Składniki monoterpenowe z Cistanche Tubulosa — chemiczne struktury kankanozydów A—E i kankanolu—

Kontakt: Audrey Hu Whatsapp/hp: 0086 13880143964 E-mail:audrey.hu@wecistanche.com

Haihui XIE, Toshio MORIKAWA, Hisashi MATSUDA, Seikou NAKAMURA, Osamu MURAOKA i Masayuki YOSHIKAWA

Abstrakcyjny

Wyizolowano cztery nowe glikozydy irydoidalne, kankanozydy A (1), B (2), C (3) i D (4), chlorowany irydoid, kankanol (5) oraz acykliczny glikozyd monoterpenowy, kankanozyd E (6) z ekstraktu metanolowego suszonych łodyg Cistanche tubulosa (SCHRENK) R. WIGHT (Orobanchaceae) wraz z 16 znanymi związkami. Struktury tych nowych związków (1–6) określono na podstawie dowodów chemicznych i fizykochemicznych.

słowa kluczowe:Cistanche tubulosa; kankanozyd; kankanol; irydoid; monoterpen; Orobanchaceae

Cistanche tubulosa(SCHRENK) R. WIGHT (Orobanchaceae)jest wieloletnią rośliną pasożytniczą rosnącą na korzeniach gatunków Salvadora lub Calotropis, rozpowszechnioną w Afryce Północnej, Arabii i krajach azjatyckich.1) Łodygi tej rośliny (po japońsku Kanka-nikujuyou) były tradycyjnie używane do leczenia impotencji, bezpłodności , lumbago i osłabienie ciała.2) Wcześniej z chińskiej i pakistańskiej C. tubulosa wyizolowano kilka irydoidów, monoterpenoidów, fenyletanoidów i lignanów. 1,3–7) W trakcie naszych seryjnych badań nad bioaktywnymi składnikami chińskich leków naturalnych8–18) cztery nowe glikozydy irydoidalne, kankanozydy A (1), B (2), C (3) i D (4 ), chlorowany iryd, kankanol (5) i acykliczny glikozyd monoterpenowy, kankanozyd E (6), zostały wyizolowane z ekstraktu metanolowego tego ziołowego leku wraz z 16 znanymi związkami, w tym 12 monoterpenami (7-18). Artykuł ten zajmuje się izolacją i wyjaśnieniem struktury nowych składników monoterpenowych (1-6).

Cistanche tubulosa

Ekstrakt metanolowy z suszonych łodygCistanche tubulosa(26,8% z tego leku ziołowego) poddano chromatografii kolumnowej na żelu krzemionkowym z normalną fazą i fazą odwróconą oraz powtórzonej HPLC, otrzymując kankanozydy A (1, 0. 0{{10 }}54 procent ), B(2, 0.030 procent ), C (3, 0.00 27 procent) i D (4, {{40}}.0015 procent), kankanol (5, 0.0{ {66}}34 procent) i kankanozyd E (6, 0.027 procent) wraz z kwasem mussaenozydowym19) (7, 0.020 procent) , kwas genipozydowy19) (8, 0,030 proc.), 8-kwas epiloganowy7) (9, 0,033 proc.), glurozyd19) (10, 0,14 proc.), antyrrhide20) (11, 0,0079 proc.), ajugol19) (12, 0,011 procent ), bartsioside19) (13, 0,21 procent ), 6-deoksykatalpol19) (14, 0,11 procent ), argyol21) (15, 0,0030 procent ), cistanin22,23) (16, 0,0040 procent ), cis tachlorin22) ( 17, 0,0035 procent ), (2E,6Z)-8-bD-glukopiranozyloksy-2,6-dimetylo-2,6-kwas oktadienowy24) (18, 0,0028 procent ), D-mannitol25) (4,19 p ercent), urydyn25) (0,0069 procent), (3R)-3-hydroksy-2-pirolidynon26,27) (0,0020 procent) i (3R)-3-hydroksy-1-metyl{ {97}}pirolidynon27) (0,0059 procent).

