Badanie histopatologii nerek i funkcji fizjologicznych

Kontakt:joanna.jia@wecistanche.com/ WhatsApp: 008618081934791

Ahmad Fauzi i inni

Abstrakcyjny.

The purpose of this study was to analyze abnormal changes in kidney histology and physiology in acute kidney injury animal models with multiple doses of gentamicin. Induction of experimental animals was carried out on 20 rats (Rattus norvegicus) Wistar strain which was divided into 4 groups, group I was a negative control group, groups II, III, and IV are gentamicin-induced groups at doses of 30 mg/kg, 40 mg/kg, and 50 mg/kg, respectively. Kidney histopathology was stained with Hematoxylin Eosin (HE), while analysis of serum BUN and creatinine by spectrophotometric method. Data analysis for kidney histopathology was descriptive while BUN and Creatinine were statistically tested with one-way ANOVA. The results of this study showed there was kidney damage in all gentamicin-induced groups, which is necrosis in the contortions tubule and the Bowman's capsule compared to the negative control group. The group of rats with the higher doses of gentamicin showed a more severe level of histopathological changes, however, BUN and creatinine levels were not significantly different (p>0.05). W badaniu tym stwierdzono, że indukcja gentamycyny może powodować zmiany histopatologiczne nerek, ale nie fizjologię nerek.

Słowa kluczowe:model zwierzęcy, antybiotyk, BUN, kreatynina, nefrotoksyczność.

cistanche po hindimoże poprawić czynność nerek

1. Wstęp

Ostre uszkodzenie nerek to choroba polegająca na niewydolności nerek lub uszkodzeniu nerek, która pojawia się szybko w ciągu kilku godzin lub kilku dni. Objawy pojawiające się w częstości występowania ostrychnerkaurazytakie jak ból brzucha, wielomocz, skąpomocz i inne(1). Choroba ta jest najczęściej diagnozowana poprzez pomiar poziomu biomarkerów; takich jak azot mocznikowy we krwi (BUN) i kreatynina. Jednak te zmiany biomarkerów często nie opisują faktycznego stanu nerek. Ostre stany uszkodzenia nerek można wyraźnie zaobserwować, obserwując makroskopowo i mikroskopowo nerkę.Uszkodzonynerkimoże charakteryzować się obrzękiem kory nerkowej, a także martwicą komórki(2). Podczas gdy podwyższony poziom biomarkerów BUN i kreatyniny we krwi występuje, gdy nerki są uszkodzone o około 30 procent - 59 procent, czemu towarzyszy anemia i letarg(3). Wiadomo, że nerki są w stanie się regenerować, ale przy współczynniku uszkodzenia komórek wynoszącym do 50 procent trudno będzie normalnie przywrócić ich funkcje fizjologiczne. To skłoniło wielu badaczy do zbadania różnych substancji, które mogą powodować nefrotoksyczność w celu zmniejszenia częstości występowania tej choroby

Ponadto ważne jest również zbadanie mechanizmu ostrego uszkodzenia nerek na modelach zwierzęcych. Modele zwierzęce ostrego uszkodzenia nerek występują z powodu uszkodzenia nefronu w nerkach. W nefronie, który składa się z kłębuszka nerkowego, torebki Bowmana, zakrętu rurkowego lub łuku Henlego, wystąpi martwica komórek. Według Halima (2014) stworzenie zwierzęcego modelu ostrego uszkodzenia nerek zajmuje około jednego miesiąca(4). Materiał, który można wykorzystać do wywołania uszkodzenia nerek, jest zróżnicowany, np. leki. Jednym z leków mogących powodować uszkodzenie nerek są antybiotyki(2). Antybiotyki, które są często używane do tworzenia modeli zwierzęcych uszkodzenia nerek, to antybiotyki gentamycynowe. Indukcyjne dawki antybiotyków stymulujących uszkodzenie nerek są bardzo zróżnicowane. Szeroko opisywano różne badania nefrotoksycznej gentamycyny, takie jak niskie dawki 10 mg/kg mc w okresie miesięcy(4), wysokie dawki 60 mg/kg mc w ciągu 10 dni(5,6), dawki 100 mg/kg masy ciała w ciągu 8 dni (7).

