwowano jednak, że produkcja ROS wzrasta w różnych stanach patologicznych, takich jak niedokrwienie/reperfuzja, starzenie się i choroby zwyrodnieniowe [23]. Wykazano, że niedokrwienie/reperfuzja mięśnia sercowego powoduje znaczną utratę kardiolipiny w mitochondriach serca szczura i zmniejszoną aktywność kompleksów łańcucha transportu elektronów I, III i IV [11–13]. Krótkie okresy niedokrwienia mogą nie wpływać na układ antyoksydacyjny; jednakże przedłużające się niedokrwienie (np. 60 min niedokrwienia serca) uszkadza łańcuch transportu elektronów i zwiększa wytwarzanie RFT nawet wtedy, gdy pozostaje 1,5% tlenu [23,24]. Zwiększone wytwarzanie ROS podczas niedokrwienia może już indukować utlenianie wielonienasyconych kwasów tłuszczowych w CL z tworzeniem nadtlenków lipidów i powodować dalsze uszkodzenia mitochondriów.

Przeprowadzono wiele badań analizujących zmiany kardiolipin po niedokrwieniu/reperfuzji mięśnia sercowego [18,19,25,26]. Jednak nie ma wystarczających informacji na temat wpływu niedokrwienia/reperfuzji nerek na kardiolipinę w mitochondriach nerek. Ponieważ w ogóle nie ma danych na temat zmian kardiolipiny podczas niedokrwienia nerek, niniejsze badanie miało na celu ocenę jakościowych i ilościowych zmian kardiolipiny w mitochondriach nerki po ciepłym niedokrwieniu in vivo. To badanie pokazuje, że niedokrwienie nerek in vivo powoduje peroksydację CL. Za pomocą metody ultrasprawnej chromatografii cieczowej ze spektrometrią mas (UPLC-MS) zidentyfikowano kilka rodzajów molekularnych kardiolipiny zawierających do ośmiu dodatkowych atomów tlenu przyłączonych do wielonienasyconych kwasów tłuszczowych.

efekty Cistanche'a

Materiały i metody

1. Zwierzęta i eksperymentalny model niedokrwienia in vivo

Procedury eksperymentalne zastosowane w niniejszym badaniu przeprowadzono zgodnie z litewskim Komitetem Dobrej Praktyki Wykorzystywania Zwierząt Laboratoryjnych (nr G{{0}}, 2021-03- 02). Dorosłe samce szczurów rasy Wistar o wadze 2{11}}0–250 g były trzymane w standardowych warunkach laboratoryjnych, utrzymywano naturalny cykl światła i ciemności i miały swobodny dostęp do pożywienia i wody ad libitum. Zwierzęta aklimatyzowano do warunków laboratoryjnych przed doświadczeniem. Do znieczulenia użyto pentobarbitalu i ketaminy. Klipsy naczyniowe umieszczono na tętnicach nerkowych szczurów w celu wywołania niedokrwienia nerek (37°C) in vivo. Niedokrwienie potwierdzono obserwując zmianę koloru nerek z czerwonego na fioletowy w ciągu ~2 minut. Po zakończeniu niedokrwienia (30 min, 40 min lub 60 min) klipsy zdjęto, a nerki usunięto i przemyto do krwi w zimnym (0–4°C) 0,9% roztworze KCl. Następnie tkankę nerki wykorzystano do izolacji mitochondriów. Szczury operowane pozornie (grupa kontrolna) przeszły identyczne procedury chirurgiczne, z wyjątkiem zastosowania klipsów naczyniowych.

2. Izolacja mitochondriów nerek

Tkankę nerki pocięto na małe kawałki i homogenizowano w pożywce izolacyjnej zawierającej 250 mM sacharozę, 10 mM Tris HCl i 1 mM kwas etylenodiaminotetraoctowy (EDTA) (pH 7,3). Frakcje cytosolowe i mitochondrialne rozdzielono przez wirowanie różnicowe (5 min przy 750 x g i 10 min przy 10, 000 x g, dwa razy), a osad zawieszono w pożywce izolacyjnej. Peletkę wykorzystano do oznaczania białka metodą biuretową, oznaczania funkcji mitochondriów oraz ekstrakcji fosfolipidów.