Struktura Kankanozydu A (1) Kankanozyd A (1) otrzymano w postaci amorficznego proszku i wykazywał ujemną skręcalność optyczną ([a]D25 107,4 stopnia w MeOH). Widmo IR 1 wykazało pasmo absorpcji przy 1647 cm1 przypisywane funkcji olefin oprócz silnych pasm absorpcji przy 3410 i 1076 cm1, co sugeruje ugrupowanie glikozydowe. W bombardowaniu szybkimi atomami jonami dodatnimi i ujemnymi (FAB)-MS 1, piki jonów quasimolekularnych zaobserwowano przy m/z 369 (M Na) i 345 (MH), a analiza FAB-MS o wysokiej rozdzielczości wykazała wzór 1 to C16H26O8. Kwasowa hydroliza 1 z D-glukozą uwolnioną 1,0 M kwasem chlorowodorowym (HCl), którą zidentyfikowano za pomocą analizy HPLC przy użyciu detektora skręcalności optycznej.8,10-12,15-18) 1H- (CD3OD, Tabela 1) i Widma 13C-NMR (Tabela 2) wynoszące 1, które zostały przypisane w różnych eksperymentach NMR,28) wykazały sygnały, które można przypisać dwóm metylom [d 1,31 (s, 10-H3), 1,51 (br s, {{47} }H3)], dwa metyleny [d 1,49, 2,02 (zarówno m, 6a- i 6b-H), 1,64, 1,67 (zarówno m, 7b- jak i 7a-H)], dwa metiny [d 2,21 (dd, J 2,7 , 9,5 Hz, 9-H), 2,71 (m, 5-H)] i a,b-nienasyconą grupę acetalową [d 5,33 (d, J 2,7 Hz, 1-H ), 5,95 (br s, 3-H)] razem z ugrupowaniem b-glukopiranozylowym [d 4,62 (d, J 7,9 Hz, 1-H)]. Jak pokazano na rys. 1, spektroskopia korelacyjna 1H–1H (1H–1H COSY) na 1 wykazał obecność struktur cząstkowych zapisanych pogrubionymi liniami. W eksperymencie heterojądrowych korelacji wielokrotnych wiązań (HMBC) na 1, zaobserwowano korelacje dalekiego zasięgu między następującymi protonami i węglami (3-H, 1-H i 1-C; 11- H3 i 3-C; 3-H, 5-H, 6-H2, 9-H, 11-H3 i 4- C ; 11-H3 i 5-C; 10-H3 i 7-C; 1-H, 7-H2, 9-H, 10-H3 i 8-C; 10-H3 i 9-C; 7-H2 i 10-C), jak pokazano na Rys. 1. Hydroliza enzymatyczna 1 z b-glukozydazą dała aglikon, kankagenina a (1a), jak pokazano na Fig. 3. Porównanie widma 13C NMR dla 1 z widmem dla 1a ujawniło przesunięcie glikozylacji wokół pozycji 1- w 1 [1: dC 94,1 (1-C), 134,6 (3-C), 53,3 (9-C); 1a: DC 92,9 (1-C), 135,3 (3-C), 54,7 (9-C)]. Zatem, łączność ugrupowania bD-glukopiranozylowego w 1 została również wyjaśniona w pozycji 1- 1a. Następnie względną stereostrukturę 1 scharakteryzowano eksperymentem spektroskopii jądrowej Overhauser (NOESY), który wykazał korelacje NOE między następującymi parami protonów (1-H i 10-H3; 3-H i 11-H3; 5-H i 6b-H, 9-H; 6b-H i 7b-H; 7a-H i 10-H3; 7b-H i {{ 190}}H), jak pokazano na Fig. 2. Ostatecznie, konfigurację bezwzględną pozycji 1- w 1 określono przez zastosowanie zasady przesunięcia glikozylacji 13C NMR 1,1-disacharydu,29), którą stwierdzono do zastosowania do związków hemiacetalowych. 30,31) Potwierdzono utrzymanie stereostruktury pozycji 1- w 1 w 1a przez porównanie analizy 1H-NMR obejmującej eksperyment NOESY. Stwierdzono, że wartości przesunięcia glikozylacji [Dd 1,2 ppm (1 -C) i 0,9 ppm (1- C) w pirydynie-d5] są charakterystyczne dla kombinacji R, Rhemiacetal, co odpowiada absolutnej stereostrukturze 1 jak pokazano na Fig. 3. W konsekwencji, konfiguracja absolutna w pozycji 1- 1 została określona jako konfiguracja S, a absolutna stereostruktura 1 została wyjaśniona, jak pokazano.

Struktury kankanozydów B (2) i C (3) Kankanozyd B (2) wyizolowano również jako amorficzny proszek o ujemnej skręcalności optycznej ([a]D 26 118,7 stopnia w MeOH). Widmo IR 2 wykazało pasma absorpcji przy 3410, 1647 i 1{{5{{80}}}85 cm 1, które można przypisać funkcjom hydroksylowym, olefinowym i eterowym. Wzór cząsteczkowy C15H24O10 równy 2 został określony przez piki quasimolekularnych jonów w FAB-MS z jonami dodatnimi i FAB-MS o wysokiej rozdzielczości. Kwaśna hydroliza 2 z D-glukozą uwolnioną 1,0 M HCl, którą zidentyfikowano za pomocą analizy HPLC przy użyciu optycznego detektora rotacji.8,10-12,15-18) 1H- (CD3OD, Tabela 1) i 13C-NMR ( Tabela 2) Widma28) 2 wykazały sygnały przypisane dwóm metylenom [d 1,40 (DDD, J 5,2, 7,3, 13,5 Hz, 6a-H), 2,52 (DDD, J 7,0, 9,2, 13,5 Hz, 6b-H), 3,85 , 3,99 (oba d, J 11,9 Hz, 10-H2)], cztery metiny [d 2,21 (dd, J 6,4, 8,6 Hz, 9-H), 2,83 (m, 5- H), 4,02 (dd, J 5,2, 7,0 Hz, 7-H), 5,49 (d, J 6,4 Hz, 1-H)] i para cisolefifin [d 4,95 (dd, J 4,0 , 6,1 Hz, 4-H), 6,22 (dd, J 1,8, 6,1 Hz, 3-H)], razem z ugrupowaniem b-glukopiranozylowym [d 4,72 (d, J 7,9 Hz, 1 - H)]. Sygnały protonu i węgla w danych 1H- i 13C-NMR z 2 były podobne do sygnałów z 6-deoksykatalpolu (14), z wyjątkiem sygnałów związanych z 7- i 8- stanowiska. Jak pokazano na rys. 1, eksperyment 1 H–1 H COSY na 2 wykazał obecność struktur cząstkowych zapisanych pogrubionymi liniami, a w eksperymencie HMBC zaobserwowano długozasięgowe korelacje między następującymi parami protonów i węgla ({{ 122}}H, 1 -H i 1-C; 1-H i 3-C; 10-H2 i 7-C; 1-H , 7-H, 9-H, 10-H2 i 8-C; 7-H, 10-H2 i 9-C ; 7-H i 10-C). Względną stereostrukturę 2 scharakteryzowano eksperymentem NOESY, który wykazał korelacje NOE między następującymi parami protonów (1-H i 10-H2; 3-H i 4-H; 5-H i 6b-H, 9-H; 6b-H i 7-H; 7-H i 9-H), jak pokazano na Rys. 2. W końcu, traktowanie 14 zasadą 5 procentowym wodnym roztworem wodorotlenku potasu (KOH) dało 2 i 19, 32) tak, że stereostruktura 2 została wyjaśniona.