W dzisiejszych czasach nadal często stosuje się wstrzykiwanie gentamycyny u zwierząt, podczas gdy u ludzi zaczęto go zaniechać. Bezpieczna dawka często stosowana u ludzi to 5-7 mg/kg mc(8), w następnym roku spada do 3-5 mg/kg mc(9). Wiadomo, że dawka gentamycyny, która jest 10-krotnością bezpiecznej dawki, powoduje toksyczność u szczurów. Ta bezpieczna zmiana dawki może również pozwolić na zmiany dawek toksycznych, dlatego niniejsze badanie ma na celu analizę zmian histologicznych i fizjologicznych u szczurów jako zwierzęcych modeli ostrego uszkodzenia nerek spowodowanego wstrzyknięciem gentamycyny w dawkach wielopoziomowych od 30 mg/kg masy ciała do 50 mg/ kg masy ciała.

2. Materiał i metody

2.1. Model zwierzęcy

Dwadzieścia samców szczurów rasy Wistar, uzyskanych z de Wistar Bandung, podzielono na 4 grupy, Grupa I była grupą kontrolną z zastrzykiem placebo, Grupa II była indukowana dawką gentamycyny 30 mg/kg BW, Grupa III była indukowana dawką gentamycyny o 40 mg/kg BW, a Grupa IV była indukowana dawką gentamycyny 50 mg/kg BW. Zwierzęta uśmiercono 10 dnia. Badanie histopatologiczne przeprowadzono na tkance nerkowej szczurów po uśmierceniu. Całe zwierzę spełniało wytyczne zadeklarowane przez instytucjonalną komisję ds. opieki i użytkowania zwierząt o numerze rejestracyjnym 954-KEP.

2.2. Wstrzyknięcie gentamycyny

Każdy szczur otrzymywał codziennie domięśniowe wstrzyknięcie (pomiędzy półbłoniasty i półścięgnisty) siarczanu gentamycyny (Genta-100®) przez 10 dni w różnych dawkach w zależności od grupy.

2.3. Badanie preparatów histologicznych nerek

Narządy nerkowe umieszczono w 10 procentowej buforowanej formalinie w celu przygotowania preparatów do histopatologii. Nerki przekształcono w preparat histologiczny przez przeniesienie tkanki do 70% alkoholu jako punktu zatrzymania. Następnie tkankę odwadniano wielopoziomowym alkoholem o stężeniu 70 procent przez 24 godziny, 80 procent etanolu przez 2 godziny, 90 procent etanolu, 95 procent i absolutnego etanolu przez 20 minut. Następnie organy moczono w ksylolu I przez 20 minut iw ksylolu II przez 30 minut, aby organy były czyste. Następnie przefiltrowana tkanka i osadzona w bloku parafinowym 56-58 C. Narząd nerki jest cięty na grubość 5 mikronów za pomocą obrotowego mikrotomu. W każdym powtórzeniu wykonano 4 nacięcia w odstępach co 10 nacięć i umieszczono na szkle przedmiotu, któremu podano 70-procentowy roztwór alkoholu, a następnie wybarwiono hematoksyliną-eozyną (HE) (10).

2.4. Pobieranie krwi u zwierząt doświadczalnych

Pobieranie krwi w modelach zwierzęcych przez zatokę podoczodołową za pomocą mikrohematokrytu, a następnie umieszczanie w vacutainer. Utworzoną surowicę wprowadzono do niekoagulującej mikroprobówki do analizy pod kątem BUN surowicy i kreatyniny.

2.5. Pomiar poziomu BUN i kreatyniny

Poziomy BUN i kreatyniny badano za pomocą spektrofotometrii (ABX Pentra). Fizjologię nerek oceniono metodą kolorymetryczną Jaffe (zestawy kreatyniny i mocznika DiaSys diagnostic systems GmbH Germany) w celu obliczenia poziomu azotu mocznikowego we krwi (BUN) i kreatyniny w surowicy.