3. Określenie funkcji mitochondriów

Określono funkcję mitochondriów, aby potwierdzić niedokrwienne uszkodzenie mitochondriów. Dokonano tego, mierząc oddychanie mitochondrialne (zużycie tlenu) za pomocą wariografu Oroboros{{0}}k w 2 ml pożywki inkubacyjnej (150 mM KCl, 10 mM Tris ·Cl, 5 mM KH2PO4, 1 mM MgCl2 × 6H2O) przy pH 7,3 i 37°C. Oddychanie w stanie II (V0) mierzono w obecności 5 mM glutaminianu i 5 mM jabłczanu jako substratów zależnych od kompleksu I. Oddychanie w stanie III (V3) mierzono przez dodanie 2 mM difosforanu adenozyny (ADP). Przepuszczalność zewnętrznej błony mitochondrialnej oceniano przez dodanie 32 µM cytochromu c (V3 plus cytc). Oddychanie hamowano przez dodanie 0,12 mM karboksyatraktylozydu (Vcat) i oceniano zmiany szybkości oddychania, które wskazywały na zmiany w przepuszczalności błony wewnętrznej mitochondriów. Akwizycję i analizę danych w czasie rzeczywistym przeprowadzono za pomocą oprogramowania Datlab 5 (Oroboros Instruments, Innsbruck, Austria). Wskaźniki zużycia tlenu wyrażono jako pmol/s/0,25 mg białka mitochondrialnego. Oryginalne krzywe oddychania mitochondrialnego w grupach kontrolnych i niedokrwiennych (30, 40, 60 min) przedstawiono na rycinie 1.

Rycina 1. Zużycie tlenu w mitochondriach nerki w grupach kontrolnych i niedokrwionych. Na krzywych niebieski ślad reprezentuje stężenie tlenu (nmol/ml), a czerwony ślad przedstawia przepływ tlenu (pmol/s/0,25 mg białka mitochondrialnego). Vg: szybkość oddychania w obecności 0,5 mg/ml mitochondriów (mieszanka) i substratów, 5 mM glutaminianu i 5 mM jabłczanu; V3: maksymalna częstość oddychania po dodaniu 2 mM ADP; V3 plus cyte: częstość oddychania po dodaniu 32 uM cytochromu c; Vcat: częstość oddychania po dodaniu 0,12 mM karboksylotraktylozydu. Zaobserwowano, że oddychanie mitochondrialne było zmniejszone we wszystkich grupach z niedokrwieniem w porównaniu z grupą kontrolną.

Cistanche tubulosa

4. Ekstrakcja fosfolipidów z mitochondriów nerek

Ekstrakcję fosfolipidów z mitochondriów nerki przeprowadzono zmodyfikowaną metodą Folcha [27]. W sumie 500 µl zawiesiny mitochondriów zmieszano z 1 ml dejonizowanej wody, 2 ml metanolu i 4 ml chloroformu (1:2:4 obj.). Mieszaninę wirowano w temperaturze pokojowej przy prędkości 2000 x g przez pięć minut. Dolną fazę chloroformową zawierającą lipidy odzyskano i odparowano w szklanej fiolce w strumieniu N2. Pozostałą górną fazę zmieszano z dodatkowymi 2 ml chloroformu i ponownie odwirowano. Następnie dolną fazę odzyskano i dodano do szklanej fiolki. Ten ostatni etap powtórzono dwukrotnie, aby odzyskać jak najwięcej lipidów z mieszaniny. Po zatężeniu w strumieniu N2 osad ponownie zawieszono w 100 µl chloroformu i 500 µl izopropanolu (1:5 obj.) i przesączono przez filtr strzykawkowy 45 µm przed analizą.

5. Utlenianie wzorca kardiolipiny

Cardiolipin standard (cardiolipin sodium salt from bovine heart, >97 procent (TLC)) liofilizowany proszek, Sigma Aldrich, St. Louis, MO, USA) utleniono stosując metodę opartą na metodzie opisanej przez Kagana i Tyurinę (28,29). Standard kardiolipiny rozpuszczono w buforze fosforanowym (K2HPO {{ 4}} mM, KHPO {5}} mM, podwójnie destylowana H2O; pH 7,4) i worteksować. Mieszaninę umieszczono w łaźni ultradźwiękowej na 3 minuty w celu utworzenia pęcherzyków lipidowych. Mieszaninę potraktowano cytochromem c (30 uM) i H2O (400 uM) przez jedną godzinę w łaźni wodnej w temperaturze 37 C. H2O2 dodawano co 15 minut (w sumie cztery razy) podczas okresu inkubacji. Następnie lipidy ekstrahowano w rozpuszczalniku chloroform/metanol stosując metodę opisaną wcześniej.

6. Separacja i ocena kardiolipiny

Separację i analizę kardiolipin z naszych próbek standardowych i mitochondrialnych przeprowadzono za pomocą ultra-skutecznej chromatografii cieczowej - spektrometrii masowej (UPLC-MS) przy użyciu chromatografu Waters Acquity UPLC połączonego ze spektrometrem masowym Xevo TQD (potrójny kwadrupol) z jonizacją przez elektrorozpylanie (ESI). Do analizy UPLC zastosowano kolumnę Aquity UPLC BEH C18 1,7 µm. Zastosowana metoda opierała się na metodzie wysokosprawnej chromatografii cieczowej z tandemową spektrometrią mas z odwróconą fazą par jonów (HPLC-MS/MS), która została opisana przez Kim i in. [30]. W elucji gradientowej zastosowano dwa eluenty: eluent A (450 ml acetonitrylu, 50 ml wody, 2,5 ml trietyloaminy, 2,5 ml lodowatego kwasu octowego) i eluent B (450 ml izopropanolu, 50 ml wody, 2,5 ml trietyloaminy, 2,5 ml lodowatego kwasu octowego). Gradient elucji przedstawiono w tabeli 1.