Kankanoside C (3) wyizolowano jako amorficzny proszek o ujemnej skręcalności optycznej ([a]D 26 34,0 stopni w MeOH). W FAB-MS z jonami ujemnymi 3, para izotopowych pików quasimolekularnych jonów była obserwowana przy m/z 399 i 401 (MH). Wzór cząsteczkowy 3 określono jako C15H25ClO10 za pomocą pomiaru FAB-MS o wysokiej rozdzielczości. Kwaśna hydroliza 3 z D-glukozą uwolnioną 1,0 M HCl, którą zidentyfikowano za pomocą analizy HPLC przy użyciu optycznego detektora rotacji.8,10-12,15-18) 1H- (CD3OD, Tabela 1) i 13C-NMR ( Tabela 2) widma28) 3 wykazały sygnały przypisane trzem metylenom [d 1,70 (br dd, J ok. 3, 13 Hz, 4a-H), 2,70 (br dd, J ok. 6, 13 Hz, 4b-H) , 1,68 (br d, J ok. 13 Hz, 6a H), 2,44 (m, 6b-H), 4,01, 4,04 (oba d, J 11,3 Hz, 10-H2)], pięć metin [d 2,47 (dd, J 2,5, 7,9 Hz, 9-H), 2,61 (m, 5-H), 3,94 (br s, 7-H), 5,10 (br d, J ca. 3 Hz, 3-H), 5,48 (d, J 2,5 Hz, 1-H)] i ugrupowanie b-glukopiranozylowe [d 4,60 (d, J 8,0 Hz, 1-H)]. Sygnały protonowe i węglowe w widmach 1H- i 13C-NMR z 3 nakładały się na te z 2, z wyjątkiem sygnałów wynikających z pozycji 3- i 4-. Pozycje funkcji bD-glukopiranozylu i chloru w 3 wyjaśniono w eksperymentach H–H COSY i HMBC, jak pokazano na ryc. 1. W konsekwencji struktura planarna 3 została skonstruowana tak, jak pokazano. Względną stereostrukturę 3 wyznaczono w eksperymencie NOESY, w którym zaobserwowano korelacje NOE między następującymi parami protonów (1-H i 3-H, 10-H2; 3- H i 4a-H; 4b-H i 5-H; 5-H i 6b-H, 9-H; 6b-H i 7-H; {{121} }H i 9-H), jak pokazano na rys. 2.

Struktury Kankanozydu D (4) i Kankanolu (5) Kankanozyd D (4) wyizolowano jako amorficzny proszek o ujemnej skręcalności optycznej ([a]D 25 30,6 stopnia w MeOH). Widmo IR 4 wykazało pasmo absorpcyjne przy 1655 cm1 przypisywane funkcji olefinowej i silne pasma absorpcyjne przy 3410 i 1078 cm1 sugerujące jego strukturę glikozydową. W FAB-MS z jonami dodatnimi 4, quasimolekularny pik jonu zaobserwowano przy m/z 341 (M Na). Wzór cząsteczkowy C15H26O7 równy 4 został określony przez pomiar FAB-MS o wysokiej rozdzielczości. Kwaśna hydroliza 4 z D-glukozą uwolnioną 1,0 M HCl,8,10-12,15-18), podczas gdy rotundowość (R) (4a) 33,34) została uzyskana przez enzymatyczną hydrolizę 4 z b-glukozydazą. Widma 1H-NMR (Tabela 3, CD3OD) i 13C-NMR (Tabela 4)28) 4 wykazały sygnały przypisywane do metylu [d 1,69 (s, 10-H3)], trzech metylenów [d 1,41, 2,06 (oba m, 4-H2), 1,51, 2,01 (zarówno m, 6a- i 6b-H), 2,23 (br dd, J ok. 8, 15 Hz, 7a-H), 2,37 (br dd , J ok. 8, 15 Hz, 7b-H)], metinę [d 2,90 (m, 5-H)] oraz dwa metyleny z funkcją tlenową {d [3,56 (DDD, J 2,8, 7,4 , 13,2 Hz), 3,97 (DDD, J 4,9, 8,0, 13,2 Hz), 3-H2], 4,04, 4,18 (oba d, J 12,2 Hz, 1-H2)} wraz z b- część glukopiranozylowa [d 4,25 (d, J 7,7 Hz, 1-H)]. Pozycja części bD-glukopiranozylowej w 4 została wyjaśniona w eksperymencie HMBC jako pozycja 3- (Fig. 1). Na podstawie tych dowodów ustalono, że bezwzględna stereostruktura 4 jest taka, jak pokazano.

Kankanol (5) otrzymano w postaci amorficznego proszku o dodatniej skręcalności optycznej ([a]D25 11,1 stopnia). Jonizacja chemiczna (CI)-MS 5 wykazała parę pików jonów izotopowych przy m/z 221 i 223 dzięki jonowi quasimolekularnemu (MH). Pomiar CI-MS o wysokiej rozdzielczości 5 wykazał, że wzór cząsteczkowy to C9H13ClO4. Widma 1H-NMR (Tabela 1, CD3OD) i 13C-NMR (Tabela 2)28) 5 wykazały obecność następujących funkcji: trzy metyleny [d 1,60 (DDD, J 2,5, 5,5, 13,1 Hz, 4a-H), 1,80 (br dd, J ok. 3, 13 Hz, 4b H), 1,83 (br d, J ok. 12 Hz, 6a-H), 2,57 (m, 6b-H), 3,75 , 3,88 (oba d, J 9,2 Hz, 10-H2)], pięć metin [d 2,76 (dd, J 4,3, 8,0 Hz, 9-H), 2,50 (m, 5- H), 3,80 (br s, 7-H), 5,17 (br d, J ok. 3 Hz, 3-H), 5,26 (d, J 4,3 Hz, 1-H) ]. Strukturę planarną 5 potwierdzono eksperymentami 1 H–1 H COSY i HMBC. Oznacza to, że eksperyment 1 H–1 H COSY na 5 wykazał obecność struktur cząstkowych zapisanych pogrubionymi liniami, a w eksperymencie HMBC zaobserwowano korelacje długozasięgowe, jak pokazano na rys. 1. Względna stereostruktura 5 była wyznaczony przez eksperyment NOESY, w którym zaobserwowano korelacje NOE między następującymi parami protonów (1-H i 9-H; 3-H i 4a-H; 4b-H i {{ 93}} H; 5-H i 6b-H, 9-H; 6b-H i 7-H; 7-H i 9-H), jak pokazano na Fig. 2. Porównując dane 1H- i 13C-NMR dla 5 z tymi dla 14a, które otrzymano przez traktowanie 14 5% wodnym roztworem HCl, jak pokazano na Wykresie 1,35), położenie chloru grupa w 5 została poparta na 3-pozycji. Ponadto, acetylowanie 5 bezwodnikiem octowym (Ac2O) i pirydyną dało 3,7-tlenek (5a), podczas gdy 14a dało dioctan (14b) w tych samych warunkach acetylowania. Dowody te doprowadziły nas również do potwierdzenia, że ​​pozycja funkcji chloru jest pozycją 3b (Wykres 3). W konsekwencji, stereostruktura 5 została określona jako pokazana.