2.6. Analiza statystyczna

Obserwacje histopatologii nerek z użyciem mikroskopu elektronowego zostały następnie przeanalizowane opisowo. Dane BUN i kreatyniny zostały przeanalizowane ilościowo za pomocą pakietu statystycznego dla programu Nauk Społecznych (SPSS, v20). Przeprowadzono jednokierunkowy test ANOVA, aby zaobserwować istotne różnice między grupami (<0.05) and="" continued="" with="" the="" tukey="">

3. Wyniki i dyskusja

3.1. Zmiany makroskopowe w nerce indukowanej gentamycyną

Szczury indukowane gentamycyną wykazywały kliniczne objawy letargu, braku aktywności, a makroskopia moczu wykazała lekko czerwonawy kolor, ale kał był w normie, konsumpcja jedzenia i napojów była nadal w normie. Makroskopowo, wielkość nerki szczurów kontrolnych i leczonych nie różniła się, ale różnice występują poza kolorem błony śluzowej nerek w grupie kontrolnej (figura 1a) i grupie indukowanej gentamycyną (figura 1b).

Rycina 1. Nerki u szczurów z kontroli negatywnej mają kształt fasoli i mają czerwonawy kolor jak normalne nerki (a), podczas gdy nerki w grupie indukowanej gentamycyną wyglądają bledsze (b)

3.2. Zmiany w histologii nerek modeli zwierzęcych z indukcją gentamycyną.

Obserwacje mikroskopowe z użyciem powiększenia 100-krotnego i 400-krotnego wykazały zmianę histopatologiczną w grupie z indukcją gentamycyny. Natomiast grupa kontrolna, która nie została wywołana gentamycyną, nie wykazała żadnych mikroskopowych zmian (Figura 2). Sferyczny kłębuszki składa się z prostych naczyń włosowatych komórek śródbłonka, torebki Bowmana miały kształt okrągły z uproszczonymi komórkami płaskonabłonkowymi, kanaliki proksymalne z prostym prostopadłościanem komórkowym z mikrokosmkami i kanaliki dystalne z zaokrągloną prostopadłościanem bez mikrokosmków pętli Henlego z zaokrągloną prostą komórką płaskonabłonkową(11),

Rycina 2. Histopatologia nerek w grupie kontroli ujemnej (barwienie hematoksyliną-eozyną, powiększenie 100x i 400x). Kłębuszek nerkowy (strzałka) jest normalny o okrągłym kształcie i solidnej strukturze, kanalikach proksymalnych (grot strzałki) o prostopadłościennych, okrągłych komórkach i willach.

Na obrazach mikroskopowych nerek szczura po wstrzyknięciu gentamycyny 30 mg/kg masy ciała (grupa I) zaobserwowano zmiany histopatologiczne w porównaniu z grupą kontroli negatywnej (Figura 3). komórki śródbłonka kłębuszkowego ulegają erozji, torebka Bowmana ulega martwicy, a przestrzeń Bowmana staje się bardziej cienka. Stanem komórek kanalika proksymalnego była martwica, która objawia się złuszczaniem prostych komórek nabłonka prostopadłościanu z zanikaniem cytoplazmy i jąder komórkowych. Komórki zapalne w kanaliku proksymalnym znajdują się wokół komórek nabłonka kanalików, charakteryzujących się dużymi, czarno-fioletowymi okrągłymi komórkami.

Figura 3. Histopatologia nerki w leczonej grupie I z indukcją 30 mg/kg masy ciała (barwienie hematoksyliną-eozyną, powiększenie 100x i 400x). (strzałka) Kłębuszki wykazywały erozję komórek śródbłonka, (grot strzałki) Kapsułki Bowmana wykazywały martwicę i rozciąganie, * Krzywizna kanalików wykazywała martwicę i wiele komórek zapalnych.

Obrazy histopatologiczne szczurów, którym wstrzyknięto 40 mg/kg masy ciała w grupie II, pokazują bardziej poważny stopień uszkodzenia w porównaniu z grupą kontrolną i leczoną I (Figura 4). kłębuszki były martwicą i erozją komórek śródbłonka, przestrzeń Bowmana staje się bardziej rozrzedzona, a jądro komórek nabłonka w torebce Bowmana uległo lizie. Prostopadłościenne proste komórki nabłonkowe w proksymalnych kanalikach wykrzywionych widzą martwicę, a złuszczanie komórek nabłonka występuje zarówno w cytoplazmie, jak iw jądrze. Komórki zapalne są często widoczne wokół uszkodzonych nefronów.