7. Analiza statystyczna

Dane ilościowe przedstawiono jako średnie ± błąd standardowy. Analizę statystyczną i wizualizację graficzną przeprowadzono przy użyciu pakietu oprogramowania SigmaPlot v14. 0 (Systat Software Inc., Chicago, IL, USA). Do porównania średnich grup zastosowano jednokierunkową ANOVA, a następnie test post hoc Dunna dla procedury wielokrotnego porównania parami. Dodatkowo dla każdego porównania średnich par zastosowano test t Studenta/Welcha, jeśli test normalności Shapiro-Wilka został zaliczony; W innym przypadku zastosowano test Sum Rank Manna-Whitneya. Wartości p < 0,05 uznano za istotne statystycznie.

Kapsułki Cistanche

Dyskusja

Niedokrwienie i reperfuzja pozostają poważnym problemem klinicznym, który uszkadza zajęte narządy i tkanki. Mechanizm molekularny tego uszkodzenia obejmuje zwiększone wytwarzanie reaktywnych form tlenu w mitochondriach oraz peroksydację i wyczerpanie kardiolipin, co z kolei upośledza fosforylację oksydacyjną mitochondriów oraz integralność mitochondriów i komórek [21,32,33]. Uszkodzenie mitochondriów występuje już podczas niedokrwienia i chociaż poziom tlenu jest obniżony, reaktywne formy tlenu są nadal generowane na poziomie wystarczającym do utlenienia i wyczerpania kardiolipiny [34]. Peroksydacja kardiolipiny podczas niedokrwienia-reperfuzji była głównie analizowana w mitochondriach serca; brakuje jednak badań dotyczących kardiolipiny w mitochondriach nerek.

To badanie pokazuje po raz pierwszy, że oleoilokardiolipina tetraliny jest modyfikowana oksydacyjnie i zubożona w mitochondria nerki szczura podczas niedokrwienia nerek in vivo. W pierwszym etapie do utleniania in vitro użyto standardowej tetralinowej oleoilokardiolipiny z użyciem cytochromu c oraz nadtlenku wodoru do analizy produktów utleniania kardiolipiny. Ponieważ kardiolipina ściśle oddziałuje z cytochromem c w mitochondriach, kardiolipina może być łatwo utleniana przez peroksydazę cytochromu c [35]. Dodatkowo Aluri i in. wykazali, że podczas niedokrwienia i reperfuzji serca myszy, zahamowanie dystalnej części łańcucha transportu elektronów, głównie kompleksu IV, wywołuje aktywność peroksydazy cytochromu c, która wraz z nadtlenkiem wodoru może łatwo utleniać kardiolipinę [36]. Za pomocą UPLC-MS oceniono osiem produktów utleniania kardiolipiny, które miały od jednego do ośmiu dodatkowych atomów tlenu przyłączonych do kwasów linolowych. Na podstawie wyników spektrometrii mas na pojedynczym kwasie linolowym można było znaleźć do czterech atomów tlenu w postaci wodorotlenków lub wodoronadtlenków. Podobne wyniki opublikowali również Kim i wsp.; jednakże zastosowano różne środki utleniające, w szczególności powietrze/2,2'-azobis-2-metylo-propanimidamid, dichlorowodorek (AAPH)/fotosensybilizator i światło. Ponadto podobne wyniki opublikowali również Helmer i wsp., którzy zastosowali reakcję Fentona. Autorzy szczegółowo opisali produkty utleniania kardiolipiny z dodatkowymi dwoma i czterema atomami tlenu. Chociaż Helmer i in. wykazali, że na kardiolipinie wykryto do ośmiu atomów tlenu, nie podano dalszych szczegółów na temat pozostałych form kardiolipiny [30,37]. Wzorce fragmentacji jonów były podobne do tych opisanych w tym badaniu, co może wskazywać, że utlenianie kardiolipiny za pomocą cytochromu c i nadtlenku wodoru przebiega według tych samych wzorców utleniania. Wśród produktów utleniania standardowej kardiolipiny dominującą formą była kardiolipina z dwoma dodatkowymi atomami tlenu – wodoronadtlenek kardiolipiny, co zaobserwowali również Helmer i wsp. [37]. Jednak nasze badanie pokazuje, że w warunkach in vivo względne ilości utlenionych form kardiolipiny mogą się różnić, ponieważ najliczniejszymi formami były kardiolipina z dodatkowymi pięcioma i czterema atomami tlenu w kontrolnych i niedokrwiennych mitochondriach nerki szczura. Wskazuje to, że wodoronadtlenek kardiolipiny może nadal być reaktywny i ulegać dalszemu utlenianiu in vivo, tworząc nieco bardziej stabilne utlenione formy kardiolipiny.