Struktura Kankanozydu E (6) Kankanozyd E (6) wyizolowano jako amorficzny proszek o ujemnej skręcalności optycznej ([a]D 25 20.0 stopni w MeOH). Widmo IR 6 wykazało pasma absorpcji przy 3410, 1647, 1085 cm1 przypisywane do funkcji glikozydowych i karbonylowych, podczas gdy widmo UV wykazało maksimum absorpcji przy 211 nm (log e 4,63), co wskazuje na obecność b-nienasyconego kwasu karboksylowego. Wzór cząsteczkowy C16H28O8 wynoszący 6 scharakteryzowano metodą FAB-MS z jonami dodatnimi i ujemnymi oraz pomiarem MS o wysokiej rozdzielczości. Hydroliza kwasowa 6 uwolnionej D-glukozy,8,10-12,15-18), podczas gdy kwas (2E,6R)-8-hydroksy-2,6-dimetylo- 2-oktanowy (6a) 36) otrzymano przez hydrolizę enzymatyczną 6 z b-glukozydazą. Widma 1H-NMR (Tabela 3, CD3OD) i 13C-NMR (Tabela 4)28) 6 wykazały obecność (2E,6R)-8-hydroksy-2,6- ugrupowanie kwasu dimetylo-2-oktanowego [d 0,95 (d, J 6,4 Hz, 10-H3), 1,30, 1,48 (oba m, 5-H2), 1,45, 1,70 (oba m, { {70}}H2), 1,65 (m, 6-H), 1,81 (s, 9-H3), 2,22 (2H, m, 4-H2), 3,61, 3,94 (oba m, 8-H2), 6,78 (dd, J 1,2, 7,3 Hz, 3-H)] razem z częścią bD-glukopiranozylową [d 4,26 (d, J 7,6 Hz, 1-H)] . Porównując sygnały węgla w widmie 13C-NMR 6 z tymi z 6a, zaobserwowano przesunięcie glikozylacji wokół pozycji 8- 6. Pozycja wiązania glukozydowego została również potwierdzona eksperymentami HMBC, jak pokazano na Fig. 1. W konsekwencji, absolutna stereostruktura 6 została wyjaśniona jako kwas (2E,6R){-8-b-D-glukopiranozyloksy-2,6-dimetylo-2-oktanowy.

korzyść z ekstraktu z cistanche

Eksperymentalny

Do uzyskania danych fizycznych wykorzystano następujące przyrządy: obroty właściwe, cyfrowy polarymetr Horiba SEPA-300 (l 5 cm); widma UV, spektrometr Shimadzu UV-1600; widma IR, spektrometr Shimadzu FTIR-8100; EI-MS, CI-MS i wysokiej rozdzielczości CI-MS, spektrometr mas JEOL JMS-GCMATE; FAB-MS i MS wysokiej rozdzielczości, spektrometr mas JEOL JMS-SX 102A; Widmo 1H-NMR, spektrometry JEOL EX-270 (270 MHz) i JNM-LA500 (500 MHz); Widma 13C-NMR, spektrometry JEOL EX-270 (68 MHz) i JNM-LA500 (125 MHz) z tetrametylosilanem jako wzorcem wewnętrznym; i detektor HPLC, Shimadzu RID-6Wskaźnik załamania światła i detektory SPD- 10Avp UV-VIS. Kolumny HPLC, kolumny YMC-Pack ODS-A (250 4,6 mm id) i (250 20 mm id) stosowano odpowiednio do celów analitycznych i preparatywnych.

Do chromatografii zastosowano następujące warunki eksperymentalne: chromatografia kolumnowa na żelu krzemionkowym w fazie zwykłej, żel krzemionkowy BW-200 (Fuji Silysia Chemical, Ltd., Aichi, Japonia, 15{{10}}-35 0 siatka); chromatografia kolumnowa w układzie faz odwróconych na żelu krzemionkowym, Chromatorex ODS DM1020T (Fuji Silysia Chemical, Ltd., Aichi, Japonia, 100-200 mesh); TLC, wstępnie powlekane płytki TLC z żelem krzemionkowym 60F254 (Merck, 0,25 mm) (faza zwykła) i żelem krzemionkowym RP- 18 F254S (Merck, 0,25 mm) (faza odwrócona); HPTLC z odwróconą fazą, wstępnie powlekane płytki TLC z żelem krzemionkowym RP-18 WF254S (Merck, 0,25 mm); a detekcję osiągnięto przez spryskanie 1% Ce(SO4)2-10% wodnym roztworem H2SO4, a następnie ogrzewanie.

Materiał roślinny

Suszone łodygi Cistanche tubulosa (SCHRENK) R. WIGHT zostały zakupione w Urumqi w prowincji Xinjiang w Chinach w styczniu 2005 roku za pośrednictwem Eishin Trading Co., Ltd. Osaka w Japonii, a identyfikacji botanicznej dokonała profesor Jia Xiaoguang w Instytucie Chin Tradycyjnych w Xinjiang i leki etnologiczne. Okaz kuponu (2005.01. Xinjiang-01) tej rośliny znajduje się w naszym laboratorium.