Figura 4. Histopatologia nerek w leczonej grupie II Indukcja 40 mg/kg BW (barwienie hematoksyliną-eozyną, powiększenie 100x i 400x). Kłębuszki (strzałka) wykazały złuszczanie komórek śródbłonka, torebka Bowmana (grot strzałki) okazała się martwicą i przestrzeń Bowmana rozciągała się, Contortus tubularny (*) był martwicą, a następnie komórki zapalne (kółko).

Wraz ze wzrostem dawek indukujących gentamycynę, uszkodzenie nerek stawało się bardziej poważne, co zilustrowano na obrazach mikroskopowych szczurów, którym wstrzyknięto gentamycynę w dawce 50 mg/kg masy ciała w grupie III (Figura 5). Uszkodzenia wystąpiły we wszystkich częściach nefronu, tj. kłębuszkach nerkowych, torebce Bowmana, kanaliku proksymalnym i kanaliku dystalnym. W kłębuszkach, martwica komórek śródbłonka powoduje większą szczelinę w przestrzeni Bowmana, torebki Bowmana były widoczne martwicę w prostej strukturze ściany komórkowej płaskonabłonkowej, proksymalne kanaliki wykrzywione i dystalne kanaliki były widoczne martwicę lub zaznaczono ostrą martwicą kanalików (ATN ), prosta struktura płaskonabłonkowa ściany komórkowej była martwica i wydaje się być złuszczona w swojej strukturze histologicznej. W przekrojach kanalikowych zaobserwowano wiele jednojądrzastych komórek zapalnych w komórkach ulegających martwicy.

Figura 5. Histopatologia nerek w grupie III Indukcja gentamycyny 50 mg/kg masy ciała (barwienie hematoksyliną-eozyną, powiększenie 100x i 400x). Złuszczenie komórek śródbłonka Glomerulus (strzałka), torebka Bowmana (grot strzałki) wykazały martwicę, a przestrzenie Bowmana stały się wyraźne. Martwica występuje na Contortus Tubular Contortus (*).

Podawanie dużych dawek gentamycyny w zastrzyku może spowodować uszkodzenie struktury nefronu charakteryzującej się martwicą i złuszczaniem komórek nabłonka w kłębuszkach nerkowych, torebce Bowmana i kanalikach nerkowych, co wpłynie na upośledzenie funkcji nerek w postaci filtracji kłębuszkowej i reabsorpcji oraz wydzielania w kanalikach nerkowych. Głównym aspektem nefrotoksyczności gentamycyny jest cytotoksyczność kanalikowa. Terapia gentamycyną u zwierząt może być związana z apoptozą(12) oraz martwicą komórek nabłonka kanalików(13). Gentamycyna powoduje cytotoksyczność w komórkach, gdzie może się kumulować. W nerkach są to zazwyczaj komórki nabłonka kanalików proksymalnych(14), natomiast komórki kanalików dystalnych i przewody zbiorcze są znacznie mniej podatne na działanie cytotoksyczne(15). Lek jest następnie transportowany do lizosomu, urządzenia Goldzi i retikulum endoplazmatycznego(16). Gentamycyna wiąże się z błoną fosfolipidową, zmieniając jej funkcję i powodując stan znany jako fosfolipidoza u ludzi(17) i zwierząt doświadczalnych(18). Fosfolipidoza lizosomalna jest spowodowana zaburzeniami szlaku sygnałowego fosfatydyloinozytolu(19), zmniejszeniem obrotu fosfolipidów i ich akumulacją w błonie komórkowej.