W kolejnym zestawie eksperymentów przeanalizowaliśmy ilościowe i jakościowe zmiany kardiolipiny nerki szczura po 30–60 minutach niedokrwienia in vivo. Po pierwsze, ustalono, że poziomy tetralinoleoilokardiolipiny i trilinoleoilo-monooleoilokardiolipiny są prawie takie same w mitochondriach nerki szczura, co sprawia, że ​​oba z nich dominują. Po 30 minutach niedokrwienia in vivo poziomy obu rodzajów kardiolipin zmniejszają się o połowę; jednakże dopiero po 30 min i 40 min niedokrwienia spadek jest istotny dla tetraliny oleoilokardiolipiny. Petrosillo i in. przeanalizowali peroksydację kardiolipin w niedokrwionych sercach szczurów i wykazali, że 30 minut niedokrwienia spowodowało spadek zawartości kardiolipin o 28% [33]. Podobne wyniki uzyskali Lesnefsky i in. podczas analizy mitochondriów serca królika w warunkach niedokrwiennych. W sumie 30-minutowe niedokrwienie spowodowało nieznaczny spadek zawartości kardiolipiny i cytochromu c w mitochondriach podnaczyniowych; nie zaobserwowano jednak zmian w zawartości kardiolipiny ani cytochromu c w mitochondriach międzyfibrylarnych [25]. Chen i Lesnefsky dalej badali ten model niedokrwienia i stwierdzili, że po 30 i 45 minutach niedokrwienia produkcja nadtlenku wodoru znacznie wzrosła, co oznacza, że ​​kardiolipina może być łatwo utleniana w warunkach niedokrwienia [38]. Wykazano również, że nawet 20 min ciepłego niedokrwienia nerek in vitro powodowało znaczne uszkodzenie mitochondrialnego układu fosforylacji oksydacyjnej oraz wzrost aktywności czynnika proapoptotycznego [39]. Jednak eksperymenty te przeprowadzono ex vivo/in vitro i jak dotąd przeprowadzono niewiele eksperymentów in vivo, które dostarczyłyby jakichkolwiek informacji o zmianach kardiolipiny podczas samego niedokrwienia, zwłaszcza w nerkach. Kim i in. przeanalizowali zawartość kardiolipiny w mózgu i sercu szczura po zatrzymaniu krążenia wywołanym asfiksją i odkryli, że oleoilokardiolipina tetraliny jest tylko nieznacznie wyczerpana w sercu szczura, ale nie w mózgu, po 30 minutach zatrzymania krążenia [40]. Liu i in. wywołali 45-minutowe niedokrwienie nerki szczura in vivo i odkryli, że mitochondria komórek śródbłonka naczyń włosowatych nerki uległy spuchnięciu z utratą błon cristae, które zostały osłabione przez peptyd SS -31 ukierunkowany na kardiolipinę. Mimo że autorzy nie analizowali kardiolipiny, ich wyniki wskazują, że utrata kardiolipiny mogła wywołać zmiany morfologiczne w mitochondriach [41].

Niewiele wiadomo na temat produktów utleniania kardiolipiny podczas niedokrwienia, zwłaszcza niedokrwienia in vivo. To badanie pokazuje, że niedokrwienie nerek szczura in vivo powoduje utlenianie oleilo-kardiolipiny tetraliny z maksymalnie ośmioma dodatkowymi atomami tlenu, tworząc osiem produktów utleniania. Lesnefsky i wsp. wykazali, że 25 minut niedokrwienia serca starszego szczura spowodowało znaczny wzrost 1496 daltonowej kardiolipiny (z dodatkowymi trzema atomami tlenu) w mitochondriach podkomorkowych i międzyfibrylarnych. Co ciekawe, ilość tego rodzaju kardiolipiny w mitochondriach serca szczura po 25 min niedokrwienia była wyższa w porównaniu do 25 min niedokrwienia, po którym następowała 30 min reperfuzji [26]. Nasze badanie wykazało, że ten utleniony gatunek kardiolipiny znacznie wzrasta po 30 minutach niedokrwienia nerek szczura in vivo; jednak zmniejsza się prawie do poziomów kontrolnych po 60 minutach niedokrwienia. Taka tendencja została zauważona w przypadku innych tlenków kardiolipiny, które miały dodatkowe cztery, pięć, sześć, siedem i osiem atomów tlenu. Stawiamy hipotezę, że dłuższe czasy niedokrwienia mogą wywołać hydrolizę utlenionej kardiolipiny przez fosfolipazy do różnych rodzajów lizokardiolipiny i nadtlenków kwasu linolowego [42,43]. Rzeczywiście, Smaalen i in. wykorzystali świński model klinicznej transplantacji nerki z perfuzją niedokrwienną poniżej normotermii (28°C) i wykazali, że niedokrwienie nerek u świń powoduje znaczny wzrost monolizokardiolipiny (trilinoleoilokardiolipiny) [44]. Takie monolizokardiolipiny nie nadają się już do indukcji krzywizny błony wewnętrznej mitochondriów, nie łączą się z białkami mitochondrialnymi ani natywną kardiolipiną, co powoduje zmniejszenie aktywności fosforylacji oksydacyjnej i uwalnianie cytochromu c [45]. Parady i in. wykazali, że utrata kardiolipiny spowodowała spadek aktywności kompleksów I, III i IV, który został przywrócony przez egzogenną kardiolipinę, ale nie przez monolizokardiolipinę czy utlenioną kardiolipinę [11–13].