Ekstrakcja i izolacja

Wysuszone łodygi C. tubulosa (5,0 kg) sproszkowano i trzykrotnie wyekstrahowano metanolem pod chłodnicą zwrotną przez 3 godziny. Odparowanie rozpuszczalnika pod zmniejszonym ciśnieniem dało ekstrakt metanolowy (1340 g, 26,8% z tego leku ziołowego). Ekstrakt metanolowy (160 g) poddano chromatografii kolumnowej na żelu krzemionkowym w normalnej fazie [3,2 kg, CHCl3–MeOH–H2O (10 : 3 : 1 → 7 : 3 : 1, niższa warstwa →6:4:1)MeOH], otrzymując sześć frakcji [Fr. 1 (5.04 g), ks. 2 (9,84 g), ks. 3 (7,80 g), ks. 4 (13,28 g), ks. 5 (113,6 {{104}} g), a ks. 6 (7,61 g)]. Frakcję 1 (5.00 g) oddzielono metodą chromatografii kolumnowej na żelu krzemionkowym z odwróconą fazą [150 g, MeOH–H2O (40 6: 60→ 5{{ 162}} : 50→60 : 40, v/v)→MeOH] otrzymując pięć frakcji [Fr. {{50}} (83{{201}} mg), ks. 1-2 (590 mg), ks. 1-3 (180 mg), ks. 1-4 (124 mg) i ks. 1-5 (3200 mg)]. Ks. {{6{0}} (830 mg) dalej rozdzielono metodą HPLC [MeOH–H2O (10 : 90, v/v)], otrzymując kankanol (5, 20 mg, 0,0034 procent), argyol (15, 18 mg, 0,0030 procent), cistanina (16, 24 mg, 0,0040 procent) i Fr. 1-1-2 (62 mg), który następnie rozdzielono metodą HPLC [MeOH–H2O (2:98, v/v)] otrzymując (3R)-3-hydroksy-2-pirolidynon (0,0020 procent ) i (3R)-3-hydroksy-1-metylo-2-pirolidynonu (0,0059 procent). Ks. 1-2 (590 mg) oczyszczono metodą HPLC [MeOH–H2O (35:65, v/v) i CH3CN–H2O (20:80, v/v)], otrzymując cistanchlorin (17, 21 mg, 0,0035 procent ). Frakcję 2 (9,72 g) poddano chromatografii kolumnowej na żelu krzemionkowym w układzie faz odwróconych [290 g, MeOH–H2O (20 : 80 → 30 : 70 → 40 : 60 → 60 : 40, obj.) → MeOH] do siedem frakcji [ks. 2-1 (1986 mg), ks. 2-2 (1563 mg), ks. 2-3 (3931 mg), ks. 2-4 (375 mg), ks. 2-5 (486 mg), ks. 2-6 (460 mg), a ks. 2-7 (336 mg)]. Ks. 2-1 (466 mg) rozdzielono metodą HPLC [MeOH–H2O (5:95, v/v)], otrzymując urydynę (0,0069 procent). Ks. 2-2 (535 mg) oddzielono metodą HPLC [MeOH–H2O (10:90, v/v)], otrzymując środek przeciw marskości (11, 15 mg, 0,0079 procent) i 6-deoksykatalpol (14, 214 mg, 0,11 procent). Ks. 2-3 (535 mg) oddzielono metodą HPLC [MeOH–H2O (20:80, v/v)] otrzymując glurozyd (10, 110 mg, 0,14 procent) i bartsiozyd (13, 164 mg, 0,21 procent) . Ks. 2-4 (375 mg) rozdzielono metodą HPLC [MeOH–H2O (30:70, v/v)], otrzymując kankanozydy A (1,32 mg, 0,0054 procent) i D (4,9 mg, 0,0015 procent ). Ks. 2-6 (460 mg) rozdzielono dalej metodą HPLC [MeOH–H2O (45:55, v/v)] otrzymując kankanozyd E (6,161 mg, 0,027 procent) i (2E,6Z){192 }}bD-glukopiranozyloksy-2,6-dimetylo-2,6-oktadienowy (18, 17 mg, 0,0028 procent). Frakcja 3 (7,60 g) została poddana chromatografii kolumnowej na żelu krzemionkowym w układzie faz odwróconych [230 g, MeOH–H2O (20 : 80 → 40 : 60 → 50 : 50 → 60 : 40, v/v) → MeOH] pięć ułamków [Fr. 3-1 (2652 mg), ks. 3-2 (593 mg), ks. 3-3 (3610 mg), ks. 3-4 (190 mg) i ks. 3-5 (336 mg)]. Ks. 3-1 (480 mg) oczyszczono metodą HPLC [MeOH–H2O (10:90, v/v)] otrzymując kankanozyd B (2,19 mg, 0,018%), kwas genipozydowy (8,32 mg, 0,030). procent ) i ajugol (12, 12 mg, 0,011 procent ). Frakcja 4 (13,10 g) została poddana chromatografii kolumnowej na żelu krzemionkowym w układzie faz odwróconych [390 g, MeOH–H2O (10 : 90 → 20 : 80 → 30 : 70 → 40 : 60 → 50 : 50, v/v) → MeOH] z wytworzeniem siedmiu frakcji [Fr. 4-1 (6114 mg), ks. 4-2 (430 mg), ks. 4-3 (1058 mg), ks. 4-4 (170 mg), ks. 4-5 (2595 mg), ks. 4-6 (1635 mg) i ks. 4-7 (1064 mg)]. Ks. 4-2 (430 mg) rozdzielono dalej metodą HPLC [MeOH–H2O (5:95, v/v)] otrzymując 2 (70 mg, 0,012 procent) i kankanozyd C (3, 16 mg, 0,0027 procent) . Ks. 4-6 (1058 mg) również rozdzielono metodą HPLC [MeOH–H2O (15:85, v/v)] w celu uzyskania kwasu mussaenozydowego (7, 116 mg, 0,020 procent) i kwasu 8-epiloganowego (9, 193 mg, 0,033 procent). Frakcja 5 (15,15 g) została poddana chromatografii kolumnowej na żelu krzemionkowym w układzie faz odwróconych [455 g, MeOH–H2O (0 : 100→10 : 90→20 : 80→40 : 60→50 : 50, v/v)→MeOH ], aby dać siedem ułamków [Fr. 5-1 (9311 mg), ks. 5-2 (1114 mg), ks. 5-3 (306 mg), ks. 5-4 (347 mg), ks. 5-5 (1620 mg), ks. 5-6 (1453 mg), a ks. 5-7 (1106 mg)]. Ks. 5-1 (9311 mg) krystalizowano z metanolu, otrzymując D-mannitol (3337 mg, 4,19%).