Fosfolipidoza jest bezpośrednio związana z toksycznością gentamycyny(20). Jednak podobne zmiany wykryto w innych typach komórek wystawionych na działanie gentamycyny, ale bez znaczących uszkodzeń i śmierci komórki. Gdy stężenie gentamycyny w endosomach osiągnie określony poziom, błona zostaje przerwana, a jej zawartość, w tym gentamycyna, zostaje uwolniona do cytoplazmy(21). W cytoplazmie gentamycyna działa na mitochondria zarówno bezpośrednio, jak i pośrednio(22) i aktywuje wewnętrzną ścieżkę apoptozy, przerywa łańcuch oddechowy, zmniejsza syntezę ATP i wywołuje stres oksydacyjny poprzez tworzenie anionów ponadtlenkowych i rodników hydroksylowych(23), co prowadzi do śmierci komórki. W dużych ilościach katepsyna powoduje masową proteolizę, co skutkuje martwicą, zwłaszcza przy braku ATP. W retikulum endoplazmatycznym gentamycyna hamuje syntezę białek, ingerując w dokładność translacji i modyfikacji białek potranslacyjnych(24). Powoduje to stres retikulum endoplazmatycznego i aktywację apoptotyczną przez kaspazę 12 i kalpainę(25).

Wyniki tego badania są zbliżone do wyników badań przeprowadzonych przez Lintong (2012). Podawanie gentamycyny szczurom laboratoryjnym w dawce 10-20 mg/kg masy ciała spowodowało charakterystyczne i wyraźne zmiany w lizosomach komórek nabłonka kanalików proksymalnych(6). Te zmiany to dysfunkcja kanalików; oderwanie rąbka szczoteczkowego i uwolnienie enzymów lizosomalnych; zmniejszyć wchłanianie zwrotne białka, wapnia, magnezu, potasu i glukozy; fosfolipiduria i wydalanie odlewu. Podawanie gentamycyny w dawkach powyżej 40 mg/kg masy ciała szybko wywołuje martwicę kory nerkowej z towarzyszącą niewydolnością nerek.

3.3. Brak istotnych zmian w BUN i kreatyninie w grupie gentamycyny

One-way ANOVA results showed no significant difference between treatments (p>0.05). Dlatego test Tukeya nie był kontynuowany. Średnie poziomy BUN i kreatyniny w surowicy krwi przedstawiono w tabeli 1.1.

Według Johnsona (2014), poziomy BUN u szczurów wahają się od 10-21 mg/dL(26). Podczas gdy ostre uszkodzenie nerek powoduje, że poziomy BUN są 10-krotnie wyższe niż normalne (27). W normalnych warunkach BUN jest wynikiem metabolizmu białek, który zachodzi w wątrobie. Substancja ta będzie kierowana przez naczynia krwionośne i wydalana przez układ moczowy w nerkach, dzięki czemu poziomy BUN w naczyniu krwionośnym zostaną znalezione w niewielkiej ilości. Z uzyskanej średniej wartości dla każdej grupy wynika, że ​​nie ma znaczącej różnicy w obrębie grup, ale istnieje tendencja do wzrostu wraz ze wzrostem dawek gentamycyny.

One-way ANOVA test results on creatinine samples showed no difference between treatments (p>{{0}}.05). Średnia wartość w grupie kontrolnej i grupie leczonej I nadal mieściła się w normalnym zakresie poziomów kreatyniny u białych szczurów, który wynosi 0.2 - 0.8(26). Obecne standardowe testy do określenia stanu czynności nerek polegały na pomiarze kreatyniny w surowicy i produkcji moczu. Jednak początkowy pomiar stężenia kreatyniny w surowicy może nie odzwierciedlać rozległości urazu, ponieważ akumulacja kreatyniny zawsze pozostaje w tyle za zdarzeniami urazowymi (28). Wzrost kreatyniny w surowicy może wskazywać na uszkodzenie nerek, ale ma ograniczoną zdolność do określania uszkodzeń we wczesnych stadiach (29). Według Nguyena i Devarajana (2008) poziom kreatyniny zaczyna wzrastać, gdy uszkodzenie nerek osiąga 50% (30), więc można wnioskować, że zaobserwowane uszkodzenie nerek wciąż wynosi poniżej 50%.