Ekstrakt Cistanche

Wnioski

To badanie pokazuje, że samo niedokrwienie nerek in vivo powoduje silne utlenianie kardiolipiny i wyczerpanie mitochondriów nerki szczura. Konieczne są dalsze badania w celu oceny możliwych metabolitów (takich jak monolizokardiolipina, wolne nadtlenki kwasu linolowego i 4-hydroksynonenal), które mogą pochodzić z katabolizmu utlenionej kardiolipiny i uczestniczyć w sygnalizacji komórkowej, która może prowadzić do śmierci komórek nerkowych. Dodatkowo, zapobieganie utlenianiu i wyczerpaniu kardiolipiny podczas niedokrwienia może chronić nerki przed zwiększonym uszkodzeniem występującym podczas reperfuzji.

Bibliografia

1. Gohil, MV; Hayes, P.; Matsuyama S.; Schägger, H.; Schlame, M.; Greenberg, LM Biosynteza kardiolipiny i funkcja mitochondrialnego łańcucha oddechowego są współzależne. J. Biol. chemia 2004, 279, 42612–42618. [CrossRef] [PubMed]

2. Dudek, J. Rola kardiolipiny w mitochondrialnych szlakach sygnałowych. Przód. komórka Dev. Biol. 2017, 5, 1–17. [Odnośnik]

3. Shen, Z.; Tak, C.; McCain, K.; Greenberg, LM Rola kardiolipiny w zdrowiu sercowo-naczyniowym. Biomed. Rez. Int. 2015, 2015. [CrossRef] [PubMed]

4. Oemer, G.; Lackner, K.; Muigg, K.; Krumschnabel, G.; Watschinger, K.; Żeglarz, S.; Lindner, H.; Gnaiger, E.; Wortmann SB; Werner, ostry dyżur; i in. Molekularna różnorodność strukturalna kardiolipin mitochondrialnych. proc. Natl. Acad. nauka Stany Zjednoczone 2018, 115, 4158–4163. [CrossRef] [PubMed]

5. Bradley, RM; Stark, KD; Duncan, RE Wpływ tkanki, diety i przebudowy enzymatycznej na profil acylu tłuszczowego kardiolipiny. Mol. Nutr. Żywność Rez. 2016, 60, 1804–1818. [Odnośnik]

6. Szyłowski, GA; Putyatina, TS; Ashapkin, W.; Yamskova, OV; Lyubetsky, V.; Sorokina, EV; Shram, SI; Markow, AV; Vyssokikh, MY Różnorodność biologiczna i przebudowa kardiolipiny w stresie oksydacyjnym i patologiach związanych z wiekiem. Biochemia 2019, 84, 1469–1483. [Odnośnik]

7. Sathappa, M.; Olcha, NN Właściwości jonizacyjne kardiolipiny i jej wariantów w modelowych dwuwarstwach. Biochim. Biofiza. Acta 2016, 1858, 1362–1372. [Odnośnik]

8. Raja, V.; Greenberg, LM Funkcje kardiolipiny w metabolizmie komórkowym - potencjalne modyfikatory fenotypu zespołu Bartha. chemia fizyka lipidy. 2014, 179, 49–56. [Odnośnik]

9. Maguire, JJ; Tyurina, Y.; Mohammadyani, D.; Kaprałow, O.; Anthonymuthu, TS; Qu, F.; Amoscato, A.; Sparvero, LJ; Tyurin, V.; Planas-Iglesias, J.; i in. Znane niewiadome dotyczące sygnalizacji kardiolipinowej: najlepsze dopiero nadejdzie. Biochim. Biofiza. Acta (BBA) Mol. Biol komórkowy. Lipidy 2017, 1862, 8–24. [Odnośnik]