Znane związki (7-18) zidentyfikowano przez porównanie ich danych fizycznych ([a]D, IR, 1H-NMR, 13C-NMR, MS) z podanymi wartościami1,7,19-24,26,27) lub te z próbek handlowych.25) Kankanoside A (1): Amorficzny proszek, [a]D 25 107,4 stopnia (c 1,50, MeOH). FAB-MS z jonami dodatnimi o wysokiej rozdzielczości: obliczono dla C16H26O8Na (M Na) 369,1525; Znaleziono 369,1522. IR (KBr): 3410, 2940, 1647, 1076 cm1. 1H-NMR (500 MHz, CD3OD i pirydyna-d5) d: podano w Tabeli 1. 13C-NMR (125 MHz, CD3OD i pirydyna-d5) d C: podano w Tabeli 2. FAB-MS z jonami dodatnimi: m /z 369 (MNa). FAB-MS z jonami ujemnymi: m/z 345 (MH).

Kankanoside B (2): Amorficzny proszek, [a]D 26 118,7 stopnia (c 0,10, MeOH). FAB-MS z jonami dodatnimi o wysokiej rozdzielczości: obliczono dla C15H24O10Na (M Na) 387,1267; Znaleziono 387,1261. IR (KBr): 3410, 2940, 1647, 1085 cm1. 1H-NMR (500 MHz, CD3OD) d: podano w Tabeli 1. 13C-NMR (125 MHz, CD3OD) dC: podano w Tabeli 2. Dodatni jon FAB-MS: m/z 387 (M Na). FAB-MS z jonami ujemnymi: m/z 363 (MH).

Kankanoside C (3): Amorficzny proszek, [a]D 26 34.0 stopnia (c 1.00, MeOH). FAB-MS z jonami ujemnymi o wysokiej rozdzielczości: obliczono dla C15H24ClO10 (MH) 399,1058; Znaleziono 399,1077. IR (KBr): 3410, 2964, 1159, 1078, 1048, 949 cm1. 1H-NMR (500 MHz, CD3OD) d: podano w Tabeli 1. 13C NMR (125 MHz, CD3OD) dC: podano w Tabeli 2. FAB-MS z jonami ujemnymi: m/z 399, 401 (MH).

Kankanoside D (4): Amorficzny proszek, [a]D 25 30,6 stopnia (c 0,50, MeOH). FAB-MS z jonami dodatnimi o wysokiej rozdzielczości: obliczono dla C15H26O7Na (M Na) 341.1204; Znaleziono 341.1210. IR (KBr): 3410, 2940, 1655, 1078, 1040 cm1. 1H-NMR (500 MHz, CD3OD) d: podano w Tabeli 3. 13C-NMR (125 MHz, CD3OD) dC: podano w Tabeli 4. Jon dodatni FAB-MS: m/z 341 (M Na). FAB-MS z jonami ujemnymi: m/z 317 (MH).

Kankanol (5): Amorficzny proszek, [a]D25 11,1 stopnia (c 1,40, MeOH). CI-MS o wysokiej rozdzielczości: obliczono dla C9H14ClO4 (MH) 221.0580; Znaleziono 221.0582. IR (KBr): 3399,3004,1165,1096,1059,1048,955 cm1. 1H-NMR (500 MHz, CD3OD) d: podano w Tabeli 1. 13C-NMR (125 MHz, CD3OD) d C: podano w Tabeli 2. CI-MS m/z (procent): 221 (MH) (5 ), 223 (MH) (2), 185 (88), 167 (100), 149 (71) i 57 (49).

Kankanoside E (6): Amorficzny proszek, [a]D 25 20,0 stopnia (c 2.00, MeOH). FAB-MS z jonami dodatnimi o wysokiej rozdzielczości: obliczono dla C16H28O8Na (M Na) 371,1682; Znaleziono 371.1690. UV [MeOH, nm (loge)]: 215 (4,16). IR (KBr): 3410, 2940, 1647, 1085, 1043 cm1. 1H-NMR (500 MHz, CD3OD) d: podano w Tabeli 3. 13C-NMR (125 MHz, CD3OD) dC: podano w Tabeli 4. Jon dodatni FAB-MS: m/z 371 (M Na). FAB-MS z jonami ujemnymi: m/z 347 (MH).

korzyść z ekstraktu z cistanche

Hydroliza kwasowa 1-4 i 6 z 1 M HCl

Roztwór 1-4 lub 6 (każdy 1,5 mg) w 1 M HCl (0,5 ml) ogrzewano pod chłodnicą zwrotną przez 3 godziny. Po schłodzeniu mieszaninę reakcyjną wlano do lodowatej wody i zobojętniono Amberlite IRA-400 (postać OH), a żywicę usunięto przez filtrację. Następnie przesącz wyekstrahowano EtOAc. Warstwę wodną poddano analizie HPLC w następujących warunkach: kolumna HPLC, czujnik Ka LC NH{{10}, 4,6 mm id 250 mm (Tokyo Kasei Co., Ltd., Tokio, Japonia); wykrywanie, rotacja optyczna [Shodex OR-2 (Showa Denko Co., Ltd., Tokio, Japonia)]; faza ruchoma, CH3CN–H2O (75:25, v/v); szybkość współbieżna 0,8 ml/min; temperatura kolumny, temperatura pokojowa. Identyfikację D-glukozy obecnej w warstwie wodnej przeprowadzono porównując jej czas retencji i skręcalność optyczną z autentyczną próbką: tR 12,3 min (dodatnia skręcalność optyczna)