4. Wniosek

Na podstawie wyników tego badania można stwierdzić, że zmiany histopatologiczne nerek spowodowane wstrzyknięciem gentamycyny przez 10 dni wystąpiły we wszystkich grupach gentamycyny, ale ta nieprawidłowość nie pojawiła się w surowicy BUN i kreatyniny. Ze względu na biomarker opóźnienia w tym badaniu, zasugerowaliśmy dodanie kolejnej zmiennej w celu obserwacji ostrego uszkodzenia nerek.

5. Potwierdzenie

Wdzięczne podziękowania należą się Ministerstwu Badań Naukowych, Technologii i Szkolnictwa Wyższego za wsparcie finansowania w ramach programu PUPT 2017 oraz za współpracę w prowadzeniu tych badań.

Bibliografia

1. Alfonso AA, Mongan AE, Memah MF. Gambaran kadar kreatinin serum pada pasien penyakit ginjal kronik stadion 5 non dialisis. Dziennik e-Biomedik. 2016;4(1).

2. Chasani S. Antibiotik Nefrotoksik: Penggunaan pada Gangguan Fungsi Ginjal. J Laporan Penelitian. 2008.

3. K KZ. Przewlekłą chorobę nerek. Los Angeles: system opieki zdrowotnej Henry'ego Forda; 2011.

4. Halim H, Achadiyani A, Tjahjodjati T. Nigella sativa Infusion jako środek przeciwutleniający przeciwko uszkodzeniom nerek wywołanym przez gentamycynę u myszy. Dziennik medyczny Althea. 2014;1(2):90-3.

5. Padmini MP, Kumar JV. Badanie histopatologiczne nefrotoksyczności indukowanej gentamycyną u eksperymentalnych szczurów albinosów. IOSR J Dent Med Sci. 2012;1(1):14-7.

6. Lintong PM, Kairupan CF, Sondakh PL. Gambaran Mikroskopik Ginjal Tikus Wistar (Rattus norvegicus) Setelah Diinduksi Dengan Gentamisin. Dziennik Biomedik. 2012;4(3).

7. ATAMAN N, Mert H, Yildirim S, Mert NJAÜVFD. Wpływ fukoidanu na zmiany niektórych parametrów biochemicznych w nefrotoksyczności indukowanej gentamycyną u szczurów. 2018;65(1):9-14.

8. Freeman CD, Nicolau D, Belliveau P, Nightingale C. Dawkowanie aminoglikozydów raz dziennie: przegląd i zalecenia dla praktyki klinicznej. Dziennik chemioterapii przeciwdrobnoustrojowej. 1997;39(6):677-86.

9. Gentamycyna [Internet]. Publikacje w arkuszach danych. 2005.

10. Wulandari S. Ekstraksi Tumor Necrosis Fakcor (TNF-) dan Gambaran Histopatologi Ginjal Pada Tikus (Rattus Norvegicus) Nerek Fibrosis Pasca Induksi Streptokinase. Malang: Uniwersytet Brawijaya; 2012.

11. Handani AR, Salim MN, Harris A, Budiman H. PENGARUH PEMBERIAN KACANG PANJANG (Vigna unguiculatTERHADAP STRUKTUR MIKROSKOPIS GINJAL MENCIT (Mus musculus) YANG DIINDUKSI ALOKSAN. Jurnal Medika Veterinaria. 2015;9(1).

12. Li J, Li Qx, Xie Xf, Ao Y, Tie Cr, piosenka Rj. Różnicowa rola dihydropirydynowego antagonisty wapnia nifedypiny, nitrendypiny i amlodypiny w wywołanej gentamycyną toksyczności kanalikowej u szczurów. Europejskie czasopismo farmakologii. 2009;620(1-3):97-104.

13. Edwards JR, Diamantakos EA, Peuler JD, Lamar PC, Prozialeck WC. Nowatorska metoda oceny martwicy komórek nabłonka kanalików proksymalnych w nienaruszonej nerce szczura przy użyciu homodimeru etydyny. Fizjologia J BMC. 2007;7(1):1.

14. Verpooten GA, Giuliano RA, Verbist L, Eestermans G, De Broe ME. Dawkowanie raz na dobę zmniejsza kumulację gentamycyny i netylmycyny w nerkach. J Farmakologia kliniczna Terapeutyki. 1989;45(1):22-7.