10. Parady, G.; Parady, V.; De Benedictis, V.; Ruggiero, FM; Petrosillo, G. Funkcjonalna rola kardiolipiny w bioenergetyce mitochondrialnej. Biochim. Biofiza. Acta-Bioenerg. 2014, 1837, 408–417. [Odnośnik]

11. Parady, G.; Petrosillo, G.; Pistolese, M.; Di Venosa, N.; Serena D.; Ruggiero, FM Peroksydacja lipidów i zmiany metabolizmu oksydacyjnego w mitochondriach wyizolowanych z serca szczura poddanego niedokrwieniu i reperfuzji. Wolny Radic. Biol Med. 1999, 27, 42–50. [Odnośnik]

12. Parady, G.; Petrosillo, G.; Pistolese, M.; Di Venosa, N.; Federici, A.; Ruggiero, FM Zmniejszenie aktywności mitochondrialnego kompleksu I w niedokrwionym/reperfundowanym sercu szczura: Zaangażowanie reaktywnych form tlenu i kardiolipiny. cyrk. Rez. 2004, 94, 53–59. [CrossRef] [PubMed]

13. Petrosillo, G.; Ruggiero, FM; Di Venosa, N.; Paradies, G. Zmniejszona aktywność kompleksu III w mitochondriach wyizolowanych z serca szczura poddanego niedokrwieniu i reperfuzji: Rola reaktywnych form tlenu i kardiolipiny. FASEB J. 2003, 17, 714–716. [CrossRef] [PubMed]

14. Schwall, CT; Greenwood, VL; Adler, NN Stabilność i aktywność kompleksu oddechowego II jest zależna od kardiolipiny. Biochim. Biofiza. Acta 2012, 1817, 1588–1596. [CrossRef] [PubMed]

15. Kolce, TE; Montgomery, MG; Walker, JE Struktura dimerycznej syntazy ATP z bydlęcych mitochondriów. proc. Natl. Acad. nauka Stany Zjednoczone 2020, 117, 23519–23526. [Odnośnik]

16. Claypool, SM; Oktay, Y.; Boontheung, P.; Loo, JA; Koehler, CM Cardiolipin definiuje interakcję głównego białka nośnikowego ADP/ATP wewnętrznej błony mitochondrialnej. J. Komórka. Biol. 2008, 182, 937–950. [Odnośnik]

17. Ishimoto, Y.; Inagi, R. Mitochondria: cel terapeutyczny w ostrym uszkodzeniu nerek. Nefrol. Wybierz. Przeszczep. 2015, 31, 1062–1069. [Odnośnik]

18. Parady, G.; Parady, V.; Ruggiero, FM; Petrosillo, G. Zmiany Cardiolipin i dysfunkcja mitochondriów w uszkodzeniu niedokrwiennym / reperfuzyjnym serca. Clin. Lipidol. 2015, 10, 415–429. [Odnośnik]

19. Allen, ja; Pennington, ostry dyżur; Perry, JB; Dadoo, S.; Makrecka-Kuka, M.; Dambrova, M.; Moukdar, F.; Patel, HD; Han, X.; Kidd, G.; i in. Peptyd wiążący kardiolipinę, elamipretyd, łagodzi fragmentację sieci cristae po niedokrwieniu-reperfuzji serca u szczurów. Komuna. Biol. 2020, 3, 1–12. [Odnośnik]

20. Falabella, M.; Vernon, HJ; Hanna, MG; Claypool, SM; Pitceathly, RDS Cardiolipin, mitochondria i choroby neurologiczne. Trendy Endokrynol. Metab. 2021, 32, 224–237. [Odnośnik]

21. Parady, G.; Parady, V.; Ruggiero, FM; Petrosillo, G. Mitochondrialna bioenergetyka i zmiany kardiolipiny w uszkodzeniu niedokrwienno-reperfuzyjnym mięśnia sercowego: Implikacje dla farmakologicznej kardioprotekcji. Jestem. J. Physiol.-Heart Circ. Fizyol. 2018, 315, H1341 – H1352. [CrossRef] [PubMed]

22. Vähäheikkilä, M.; Peltomaa, T.; Róg, T.; Vazdar, M.; Pöyry, S.; Vattulainen, I. Jak peroksydacja kardiolipiny zmienia właściwości wewnętrznej błony mitochondrialnej? chemia fizyka lipidy. 2018, 214, 15–23. [Odnośnik]

23. Zorow, DB; Juhaszova, M.; Sollott, SJ Mitochondrialne reaktywne formy tlenu (ROS) i uwalnianie ROS indukowane przez ROS. Fizyol. Obj. 2014, 94, 909–950. [CrossRef] [PubMed]

24. Jassem, W.; Fuggle, SV; Rela, M.; Koo, DDH; Heaton, ND Rola mitochondriów w uszkodzeniu niedokrwienno-reperfuzyjnym. Transplantacja 2002, 73, 493–499. [Odnośnik]