Hydroliza enzymatyczna 1, 4 i 6 z b-glukozydazą

Roztwór 1 (7,7 mg) w H2O (1,5 ml) potraktowano b-glukozydazą (5,0 mg, z migdałów, Oriental Yeast Co., Tokio, Japonia) i roztwór mieszano w 37 stopniach przez 3 dni. Po dodaniu EtOH do mieszaniny reakcyjnej, rozpuszczalnik usunięto pod zmniejszonym ciśnieniem, a pozostałość oczyszczono metodą HPLC [MeOH–H2O (55:45, v/v)] w celu uzyskania kankageniny a (1a, 2,3 mg, 56 procent ) . W podobnej procedurze (R)-rotundiol33,34) (4a, 1,2 mg, 69 procent) i (2E,6R)-8-hydroksy-2,6-dimetyl{{30} kwas }oktanowy36) (6a, 6,8 mg, 62 procent) otrzymano odpowiednio z 4 (3,5 mg) i 6 (20,4 mg).

Kankagenin a (1a): Biały proszek, [a]D 25 18,4 stopnia (c 0,20, MeOH). EI-MS o wysokiej rozdzielczości: obliczono dla C10H16O3 (M) 184,1099; Znaleziono 184.1106. IR (KBr): 3410, 2940, 1684 cm1. 1H-NMR (500 MHz, CD3OD) d: podano w Tabeli 1. 13C-NMR (125 MHz, CD3OD) d C: podano w Tabeli 2. EI MS: m/z (procent): 184 (M, 37) , 95 (100).

Obróbka alkaliczna 14 z 5% wodnym roztworem KOH

Roztwór 14 (23.0 mg) w 5% wodnym KOH (1.0 ml) mieszano w 80 stopniu przez 2 godziny. Mieszaninę reakcyjną zobojętniono Amberlite HCR-W2 (forma H). Usunięcie rozpuszczalnika z przesączu pod zmniejszonym ciśnieniem dało pozostałość, którą oczyszczono metodą HPLC [MeOH–H2O (5:95, v/v)] otrzymując 2 (4,0 mg, 16 procent) i 1932) (10,5 mg , 43 proc.

Traktowanie kwasem 14 z 5% wodnym roztworem HCl

Roztwór 14 (25.0 mg) w 5% wodnym roztworze HCl (2.0 ml) mieszano w temperaturze pokojowej przez 3 godziny. Mieszaninę reakcyjną wlano do lodowatej wody i całą mieszaninę reakcyjną wyekstrahowano EtOAc. Ekstrakt EtOAc kolejno przemyto nasyconym wodnym roztworem NaHCO3 i solanką, następnie osuszono nad bezwodnym proszkiem MgSO4 i przesączono. Usunięcie rozpuszczalnika z przesączu pod zmniejszonym ciśnieniem dało pozostałość, którą oddzielono metodą HPLC [MeOH–H2O (20: 80, v/v)], otrzymując 14a (4,0 mg, 25 procent).

14a

Biały proszek, [a]D20 21,5 stopnia (c 0,30, MeOH). CI-MS o wysokiej rozdzielczości: obliczono dla C9H14ClO4 (MH) 221.0580; Znaleziono 221.0587. IR (KBr): 3410, 2962, 1365, 1152, 1055, 945 cm1. 1H-NMR (500 MHz, CD3OD) d: podano w Tabeli 1. 13C-NMR (125 MHz, CD3OD) d C: podano w Tabeli 2. CI-MS: m/z (procent): 221 (MH) ( 7), 223 (MH) (3), 203 (MH2O) (97), 205 (MH2O) (33), 185 (7), 167 (12), 159 (32), 121(27), 110 (48), 95 (64), 85 (100), 67 (56) i 57 (65).

Acetylowanie 5 i 14a

Roztwór 5 (2,5 mg) w pirydynie (0,5 ml) potraktowano bezwodnikiem octowym (Ac2O, 0,4 ml) i mieszaninę mieszano w temperaturze pokojowej przez 12 godzin. Mieszaninę reakcyjną wlano do lodowatej wody i całą mieszaninę reakcyjną wyekstrahowano EtOAc. Ekstrakt EtOAc kolejno przemyto 5% wodnym roztworem HCl, nasyconym wodnym roztworem NaHCO3 i solanką, a następnie osuszono nad bezwodnym proszkiem MgSO4 i przesączono. Usunięcie rozpuszczalnika z przesączu pod zmniejszonym ciśnieniem dało pozostałość, którą oczyszczono metodą HPLC [MeOH–H2O (35:65, v/v)], otrzymując 5a (2,3 mg, 77 procent). Podobną procedurą wytworzono także 14b (2,7 mg, 87 procent) i oczyszczono metodą HPLC [MeOH–H2O (55:45, v/v)] z 14a (2,1 mg).

5a

Biały proszek, [a]D20 1,8 stopnia (c 0,18, MeOH). CI MS o wysokiej rozdzielczości: obliczono dla C11H15O5 (MH) 227,0919; Znaleziono 227,0925. IR (KBr): 2962, 1734, 1374, 1258, 1237, 1169, 1103, 1053, 947 cm1. 1H-NMR (500 MHz, CD3OD) d: podano w Tabeli 1. 13C-NMR (125 MHz, CD3OD) d C: podano w Tabeli 2. CI-MS m/z (procent): 227 (MH) (28 ), 209 (M H2O) (4), 184 (3), 166 (45), 149 (22), 138 (38), 122 (44), 94 (31), 85 (100) i 57 (34 ).

14b

Biały proszek, [a]D20 23,7 stopnia (c 0,06, MeOH). CI-MS o wysokiej rozdzielczości: obliczono dla C13H18ClO6 (MH) 305,0792; Znaleziono 305.0790. IR (KBr): 1744, 1376, 1243, 1231, 1001, 941 cm1. 1H-NMR (500 MHz, CD3OD) d: podano w Tabeli 1. 13C-NMR (125 MHz, CD3OD) d C: podano w Tabeli 2. CI-MS: m/z (procent): 305 (MH) ( 2), 307 (MH) (1), 263 (MH C2H3O) (6), 265 (MH C2H3O) (3), 245 (30), 203 (8), 185 (100), 167 (7), 149 (33), 121 (26), 95 (15), 85 (37) i 57 (93).