15. Fujiwara K, Shin M, Matsunaga H, Saita T, Larsson LI. Immunocytochemia pod mikroskopem świetlnym dla gentamycyny i jej zastosowanie do badania wychwytu leku w nerkach. J Środki przeciwdrobnoustrojowe Chemioterapia. 2009;53(8):3302-7.

16. Silverblatt F. Patogeneza nefrotoksyczności cefalosporyn i aminoglikozydów: przegląd aktualnych koncepcji. J Recenzje chorób zakaźnych. 1982;4(Suplement_2):S360-S5.

17. De Broe ME, Paulus GJ, Verpooten GA, Roels F, Buyssens N, Wedeen R i in. Wczesne działanie gentamycyny, tobramycyny i amikacyny na ludzką nerkę. J Nerka międzynarodowa. 1984;25(4):643-52.

18. Nonclercq D, Wrona S, Toubeau G, Zanen J, Heuson-Stiennon JA, Schaudies RP i in. Uszkodzenie kanalików i regeneracja nerki szczura po ostrej ekspozycji na gentamycynę: badanie przebiegu w czasie. J Niewydolność nerek. 1992;14(4):507-21.

19. Ramsammy LS, Josepovitz C, Kaloyanides GJ. Gentamycyna hamuje stymulację agonistyczną kaskady fosfatydyloinozytolu w pierwotnych hodowlach komórek kanalika proksymalnego królika oraz w korze nerkowej szczura. J Journal of Pharmacology Experimental Therapeutics. 1988;247(3):989-96.

20. Kaloyanides G. Interakcje lek-fosfolipid: rola w nefrotoksyczności aminoglikozydów. J Niewydolność nerek. 1992;14(3):351-7.

21. Regec AL, Trump BF, Trifilis AL. Wpływ gentamycyny na układ lizosomalny hodowanych ludzkich komórek kanalików proksymalnych: aktywność endocytotyczna, pH lizosomów i kruchość błony. J Farmakologia biochemiczna. 1989;38(15):2527-34.

22. Morales AI, Detaille D, Prieto M, Puente A, Briones E, Arévalo M i in. Metformina zapobiega eksperymentalnej nefropatii wywołanej gentamycyną poprzez szlak zależny od mitochondriów. J Nerka międzynarodowa. 2010;77(10):861-9.

23. Cuzzocrea S, Mazzon E, Dugo L, Serraino I, Di Paola R, Britti D i in. Rola ponadtlenku w nefropatii zależnej od gentamycyny u szczurów. European Journal of Pharmacology. 2002;450(1):67- 76.

24. Horibe T, Matsui H, Tanaka M, Nagai H, Yamaguchi Y, Kato K i in. Gentamycyna wiąże się z miejscem lektynowym kalretykuliny i hamuje jej aktywność opiekuńczą. J Biochemiczne Biophysical Research Communications. 2004;323(1):281-7.

25. Peyrou M, Hanna PE, Cribb AE. Cisplatyna, gentamycyna i p-aminofenol indukują markery stresu retikulum endoplazmatycznego w nerkach szczurów. J Nauki toksykologiczne. 2007;99(1):346-53.

26. Johnson D. Normalne wartości laboratoryjne 2014.

27. Fauzi A, Salasia SIO, Titisari N. Lipokalina związana z żelatynazą neutrofili (NGAL) jako potencjalny biomarker do wczesnego wykrywania ostrej niewydolności nerek. J Porównawcza patologia kliniczna. 2016;25(2):387-92.

28. Lameire N, Gospodarz EJCoicc. Refleksje na temat definicji, klasyfikacji i oceny diagnostycznej ostrej niewydolności nerek. 2004;10(6):468-75.

29. Devarajan P. Pojawiające się biomarkery ostrego uszkodzenia nerek. Ostre uszkodzenie nerek. 156: Wydawnictwo Kargera; 2007. s. 203-12.

30. Nguyen MT, Devarajan PJPn. Biomarkery do wczesnego wykrywania ostrego uszkodzenia nerek. 2008;23(12):2151.