25. Lesnefsky, EJ; Slabe, TJ; Stoll, MSK; Minkler, PE; Hoppel, CL Niedokrwienie mięśnia sercowego selektywnie wyczerpuje kardiolipinę w mitochondriach podkomorkowych serca królika. Jestem. J. Physiol.-Heart Circ. Fizyol. 2001, 280, 2770–2778. [CrossRef] [PubMed]

26. Lesnefsky, EJ; Minkler, P.; Hoppel, CL Wzmocniona modyfikacja kardiolipiny podczas niedokrwienia w starszym sercu. J. Mol. Kardiol komórkowy. 2009, 46, 1008–1015. [CrossRef] [PubMed]

27. Folch, J.; Lees, M.; Sloane Stanley, G. Prosta metoda izolacji i oczyszczania lipidów całkowitych z tkanek zwierzęcych. J. Biol. chemia 1957, 226, 497–509. [Odnośnik]

28. Kagan, VE; Tyurin, Wirginia; Jiang, J.; Tyurina, YY; Rytow, VB; Amoscato, AA; Osipow, AN; Bielikowa, NA; Kaprałow, O.; Kini, V.; i in. Cytochrom C działa jako oksygenaza kardiolipinowa wymagana do uwalniania czynników proapoptotycznych. Nat. chemia Biol. 2005, 1, 223–232. [CrossRef] [PubMed]

29. Tyurina, YY; Kini, V.; Tyurin, Wirginia; Własowa, II; Jiang, J.; Kaprałow, AA; Bielikowa, NA; Jałowicz, JC; Kurnikow, IV; Kagan, VE Mechanizmy utleniania kardiolipiny przez cytochrom: znaczenie dla pro- i antyapoptotycznych funkcji etopozydu. Mol. Farmakol. 2006, 70, 706–717. [CrossRef] [PubMed]

30. Kim, J.; Minkler, PE; Salomon, RG; Anderson, VE; Hoppel, CL Cardiolipin: Charakterystyka różnych utlenionych gatunków cząsteczkowych. J. Lipid Res. 2011, 52, 125–135. [CrossRef] [PubMed]

31. Choi, J.; Yin, T.; Shinozaki, K.; Lampe, JW; Stevens, JF; Becker, LB; Kim, J. Kompleksowa analiza fosfolipidów w mózgu, sercu, nerkach i wątrobie: fosfolipidy mózgu są najmniej wzbogacone w wielonienasycone kwasy tłuszczowe. Mol. Komórka. Biochem. 2017, 442, 187–201. [CrossRef] [PubMed]

32. Zhou, T.; Prather, ostry dyżur; garnizon, DE; Zuo, L. Interakcja między ROS a przeciwutleniaczami podczas urazów niedokrwienno-reperfuzyjnych w mięśniach sercowych i szkieletowych. Int. J. Mol. nauka 2018, 19, 417. [CrossRef] [PubMed]

33. Petrosillo, G.; Di Venosa, N.; Ruggiero, F.; Pistolese, M.; D0 Agostino, D.; Tiravanti, E.; Fiore, T.; Paradies, G. Dysfunkcja mitochondrialna związana z niedokrwieniem/reperfuzją serca może być złagodzona przez kontrolę ciśnienia tlenu. Rola wolnych rodników tlenowych i kardiolipiny. Biochim. Biofiza. Acta 2005, 1710, 78–86. [CrossRef] [PubMed]

34. Raedschelders, K.; Ansley, DM; Chen, DDY Komórkowe i molekularne pochodzenie wytwarzania reaktywnych form tlenu podczas niedokrwienia i reperfuzji mięśnia sercowego. Farmakol. Ter. 2012, 133, 230–255. [Odnośnik]

35. Yin, H.; Zhu, M. Wolnorodnikowe utlenianie kardiolipiny: mechanizmy chemiczne, wykrywanie i wpływ na apoptozę, dysfunkcję mitochondriów i choroby człowieka. Wolny Radic. Rez. 2012, 46, 959–974. [Odnośnik]

36. Aluri, H.; Simpson, D.; Allegood, JC; Hu, Y.; Szczepanek K.; Gronert S.; Chen, Q.; Lesnefsky, EJ Przepływ elektronów do cytochromu c w połączeniu z reaktywnymi formami tlenu z łańcucha transportu elektronów przekształca cytochrom c w peroksydazę kardiolipinową: Rola podczas niedokrwienia-reperfuzji. Biochim. Biofiza. Acta (BBA) – gen. Przedmiot 2014, 1840, 3199–3207. [CrossRef] [PubMed]