Podziękowanie

Badania te były wspierane przez 21st COE Program, Academic Frontier Project i Grant-in-Aid na badania naukowe z Ministerstwa Edukacji, Kultury, Sportu, Nauki i Technologii Japonii. Autorzy dziękują profesorowi Xiaoguang Jia z Instytutu Tradycyjnych Medycyny Chińskiej i Etnologicznej Xinjiang w Urumqi w Chinach za identyfikację materiału roślinnego.

zasiłek cistanche

Referencje i uwagi

1) Kobayashi H., Oguchi H., Takizawa N., Miyase T., Ueno A., Usmanghani K., Ahmad M., Chem. Farmacja Bull., 35, 3309-3314 (1987).

2) Xinjiang Science and Technology Press, „Culture Techniques of Xinjiang Staple Medicinal Plants”, Xinjiang Institute of Traditional Chinese and Ethnologic Medicines Ed., 2004, s. 84-88.

3) Du N., Zhou P., Wang J., Liu C., Li W., Zhongguo Yaoke Daxue Xue bao, 24, 46—48 (1993).

4) Xue D., Zhongguo Zhongyao Zazhi, 22, 170-171 (1997).

5) Song Z., Mo S., Chen Y., Tu P., Li W., Zhao Y., Zheng J., Zhongguo Zhongyao Zazhi, 25, 728-730 (2000).

6) Song Z., Tu P., Zhao Y., Zheng J., Zhongcaoyao, 31, 808-810 (2000).

7) Yoshizawa F., Deyama T., Takizawa N., Usmanghani K., Ahmad M., Chem. Farmacja Bull., 38, 1927-1930 (1990).

8) Matsuda H., Morikawa T., Tao J., Ueda K., Yoshikawa M., Chem. Farmacja Bull., 50, 208-215 (2002).

9) Morikawa T., Matsuda H., Toguchida I., Ueda K., Yoshikawa M., J. Nat. Prod., 65, 1468-1474 (2002).

10) Tao J., Morikawa T., Toguchida I., Ando S., Matsuda H., Yoshikawa M., Bioorg. Med. Chem., 10, 4005-4012 (2002).

11) Morikawa T., Tao J., Ando S., Matsuda H., Yoshikawa M., J. Nat. Prod., 66, 638-645 (2003).

12) Tao J., Morikawa T., Ando S., Matsuda H., Yoshikawa M., Chem. Farmacja Bull., 51, 654-662 (2003).

13) Matsuda H., Morikawa T., Xie H., Yoshikawa M., Planta Med., 70, 847-855 (2004).

14) Sun B., Morikawa T., Matsuda H., Tewtrakul S., Harima S., Yoshikawa M., J. Nat. Prod., 67, 1464-1469 (2004).

15) Morikawa T., Sun B., Matsuda H., Wu LJ, Harima S., Yoshikawa M., Chem. Farmacja Bull., 52, 1194-1199 (2004).

16) Xie H., Wang T., Matsuda H., Morikawa T., Yoshikawa M., Tani T., Chem. Farmacja Bull., 53, 1416-1422 (2005).

17) Morikawa T., Xie H., Matsuda H., Yoshikawa M., J. Nat. Prod., 69 (2006) w druku.

18) Morikawa T., Xie H., Matsuda H., Wang T., Yoshikawa M., Chem. Farmacja Bull., 54, 506-513 (2006).

19) Kobayashi H., Karasawa H., Miyase T., Fukushima S., Chem. Farmacja Bull., 33, 3645-3650 (1985).

20) Otsuka H., Fitochemia, 33, 617-622 (1993).

21) Zhao W., Yang G., Xu R., Qin G., Phytochemistry, 41, 1553-1555 (1996).

22) Kobayashi H., Karasawa H., Miyase T., Fukushima S., Chem. Farmacja Bull., 32, 1729-1734 (1984).

23) Xu Z., Yang S., Yang J., Lu R., Zhongcaoyao, 30, 244-246 (1999).

24) Wang SJ, Pei YH, Hua HM, Chin. Chem. Lett., 12, 343-344 (2001).

25) Te znane związki zidentyfikowano przez porównanie ich danych fizycznych z próbkami uzyskanymi w handlu.

26) Pires R., Burger K., Tetrahedron, 53, 9213-9218 (1997).

27) Kamal A., Ramana KV, Ramana AV, Babu AH, Tetrahedron: Asymmetry, 14, 2587-2594 (2003).

27 DQF COSY), eksperymenty z heterojądrową wielokrotną koherencją kwantową (HMQC) i heterojądrową łącznością wielokrotnych wiązań (HMBC).

29) Nishizawa M., Kodama S., Yamase Y., Kayano K., Hatakeyama S., Ya mada H., Chem. Farmacja Bull., 42, 982-984 (1994).

30) Yoshikawa M., Ueda T., Matsuda H., Yamahara J., Murakami N., Chem. Farmacja Bull., 42, 1691-1693 (1994).

31) Matsuda H., Shimoda H., Uemura T., Ueda T., Yamahara J., Yoshikawa M., Chem. Farmacja Bull., 47, 1753-1758 (1999).

32) Damtoft S., Jensen SR, Nielsen BJ, Phytochemistry, 24, 2281-2283 (1985).

33) Watanabe K., Takada Y., Matsuo N., Nishimura H., Biosci. Biotechnologia. Biochem., 59, 1979-1980 (1995).

34) Takikawa H., Yamazaki Y., Mori K., Eur. J.Org. Chem., 229-232 (1998).

35) Kitagawa I., Fukuda Y., Taniyama T., Yoshikawa M., Chem. Farmacja Bull., 39, 1171-1176 (1991).

36) Yamaguchi K., Shinohara C., Kojima S., Sodeoka M., Tsuji T., Biosci. Biotechnologia. Biochem., 63, 731-735 (1999).