37. Helmer, PO; Behrens, A.; Rudt, E.; Kras, U.; Hayen, H. Hydroperoksylowane vs hydroksylowane lipidy: różnicowanie izomerycznych produktów utleniania kardiolipiny za pomocą wielowymiarowych technik rozdzielania. Analny. chemia 2020, 92, 12010–12016. [CrossRef] [PubMed]

38. Chen, Q.; Lesnefsky, EJ Wyczerpanie kardiolipiny i cytochromu c podczas niedokrwienia zwiększa produkcję nadtlenku wodoru z łańcucha transportu elektronów. Wolny Radic. Biol. Med. 2006, 40, 976–982. [CrossRef] [PubMed]

39. Baniene, R.; Trumbeckas, D.; Kincius, M.; Pauziene, N.; Raudone, L.; Jievaltas, M.; Trumbeckaite, S. Krótkie niedokrwienie wywołuje dysfunkcję mitochondriów nerek szczura. J. Bioenerg. Biomembr. 2016, 48, 77–85. [Odnośnik]

40. Kim, J.; Lampe, JW; Yin, T.; Shinozaki, K.; Becker, LB Zmiany fosfolipidów w mózgu i sercu w szczurzym modelu zatrzymania akcji serca wywołanego asfiksją i resuscytacji krążeniowo-oddechowej. Mol. Biochemia Komórkowa. 2015, 408, 273–281. [CrossRef] [PubMed]

41. Liu, S.; Soong, Y.; Seshan, SV; Szeto, HH Nowatorski środek terapeutyczny kardiolipinowy chroni mitochondria śródbłonka podczas niedokrwienia nerek i łagodzi rozrzedzenie mikrokrążenia, stan zapalny i zwłóknienie. Jestem. J. Physiol-Ren. Fizyol. 2014, 306, 970–980. [CrossRef] [PubMed]

42. Buland, JR; Wasserloos, KJ; Tyurin, V.; Tyurina, Y.; Amoscato, A.; Mallampalli, RK; Chen, BB; Zhao, J.; Zhao, Y.; Ofori-Acquah, S.; i in. Biosynteza utlenionych mediatorów lipidowych poprzez hydrolizę fosfolipazy A2 związanej z lipoproteinami zewnątrzkomórkowej kardiolipiny indukuje toksyczność śródbłonka. Jestem. J. Physiol. Komórka. Mol. Fizyol. 2016, 311, L303–L316. [CrossRef] [PubMed]

43. Pruchová, P.; Gotvaldová, K.; Smolková, K.; Alan, L.; Holendová, B.; Tauber, J.; Galkin, A.; Ježek, P.; Jab ˚urek, M. Rola przeciwutleniacza i przebudowa kardiolipin przez aktywowany redoks mitochondrialny Ca2 plus -niezależna fosfolipaza A2 w mózgu. Przeciwutleniacze 2022, 11, 198. [CrossRef] [PubMed]

44. van Smaalen, TC; Ellis, SR; Mascini, NE; Siegel, TP; Cillero-Pastor B.; Hillen, LM; van Heurn, LE; Peutz-Kootstra, CJ; Heeren, RMA Szybka identyfikacja urazu niedokrwiennego w tkance nerkowej za pomocą obrazowania spektrometrii mas. Analny. chemia 2019, 91, 3575–3581. [CrossRef] [PubMed]

45. Duncan, AL Interakcje monolizokardiolipiny (MLCL) z białkami błony mitochondrialnej. Biochem. soc. Trans. 2020, 48, 993–1004. [CrossRef] [PubMed]

Arvydas Strazdauskas 1,2, Sonata Trumbeckaite 1,3, Valdas Jakstas 3,4, Justina Kamarauskaite 3,4, Liudas Ivanauskas 5 i Rasa Baniene 1,2

1 Laboratorium Biochemii, Neuroscience Institute, Litewski Uniwersytet Nauk o Zdrowiu, LT-50162 Kowno, Litwa; sonata.trumbeckaite@lsmuni.lt (ST); rasa.baniene@lsmuni.lt (RB)

2 Katedra Biochemii Akademii Medycznej Litewskiego Uniwersytetu Nauk o Zdrowiu, LT-50161 Kowno, Litwa

3 Katedra Farmakognozji Akademii Medycznej Litewskiego Uniwersytetu Nauk o Zdrowiu, LT-50162 Kowno, Litwa; valdas.jakstas@lsmuni.lt (VJ); justina.kamarauskaite@lsmu.lt (JK)

4 Laboratorium Badań Biofarmaceutycznych, Instytut Technologii Farmaceutycznych, Litewski Uniwersytet Nauk o Zdrowiu, LT-50162 Kowno, Litwa

5 Katedra Chemii Analitycznej i Toksykologicznej, Akademia Medyczna, Litewski Uniwersytet Nauk o Zdrowiu, LT-50162 Kowno, Litwa; liudas.ivanauskas@lsmuni.lt